Name: a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft
Uploaded: 2022-02-14T14:30:00
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Nos gustaría agradecer a Duke Large Animal Surgical Core y Duke Perfusion Services por su asistencia durante estos procedimientos. También nos gustaría agradecer a Paul Lezberg y TransMedics, Inc. por su apoyo.

NOTA: Se seleccionan dos hembras de cerdo yucateco, una designada para ser la donante de injerto cardíaco y la otra como receptora. Se recomiendan cerdos de 6 a 8 meses de edad, que pesen aproximadamente 30 kg y tengan tipos de sangre compatibles. La visión general del protocolo se muestra en la Figura 1. El alojamiento y los procedimientos de tratamiento para los cerdos se realizan de acuerdo con las pautas del Comité de Cuidado y Uso de Animales del Centro Médico de la Universidad de D...

<ol>
	<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+disease+and+stroke+statistics-2021+update:+A+report+from+the+American+Heart+Association.">Heart disease and stroke statistics-2021 update: A report from the American Heart Association.</a> Circulation. 143 (8), 254 (2021).</li><li>Stehlik, J., Kobashigawa, J., Hunt, S. A., Reichenspurner, H., Kirklin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Honoring+50+years+of+clinical+heart+transplantation+in+circulation:+in-depth+state-of-the-art+review.">Honoring 50 years of clinical heart transplantation in circulation: in-depth state-of-the-art review.</a> Circulation. 137 (1), 71-87 (2018).</li><li>Kadner, A., Chen, R. H., Adams, D. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+characterization+of+swine+leucocyte+antigen+class+II+genes+in+outbred+pig+populations.">Molecular characterization of swine leucocyte antigen class II genes in outbred pig populations.</a> Animal Genetics. 41 (4), 428-432 (2010).</li></ol>

La administración de terapias durante la perfusión ex vivo en el trasplante cardíaco ofrece una estrategia para modificar el aloinjerto y mejorar potencialmente los resultados del trasplante. El protocolo presentado aquí incorpora el almacenamiento de perfusión sanguínea normotérmica ex vivo de última generación y ofrece un potencial prometedor para probar la administración aislada de células, genes o inmunoterapias al aloinjerto 11,12,13.<...

La insuficiencia cardíaca es una afección que afecta a un estimado de 6 millones de adultos en los Estados Unidos y se proyecta que aumentará a 8 millones de adultos para el año 20301. El trasplante cardíaco es el tratamiento estándar de oro para la insuficiencia cardíaca en etapa terminal. Sin embargo, no está exento de limitaciones y complicaciones. Sigue estando limitado por el número de corazones de donantes disponibles, la disfunción primaria del injerto, el rechazo del corazón y los efectos secundarios de la inmunosupresión a largo plazo2. Estas limitaciones son particularmente importantes en los receptores jóvenes que pueden experimentar fracaso del aloinjerto y requieren un nuevo trasplante posterior para lograr una esperanza de vida normal.
Una intervención ideal para superar estas limitaciones trataría los aloinjertos cardíacos completos con terapias previas a la implantación en el receptor que pueden mejorar la viabilidad del aloinjerto y conferir "cardioprotección". Tales intervenciones se administrarían profilácticamente para minimizar la incidencia de insultos isquémicos, rechazo de aloinjertos, vasculopatía de aloinjerto cardíaco e incluso reparar aloinjertos marginales. Los estudios traslacionales para desarrollar este tipo de intervenciones requieren un modelo de trasplante cardíaco en animales grandes para permitir la vigilancia a largo plazo del injerto cardíaco. El modelo de trasplante cardíaco heterotópico porcino en posición intraabdominal ha demostrado ser ideal para este propósito. El trasplante de corazón en esta posición permite probar los efectos de las nuevas terapias y evaluar la inmunopatología del rechazo del injerto. Además, el modelo heterotópico es ventajoso sobre el modelo ortotópico debido a una mejor supervivencia general del receptor, sin necesidad de bypass cardiopulmonar y sin requisito del injerto para mantener la circulación del receptor3.
La administración efectiva de intervenciones terapéuticas al corazón, como la terapia génica, celular o inmunoterapia, es una barrera significativa para la aplicación clínica 4,5. La tecnología introducida por los dispositivos de perfusión ex vivo permite perfundir continuamente los injertos, manteniéndolos en un estado no funcional pero metabólicamente activo 6,7,8,9. Esto ofrece una oportunidad única para tratar todo un corazón con terapias avanzadas al tiempo que minimiza los posibles efectos secundarios de la administración sistémica 10,11,12,13. Otra ventaja de utilizar dispositivos de perfusión ex vivo para la administración terapéutica es que permiten la administración de medicamentos a la circulación coronaria durante períodos prolongados que no son factibles utilizando los métodos tradicionales de almacenamiento estático en frío. Esto permite una entrega más global de la terapéutica al injerto14. Usando el protocolo presentado aquí, entregamos con éxito el gen luciferasa de la luciérnaga a un injerto cardíaco porcino completo utilizando vectores adenovirales15. El objetivo de este protocolo es proporcionar un enfoque reproducible y robusto para lograr la administración de una terapia a todo el aloinjerto cardíaco antes del trasplante.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0 Looped Maxon suture</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>GMM-341L</td>
			<td>Used to close fascia of the laparotomy incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 Silk ties</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>S346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>18 G Angiocath</td>
			<td>BD</td>
			<td>381144</td>
			<td>Used to de-air the left ventricle of the donor heart after implantation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 Fr LV vent</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>12002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA11G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Silk ties</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>SA65H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>J259H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 Fr venous cannula</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>68124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8522</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Monocryl suture</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>Y469G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Prolene sutures</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>8521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal hair cutting clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>8786-452</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aortic clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Army Navy retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATF 40, Cell saver disposable set</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>9108494</td>
			<td>Cell saver device insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balfour retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU3042</td>
			<td>Used as an abdominal wall retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C.A.T.S cell saver</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>ES0019</td>
			<td>Cell saver device used to wash donor blood</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
			<td>Zoll</td>
			<td>M Series</td>
			<td>Cardiac defibrillator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castro needle holder</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH8589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG4 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P85-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CG8 iStat cartridges</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>03P88-25</td>
			<td>POC testing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH5902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery disposable pencil</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gerald forceps</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>NL1451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemotherm 400CE Dual Reservoir Cooler/Heater</td>
			<td>Cincinnati Sub-Zero</td>
			<td>86022</td>
			<td>Heater cooler used to regulate perfusion temperature on the ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iSTAT 1</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>04P75-03</td>
			<td>POC testing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kocher clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>SU2790</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>4200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large soft pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clip applier</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>50-4335</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium clips</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>2200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH2006-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Mortan</td>
			<td>301</td>
			<td>Used for skin incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel blade</td>
			<td>Kiato Plus</td>
			<td>18111</td>
			<td>Used for vascular incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS device with base</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OCS disposable</td>
			<td>TransMedics, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Ex vivo perfusion device insert with perfusion kits</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pacing cable</td>
			<td>Remington Medical</td>
			<td>FL-601-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric cardioplegia catheter (4Fr)</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>10218</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia to the donor aortic root</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric Foley catheter</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>RSH170003080</td>
			<td>Placed pre-op to decompress the recipient&#39;s bladder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potts scissors</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH13038</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure bag x2 (1,000 mL)</td>
			<td>Novaplus</td>
			<td>V4010H</td>
			<td>Used to deliver cardioplegia at a set pressure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Satinsky clamp</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH7305</td>
			<td>Vascular clamp used for creating anastomoses between donor heart and recipient vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Felco</td>
			<td>FELCO 200A-50</td>
			<td>Used to perform sternotomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small hard pledgets</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886867701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sternal retractor</td>
			<td>V. Mueller</td>
			<td>CH6950-007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary cardiac pacing wires</td>
			<td>Ethicon, Inc.</td>
			<td>TPW32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary dual chamber pacemaker</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>5388</td>
			<td>Cardiac pacing device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tourniquet kit</td>
			<td>Medtronic, Inc</td>
			<td>79005</td>
			<td>Rummel tourniquets</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Umbilical tape</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>8886861903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel loops</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>31145686</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a porcine heterotopic heart transplantation protocol for delivery of therapeutics to a cardiac allograft

El trasplante cardíaco es el tratamiento estándar de oro para la insuficiencia cardíaca en etapa terminal. Sin embargo, sigue estando limitado por el número de corazones de donantes disponibles y complicaciones como la disfunción primaria del injerto y el rechazo del injerto. El reciente uso clínico de un dispositivo de perfusión ex vivo en el trasplante cardíaco presenta una oportunidad única para tratar los aloinjertos cardíacos con intervenciones terapéuticas para mejorar la función y evitar respuestas perjudiciales del receptor. El establecimiento de un modelo traslacional de animales grandes para la administración terapéutica a todo el aloinjerto es esencial para probar nuevos enfoques terapéuticos en el trasplante cardíaco. El modelo de trasplante cardíaco heterotópico porcino en posición intraabdominal sirve como un excelente modelo para evaluar los efectos de las intervenciones novedosas y la inmunopatología del rechazo del injerto. Este modelo también ofrece supervivencia a largo plazo para el cerdo, dado que el injerto no es necesario para mantener la circulación del receptor. El objetivo de este protocolo es proporcionar un enfoque reproducible y robusto para lograr la administración ex vivo de una terapia a todo el aloinjerto cardíaco antes del trasplante y proporcionar detalles técnicos para realizar un trasplante heterotópico de supervivencia del corazón perfundido ex vivo .

Este grupo ha sobrevivido con éxito a 9 cerdos entre 5 y 35 días siguiendo el protocolo presentado aquí, dependiendo del diseño del estudio. De cada 10 cerdos que se han sometido a este protocolo, solo 1 murió prematuramente por complicaciones quirúrgicas, lo que arrojó una tasa de supervivencia del 90%. En la Figura 2 se muestra un diagrama de la configuración de un corazón heterotópico trasplantado en posición intraabdominal en un cerdo. Al determinar el sitio para la anastomosi...

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A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Presentamos un protocolo para la utilización de un sistema de perfusión sanguínea normotérmica ex vivo para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco completo en un modelo de trasplante de corazón heterotópico porcino.

Un protocolo de trasplante de corazón heterotópico porcino para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Este protocolo es el primero en describir cómo la terapéutica puede administrarse eficazmente a un aloinjerto cardíaco completo en el modelo animal grande de trasplante cardíaco. La principal ventaja de este protocolo es que permite a los investigadores probar los efectos de una terapia en un aloinjerto cardíaco completo durante largos períodos de tiempo después del trasplante. Esta técnica se puede utilizar para investigar intervenciones que prevengan el rechazo del aloinjerto cardíaco, la disfunción primaria del injerto, minimicen la necesidad de inmunosupresión postoperatoria o extiendan la vida útil de un aloinjerto cardíaco.Optimizar la exposición es la parte más desafiante del procedimiento de trasplante y requiere que varios miembros del equipo lo completen. Del mismo modo, se necesitan perfusionistas experimentados para coordinar y monitorear la perfusión ex vivo. Para comenzar, haga una incisión de 20 a 30 centímetros de largo usando la hoja número 10 desde el manubrium hasta el xifoide, dependiendo del tamaño del cerdo.Use electrocauterización para dividir el pectoral mayor desde el esternón hasta el xifoide, teniendo cuidado de dividir a lo largo de la línea media del esternón. Una vez bajado al esternón, puntúa la línea media y comienza la esternotomía desde la xifoidea dividiéndola con tijeras pesadas. Luego extienda la esternotomía cefálica después de cada corte.Separe sin rodeos el corazón del esternón usando barridos de dedos y complete la esternotomía a través del manubrio. Después de optimizar la exposición al campo quirúrgico utilizando un retractor esternal, identifique y retire el timo con electrocauterización ingresando el pericardio longitudinalmente desde el diafragma hasta la aorta y creando una cuna pericárdica utilizando suturas de seda. Divida completamente el tejido entre la aorta y la arteria pulmonar y visualice la ubicación del arco aórtico y el tronco braquicefálico para facilitar la colocación adecuada de la pinza cruzada aórtica.Usando tijeras y disección roma, libere circunferencialmente la vena cava superior y ate dos suturas de seda de tamaño cero alrededor de la vena cava superior. Aplique sutura de polipropileno de tamaño 4-0 a la aorta ascendente en forma de puntada en U y a la aurícula derecha de una manera de cuerda de bolso. Inserte una cánula de raíz aórtica pediátrica asegurada por la puntada en U colocada previamente.Y luego, después de desairear la cánula, asegúrese en su lugar con un torniquete Rummel. Conecte la cánula de la raíz aórtica al tubo de cardioplejia después de que el tubo se haya enjuagado con cardioplejia del Nido. Cree una atriotomía derecha dentro de la cuerda de monedero colocada anteriormente.Inserte una cánula venosa en el atrio derecho y asegúrela con un torniquete Rummel. Conecte la cánula venosa a una línea de succión estéril conectada a la cardiotomía del ahorrador celular y recolecte aproximadamente de 1 a 1.3 litros de sangre. Luego aplique la abrazadera cruzada aórtica, asegurándose cuidadosamente de que la abrazadera ocluya completamente la aorta ascendente.Después de colocar granizado de hielo estéril en el corazón, divida la vena cava inferior y superior justo proximal a la vena ácigos. La aorta a nivel del arco solo distal a la arteria innominada y la arteria pulmonar principal a la bifurcación. Identifique y liga las venas pulmonares, luego retire el corazón del tórax y colóquelo en un recipiente con hielo estéril.Para preparar la aorta para la colocación del conector aórtico, coloque cuatro suturas de polipropileno de tamaño 4-0 en una forma de colchón horizontal simple alrededor del interior de la aorta distal a una profundidad de cinco milímetros por debajo del borde cortado, y luego átelas hacia abajo. Mientras sostiene las suturas aórticas prometidas, inserte el conector aórtico en la aorta y ate una cinta umbilical alrededor de la aorta para asegurar el conector. Coloque una cuerda de polipropileno de tamaño 4-0 alrededor del borde del corte distal de la arteria pulmonar principal.Inserte la cánula de la arteria pulmonar y ate los extremos de la cuerda del bolso para asegurar la cánula. Luego conéctese a la cánula de la arteria pulmonar al conector de la arteria pulmonar en el dispositivo y asegúrelo con la corbata. Lleve el injerto preparado de la mesa trasera al dispositivo de perfusión ex vivo y conecte el conector aórtico al lugar del dispositivo.El ventilocuario del ventrículo izquierdo drena a través de la vena pulmonar desatada hacia la aurícula izquierda y a través de la válvula mitral hacia el ventrículo izquierdo. Usando la hoja número 10, haga una incisión en la piel de 20 a 30 centímetros de largo y luego continúe la disección hasta la fascia usando electrocauterización. Después de levantar la fascia y el peritoneo con dos abrazaderas Kocher, haga cuidadosamente una pequeña incisión en la cavidad peritoneal con tijeras Metzenbaum.Extienda la abertura peritoneal durante toda la longitud de la incisión mediante electrocauterización. Colocar un dedo debajo para proteger las vísceras subyacentes. Coloque un retractor Balfour para optimizar la exposición y retraiga el intestino delgado cranealmente usando una toalla húmeda.Lleve la disección hasta la aorta abdominal en la vena cava inferior, luego ligar los linfáticos con clips medianos y grandes. En la mesa posterior, cuando la vena pulmonar izquierda de la atrotomía donde se había insertado el ventrículo del ventrículo izquierdo está sobresaltada, recorte el aspecto distal de la aorta y la arteria pulmonar donde la unión a las cánulas puede haber aplastado el tejido. Coloque una abrazadera Satinsky en la vena cava inferior y cree una venotomía longitudinal que mida aproximadamente 1,5 centímetros utilizando la hoja número 11 y las tijeras de Pott.Anastomose el injerto de arteria pulmonar en la vena cava inferior infrarrenal del receptor de extremo a lado utilizando una sutura de polipropileno de tamaño 4-0. Luego, anastomosa el injerto de aorta en la aorta infrarrenal del receptor de extremo a lado utilizando una sutura de polipropileno de tamaño 4-0. Coloque cuidadosamente el corazón en el espacio retroperitoneal derecho, evitando la tensión en la anastomosis y la torcedura de los vasos.Luego reemplace el intestino delgado. Cierre la fascia con sutura Maxon tamaño cero de asa de manera corrida comenzando desde ambos extremos de la incisión y atando en el medio, evitando cualquier lesión en el intestino. Cierre la capa dérmica profunda con el tamaño 2-0 Vicryl en una forma de correr y la piel con el tamaño 4-0 Monocryl en una forma de correr.Se adquirieron varios parámetros de perfusión diferentes. Las tasas de flujo circulatorio se midieron desde la arteria pulmonar, la aorta y las arterias coronarias. También se midió la presión aórtica incluyendo la presión media, la presión sistólica, la presión diastólica.Durante la perfusión ex vivo, también se midió la frecuencia cardíaca y la temperatura del aloinjerto cardíaco. Durante el período de perfusión, se midió la saturación venosa mixta de oxígeno y los valores de hematocrito a partir del perfusato. La viabilidad del corazón heterotópico intrabdominal in situ 35 días indica un trasplante exitoso utilizando este protocolo.Lo más importante a recordar es seleccionar un sitio para el aloinjerto que minimice el potencial de tensión y torcedura de las anastomosis. Al seguir este procedimiento, el investigador podrá probar varios tipos diferentes de terapias para determinar sus efectos sobre las respuestas inmunológicas contra el aloinjerto, así como determinar la longevidad de un efecto terapéutico en el aloinjerto. Después de desarrollar este protocolo, nuestro grupo ha podido probar diferentes vehículos de vectores virales para la entrega de genes, así como un modelo para el rechazo agudo del alógrafo para obtener una comprensión de la fisiopatología del rechazo y la eficacia de la entrega de genes utilizando vectores virales.

Research

JoVE Journal

Medicine

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Investigación

Medicina

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Rata heterotópico abdominal Corazón / Trasplante de un solo pulmón en una configuración de volumen cargado

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Heterotópico renal autotrasplante en un modelo porcino: Un Protocolo de Paso a Paso

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

Left Lung Orthotopic Transplantation in a Juvenile Porcine Model for ESLP

Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en un modelo porcino juvenil para LESP

Lung transplantation is the gold-standard treatment for end-stage lung disease, with over 4,600 lung transplantations performed worldwide annually. ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...