Name: injection of porcine adipose tissue-derived stroma cells via waterjet technology
Uploaded: 2021-11-23T15:00:00
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Wir danken unseren Co-Autoren aus den Originalpublikationen für ihre Hilfe und Unterstützung.

Die Proben des Schweinefettgewebes stammen vom Institut für Experimentelle Chirurgie der Universität Tübingen. Alle Verfahren wurden von den örtlichen Tierschutzbehörden unter der Tierversuchsnummer CU1/16 genehmigt.
1. Isolierung von aus Schweinefettgewebe gewonnenen Stromazellen
<ol><li>Verwenden Sie porcines Fettgewebe, das vom Institut für Experimentelle Chirurgie in einem 50-ml-Zentrifugenröhrchen an das Labor geliefert wird.</li>
	<li>Das Gewebe in eine sterile ...

In der vorliegenden Studie demonstrierten und präsentierten wir einen Schritt-für-Schritt-Ansatz für das WJ-Zellabgabeverfahren und verwendeten eine Folge quantitativer Untersuchungen, um den Einfluss der WJ-Abgabe auf die zellulären Eigenschaften zu bewerten: zelluläre Lebensfähigkeit und biomechanische Merkmale (d.h. EM). Nach der WJ-Injektion waren 85,9% der geernteten Zellen lebensfähig. In Bezug auf die WN-Injektion behielten 97,2% der Zellen ihre Lebensfähigkeit nach der Injektion bei. Damit erfüllt der WJ...

Harninkontinenz (UI) ist eine weit verbreitete Erkrankung mit einer Prävalenz von 1,8 - 30,5% in der europäischen Bevölkerung 1 und ist in erster Linie durch Fehlfunktionen des Harnröhrenschließmuskels gekennzeichnet. Aus klinischer Sicht wird Patienten häufig eine chirurgische Behandlung angeboten, wenn konservative Therapien oder Physiotherapie die auftretenden Symptome nicht ansprechen und lindern.
Die Zelltherapie zur möglichen regenerativen Reparatur der Fehlfunktion des Schließmuskelkomplexes hat sich zu einem avantgardistischen Ansatz für die Behandlung der UI-Pathologieentwickelt 2,3. Seine Hauptziele sind der Ersatz, die Reparatur und die Wiederherstellung der biologischen Funktionalität des beschädigten Gewebes. In Tiermodellen für UI hat die Stammzelltransplantation vielversprechende Ergebnisse bei urodynamischen Ergebnissengezeigt 2,4,5. Stammzellen entstehen als optimale zelluläre Kandidaten, da sie die Fähigkeit zur Selbsterneuerung und multipotenten Differenzierung haben und so die betroffene Geweberegeneration unterstützen6. Trotz des bevorstehenden regenerativen Potenzials bleibt der praktische Einsatz der Zelltherapie behindert, da die minimal-invasive Abgabe von Zellen immer noch vor mehreren Herausforderungen hinsichtlich der Injektionspräzision und der Abdeckung des Ziels steht. Obwohl der derzeitige Ansatz für die Zellabgabe die Injektion durch ein Nadelspritzensystem7 ist, führt dies in der Regel zu einem Gesamtdefizit an lebensfähigen Zellen, wobei die berichteten Lebensfähigkeiten nach der Transplantation nur 1% bis 31% betragen8. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass die Zellabgabe über die Nadelinjektion auch die Platzierung, die Retentionsrate sowie die Verteilung der transplantierten Zellen in das Zielgewebe beeinflusst 9,10,11. Ein praktikabler, neuartiger Ansatz, der die oben genannte Einschränkung überwindet, ist die nadelfreie Zellabgabe mittels Wasserstrahltechnologie.
Die Waterjet (WJ) -Technologie entwickelt sich zu einem neuen Ansatz, der eine Hochdurchsatzabgabe von Zellen per Zystoskop unter visueller Kontrolle im Harnröhrenschließmuskelermöglicht 12,13. Der WJ ermöglicht die Zellabgabe bei unterschiedlichen Drücken (E = Effekte in bar) von E5 bis E8013. In der ersten Phase (Gewebepenetrationsphase) wird isotonische Lösung mit hohem Druck (d.h. E60 oder E80) aufgetragen, um die extrazelluläre Matrix, die das Gewebe umgibt, gezielt zu lockern und kleine miteinander verbindende Mikrolücken zu öffnen. In der zweiten Phase (der Injektionsphase) wird der Druck innerhalb von Millisekunden gesenkt (d.h. bis zu E10), um die Zellen schonend in das Zielgewebe zu bringen. Nach dieser zweistufigen Anwendung werden die Zellen beim Ausstoßen keinem zusätzlichen Druck gegen das Gewebe ausgesetzt, sondern schweben in einem Niederdruckstrom in einen flüssigkeitsgefüllten kavernösen Bereich13. In einem Ex-vivo-Modell, in dem Stammzellen über WJ in das kadaverische Harnröhrengewebe injiziert wurden, konnten lebensfähige Zellen anschließend aspiriert und aus dem Gewebe gewonnen und in vitro13 weiter ausgebaut werden. Obwohl eine Studie von Weber et al. aus dem Jahr 2020 die Machbarkeit und Anwendbarkeit von WJ zur Bereitstellung von Fußabdruck-freien Kardiomyozyten in das Myokard14 gezeigt hat, muss berücksichtigt werden, dass sich die WJ-Technologie noch in einem Prototypenstadium befindet.
Das folgende Protokoll beschreibt, wie Schweinefettgewebe-abgeleitete Stromazellen (pADSC) hergestellt und markiert werden und wie sie über die WJ-Technologie und Williams-Zystoskopie-Nadeln (WN) in Capture-Fluid- und Leichengewebe abgegeben werden. Nach der zellulären Injektion wird die zelluläre Vitalität und Elastizität mittels Rasterkraftmikroskopie (AFM) beurteilt. Über Schritt-für-Schritt-Anleitungen bietet das Protokoll einen klaren und prägnanten Ansatz zur Erfassung zuverlässiger Daten. Der Diskussionsteil stellt die wichtigsten Vorteile, Einschränkungen und Zukunftsperspektiven der Technik vor und beschreibt sie. Die WJ-Abgabe von Zellen sowie die hier berichteten Folgeanalysen nach der Translation ersetzen die Standardnadelinjektion und bieten einen soliden Zellabgaberahmen für die regenerative Heilung des Zielgewebes. In unseren jüngsten Studien haben wir den Nachweis erbracht, dass WJ Zellen im Vergleich zu Nadelinjektionen15,16 präziser und zumindest mit vergleichbarer Lebensfähigkeit lieferte.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>50 mL centrifuge tube</td>
			<td>Greiner BioOne</td>
			<td>227261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL BD Luer-LokTM Syringe</td>
			<td>BD Plastik Inc</td>
			<td>n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 &#181;m cell sieve</td>
			<td>Greiner BioOne</td>
			<td>542000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL centrifuge tube</td>
			<td>Greiner BioOne</td>
			<td>188271</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75 cm2 tissue culture flask</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>353136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM head</td>
			<td>(CellHesion 200) JPK</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM processing software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM system Cell Hesion 200</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-In-One-Al cantilever</td>
			<td>Budget Sensors</td>
			<td>AIO-10</td>
			<td>tip A, Conatct Mode, Shape: Beam 
			Force Constant: 0.2 N/m (0.04 - 0.7 N/m) 
			Resonance Frequency: 15 kHz (10 - 20 kHz) 
			Length: 500 &#181;m (490 - 510 &#181;m) 
			Width: 30 &#181;m (35 - 45 &#181;m) 
			Thickness: 2.7 &#181;m (1.7 - 3.7 &#181;m)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphotericin B solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A2942</td>
			<td>250 &#181;g/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atomic Force Microscope (AFM)</td>
			<td>CellHesion 200, JPK Instruments, Berlin, Germany</td>
			<td>JPK00518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Microlance 3 18G</td>
			<td>BD</td>
			<td>304622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bovine serum albumin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>A10008-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cantilever</td>
			<td>&#160;All-In-One-AleTl, Budget Sensors, Sofia, Bulgaria</td>
			<td>AIO-TL-10</td>
			<td>tip A, k &#188; 0.2 N/m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C-chip disposable hemocytometer</td>
			<td>NanoEnTek</td>
			<td>631-1098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>centrifuge: Rotina 420R</td>
			<td>Hettich Zentrifugen</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase, Type I, powder</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>17100-017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s Modified Eagle&#8217;s Medium - low glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5546</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Feather disposable scalpel (No. 10)</td>
			<td>Feather</td>
			<td>02.001.30.010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES sodium salt solution (1 M)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3662</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted phase contrast microscope (Integrated with AFM)</td>
			<td>AxioObserver D1, Carl Zeiss Microscopy, Jena, Germany</td>
			<td>L201306_03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>laboratory bags</td>
			<td>Brand</td>
			<td>759705</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#39;s L-15 medium without l-glutamine</td>
			<td>Merck</td>
			<td>F1315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz&#39;s L-15 medium without L-glutamine</td>
			<td>(Merck KGaA, Darmstadt, Germany)</td>
			<td>F1315</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>BE 17-605C1</td>
			<td>200 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LIVE/DEADTM Viability/Cytotoxicity Kit</td>
			<td>Invitrogen by Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>L3224</td>
			<td>Calcein AM and EthD-1 are used from this kit.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope software: Zen 2.6</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope: AxioVertA.1</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nelaton-Catheter female</td>
			<td>Bicakcilar</td>
			<td>19512051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-Streptomycin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>10000 U/ml Penicillin 
			10000 &#181;g/ml Streptomycin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish heater associated with AFM</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>T-05-0117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish heater associated with AFM</td>
			<td>JPK Instruments AG, Berlin, Germany</td>
			<td>T-05-0117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline (PBS)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Statistical Software: SPSS Statistics 22</td>
			<td>IBM</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Petri dish - CellStar</td>
			<td>Greiner BioOne</td>
			<td>664160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture dishes</td>
			<td>TPP AG</td>
			<td>TPP93040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture dishes</td>
			<td>TPP Techno Plastic Products AG, Trasadingen, Switzerland</td>
			<td>TPP93040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue 0.4% 
			0.85% NaCl</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>17-942E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T3924</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waterjet: ERBEJET2 device</td>
			<td>Erbe Elektromedizin GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Williams Cystoscopic Injection Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G14220</td>
			<td>23G, 5.0 Fr, 35 cm</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

injection of porcine adipose tissue-derived stroma cells via waterjet technology

Harninkontinenz (UI) ist eine weit verbreitete Erkrankung, die durch den Mangel des Harnröhrenschließmuskels gekennzeichnet ist. Regenerative Medizinzweige, insbesondere die Zelltherapie, sind neuartige Ansätze zur Verbesserung und Wiederherstellung der Funktion des Harnröhrenschließmuskels. Obwohl die Injektion aktiver funktioneller Zellen routinemäßig in klinischen Umgebungen mit Nadel und Spritze durchgeführt wird, haben diese Ansätze erhebliche Nachteile und Einschränkungen. In diesem Zusammenhang ist die Technologie des nadelfreien Wasserstrahls (WJ) eine praktikable und innovative Methode, die lebensfähige Zellen durch visuell geführte Zystoskopie in den Harnröhrenschließmuskel injizieren kann. In der vorliegenden Studie haben wir WJ verwendet, um porcine Fettgewebe-abgeleitete Stromazellen (pADSCs) in kadaverisches Harnröhrengewebe zu liefern und anschließend die Wirkung der WJ-Abgabe auf die Zellausbeute und -lebensfähigkeit zu untersuchen. Wir bewerteten auch die biomechanischen Eigenschaften (d.h. Elastizität) durch Rasterkraftmikroskopie (AFM) Messungen. Wir zeigten, dass die von WJ gelieferten pADSCs in ihrer zellulären Elastizität signifikant reduziert waren. Die Lebensfähigkeit war im Vergleich zu Kontrollen deutlich geringer, liegt aber immer noch über 80%.

Nach der Zellabgabe über die beiden Ansätze war die Lebensfähigkeit der über die WN gelieferten Zellen (97,2 ± 2%, n=10, p<0,002) höher als bei Injektionen durch WJ unter Verwendung der E60-10-Einstellungen (85,9 ± 0,16%, n=12) (Abbildung 2). Die Ergebnisse der biomechanischen Bewertung zeigten, dass: WN-Injektionen von Zellen in Einfangflüssigkeit zeigten keinen signifikanten Unterschied in Bezug auf die Elastizitätsmodule (EM; 0,992 kPa) im Vergleich zu den Kontrollen (1,176 kPa; ...

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Injection of Porcine Adipose Tissue-Derived Stroma Cells via Waterjet Technology

Wir stellen eine Methode der Zellinjektion mittels nadelfreier Wasserstrahltechnologie vor, die mit einer Folge von Untersuchungen nach der Entbindung in Bezug auf Zelllebensfähigkeit, Proliferation und Elastizitätsmessungen verbunden ist.

Injektion von aus Schweinefettgewebe gewonnenen Stromazellen mittels Wasserstrahltechnologie

Urinary incontinence (UI) is a highly prevalent condition characterized by the deficiency of the urethral sphincter muscle. Regenerative medicine ...

Wasserstrahlinjektionen von aktiven Komponenten wie Flüssigkeiten, Nanopartikeln, Mikropartikeln, verkapselten Medikamenten oder sogar lebenden Zellen können im Vergleich zu Nadelinjektionen in verschiedenen Geweben viel präziser angewendet werden. Minimal-invasive Ansätze erfordern eine präzise Lokalisierung des Medikaments in vorgegebenen Schichten des Zielgewebes durch Vorauswahl des Injektionsdrucks. Unser derzeitiger Schwerpunkt ist die Zelltherapie bei Harninkontinenz.Diese Technik wurde jedoch bereits auf die Regeneration von infiziertem Muskelgewebe nach schweren Herzinfarkten ausgedehnt. Derzeit kann die Technik nur von erfahrenen Forschern oder zugelassenen Ärzten in präklinischen Studien angewendet werden. Es ist nicht für den Einsatz in routinemäßigen Laborverfahren vorgesehen, da es für zukünftige klinische Zwecke entwickelt wird.Legen Sie zunächst die Harnröhre mit der Verbindungsblase, die von einem erwachsenen weiblichen Landrassenschwein seziert wurde, auf einen Schwamm, der die Elastizität des unteren Beckenbodens nachahmt. Bestimmen Sie dann mit der Blase die Ausrichtung der Harnröhre. Dies ist möglich durch die Lokalisation des Harnleiters und der drei Bänder, die die Blase in der Bauch- und Beckenhöhle fixieren.Nachdem Sie die Harnröhre richtig ausgerichtet haben, schneiden Sie sie mit Hilfe eines Katheters in Längsrichtung auf der Rückenseite auf. Nachdem Sie die Zelldichte der aus Schweinefettgewebe gewonnenen Stromazellen auf 2,4 mal 10 bis sechste Zellen pro Milliliter eingestellt haben, markieren Sie die Zellen mit einem grün fluoreszierenden membrandurchlässigen Lebendzellfleck, saugen Sie dann die Zellsuspension mit der Spritze ab und tragen Sie die zytoskopische Williams-Injektionsnadel auf. Als nächstes halten Sie die Nadel entweder kurz über die zwei Milliliter Wachstumsmedien in einem 15-Milliliter-Zentrifugationsröhrchen oder führen Sie die Nadel in das offene Harnröhrengewebe ein.Injizieren Sie in beiden Fällen manuell 250 Mikroliter der Zellsuspension. Zellen, die aus einer Injektionskuppel in die Kadaverharnröhre injiziert werden. Sammeln Sie die Zellen, die direkt durch Zentrifugation in das Medium injiziert werden.Für Zellen, die in die Kadaverharnröhre injiziert werden, saugen Sie sie mit einer 18-Gauge-Nadel, die auf eine Spritze aufgetragen wird, aus der Injektionskuppel ab. Die angesaugten Zellen in ein Zentrifugationsröhrchen geben und durch Zentrifugation pelletieren. Resuspendiert beide Zellpellets in vier Millilitern Wachstumsmedien.Um die Zellausbeute und Lebensfähigkeit zu bestimmen, mischen Sie 20 der Zellsuspension gründlich mit 20 Mikrolitern Trypanblau. Dann füllen Sie 10 Mikroliter dieser Mischung in jede Kammer des Hämozytometers. Unter dem Mikroskop zählen die Zellen in allen vier Eckquadraten.Zählen Sie die ungefärbten weißen Zellen als lebensfähige Zellen und die blau gefärbten Zellen als tote Zellen und berechnen Sie dann die Zellzahl pro Milliliter. Für Injektionen über den Wasserstrahl wird die Dichte der aus Schweinefettgewebe gewonnenen Stromazellen auf sechsmal 10 bis sechste Zellen pro Milliliter eingestellt. Beschriften Sie sie wie bereits gezeigt und füllen Sie die Zellsuspension in die Dosiereinheit des nadelfreien Wasserstrahlgeräts.Dann halten Sie die Einspritzdüse entweder kurz über den zwei Millilitern Wachstumsmedien in einem 15 Milliliter Zentrifugationsröhrchen oder kurz über das offene Harnröhrengewebe. Injizieren Sie in beiden Fällen 100 Mikroliter der Zellsuspension. Verwenden Sie Hochdruck für die Gewebepenetration, gefolgt von einer Niederdruckphase für Zellinjektionen.Zellen, die in die Kadaverharnröhre injiziert werden, bilden eine Injektionskuppel. Sammeln Sie Zellen, die direkt durch Zentrifugation in das Medium injiziert werden. Für Zellen, die in die Kadaverharnröhre injiziert werden, saugen Sie sie aus der Injektionskuppel ab.Übertragen Sie die angesaugten Zellen in ein Zentrifugationsröhrchen und pelletieren Sie sie mit Zentrifugation, wie bereits gezeigt. Nach der Zentrifugation beide Pellets in vier Milliliter Wachstumsmedien resuspendieren. Samen Sie die nach Injektionen in Gewebekulturschalen gewonnenen Zellen mit einer Dichte von fünfmal 10 bis zu den fünften Zellen pro Schale.Ersetzen Sie nach einer dreistündigen Inkubation bei 37 Grad Celsius und kurz vor der AFM-Messung die Wachstumsmedien durch drei Milliliter Leibovitz' L-15-Medien ohne L-Glutamin. Um die Elastizität einzelner Zellen zu messen, identifizieren Sie eine Zelle visuell und konzentrieren Sie sich darauf. Platzieren Sie dann die Computermaus in der Mitte der Zelle und positionieren Sie die AFM-Spitze direkt über dem Zellkern, um die Messgenauigkeit zu verbessern.Konzentrieren Sie sich als Nächstes auf den Ausleger und bewegen Sie ihn mit der Computermaus. Starten Sie dann die Messung mit run und messen Sie mindestens 50 Zellen. Der durch Kalibrierung des Auslegers erhaltene Sollwertparameter wird verwendet und eine Zelle wird dreimal gemessen.Die Lebensfähigkeit von Zellen, die durch die Williams-Nadel abgegeben wurden, war höher als bei Injektionen durch den Wasserstrahl mit den E60-10-Einstellungen. Die biomechanische Bewertung der Injektionen in der Auffangflüssigkeit ergab, dass Williams-Nadelinjektionen im Vergleich zu Kontrollen keinen signifikanten Unterschied in den Elastizitätsmodulen aufwiesen, während die Wasserstrahlinjektionen die zellulären Elastizitätsmodule signifikant um 40 bis 50% reduziertenIn ähnlicher Weise ergaben Williams-Nadelinjektionen in kadaverischen Harnröhrengewebeproben keinen signifikanten Unterschied in den zellulären Elastizitätsmodulen im Vergleich zu Kontrollen. Nach Wasserstrahlinjektionen wurde jedoch eine signifikante Reduktion von 51% beobachtet.Man muss nur sicherstellen, dass die Nadelinjektionen nicht vollständig in das Gewebe eindringen, das Verletzungen verursacht. Beim Wasserstrahl muss man das Gerät nur in der richtigen Position im Einspritzbereich platzieren, während der Rest automatisch vom Gerät selbst erledigt wird. Da das Wasserstrahlgerät so entwickelt wurde, dass es zu endoskopischen Geräten passt und passt, können Sie die Wasserstrahlanwendungen für jede Stelle im Körper verwenden, die durch diese zystoskopischen oder endoskopischen Technologien erreicht werden kann, um Gewebe zu regenerieren und die Reparaturarbeit zu erledigen.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

Forschung

Biotechnik

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Menschliches Knorpelgewebe Herstellung unter Verwendung von dreidimensionalen Inkjet-Drucktechnologie

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

An Injectable and Drug-loaded Supramolecular Hydrogel for Local Catheter Injection into the Pig Heart

Eine injizierbare and Drug belasteten supramolekulares Hydrogel für Lokale Catheter Injection in die Pig Herz

Regeneration of lost myocardium is an important goal for future therapies because of the increasing occurrence of chronic ischemic heart failure and the ...

Isolation of Murine Adipose Tissue-derived Microvascular Fragments as Vascularization Units for Tissue Engineering

Die Isolierung von murinen Fettgewebe stammenden mikrovaskuläre Fragmente als Vaskularisation Einheiten für Tissue Engineering

A functional microvascular network is of pivotal importance for the survival and integration of engineered tissue constructs. For this purpose, several ...

Generic Protocol for Optimization of Heterologous Protein Production Using Automated Microbioreactor Technology

Generischen Protokoll zur Optimierung der heterologen Proteinproduktion mit automatisierten Microbioreactor Technologie

A core business in industrial biotechnology using microbial production cell factories is the iterative process of strain engineering and optimization of ...

Microdissection of Primary Renal Tissue Segments and Incorporation with Novel Scaffold-free Construct Technology

Mikrodissektion primäre renale Gewebe Segmente und Einbindung mit neuartigen Gerüst-freie Konstrukt-Technologie

Kidney transplantation is now a mainstream therapy for end-stage renal disease. However, with approximately 96,000 people on the waiting list and only ...

Isolation and Decellularization of a Whole Porcine Pancreas

Isolation und Decellularization eine ganze Schweine Pankreas

Tissue engineering of the whole pancreas can improve current treatments for diabetes mellitus. The ultimate goal is to tissue engineer pancreas from an ...

High-resolution Imaging of Nuclear Dynamics in Live Cells under Uniaxial Tensile Strain

Hochauflösende Bildgebung von Kerndynamik in Live-Zellen unter Uniaxialer Tensile-Straße

Extracellular mechanical strain is known to elicit cell phenotypic responses and has physiological relevance in several tissue systems. To capture the ...

Encapsulated Cell Technology for the Delivery of Biologics to the Mouse Eye

Gekapselte Zelltechnologie für die Lieferung von Biologika an das Mausauge

Many current therapeutics under development for diseases of the posterior pole of the eye are biologics. These drugs need to be administered frequently, ...

Pancreatic Tissue-Derived Extracellular Matrix Bioink for Printing 3D Cell-Laden Pancreatic Tissue Constructs

Pankreasgewebe-abgeleitete extrazelluläre Matrix Bioink für den Druck 3D-Zell-Laden Pankreasgewebe Konstrukte

The transplantation of pancreatic islets is a promising treatment for patients who suffer from type 1 diabetes accompanied by hypoglycemia and secondary ...