Name: cd spectroscopy to study dna-protein interactions
Uploaded: 2022-02-10T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about CD Spectroscopy to Study DNA-Protein Interactions at JoVE.com

Forfatterne vil gerne takke Advanced Instrumentation Research Facility, JNU, for CD spektrofotometer. V.J. og A.D. blev støttet af et stipendium fra CSIR.

1. Arbejdskoncentration af reaktionskomponenterne
<ol><li>Arbejdskoncentrationerne af buffere til cd'er og andre reaktionskomponenter er frisklavet (se tabel 1), og hold dem på 4 °C, før reaktionerne opsættes. BEMÆRK: For de cd-reaktioner, der er beskrevet i dette papir, er arbejdskoncentrationerne af komponenter som følger: Natriumphosphatbuffer (pH 7,0) 1 mM, ATP 2 mM, DNA 500 nM, Protein 1 μM, MgCl2 10 mM, EDTA 50 mM, ADAADiN 5 μM.</li>
</ol><p class="jove_titl...

Formålet med denne artikel er at introducere CD-spektroskopiteknikken som en metode til at studere de kropslige ændringer, der forekommer i DNA'et i nærværelse af ATP-afhængige kromatin-remodelingproteiner, og at knytte disse kropslige ændringer til genekspression. CD-spektroskopi giver en hurtig og let tilgængelig metode til at studere de kropslige ændringer i DNA.

Et afgørende punkt, der skal overvejes for denne teknik, er renheden af DNA og protein. Det er tilrådeligt at s...

Cirkulær dichroisme (CD) er en spektroskopisk teknik, der bygger på den iboende chiralitet af biologiske makromolekyler, der fører til differentialabsorption af højrehåndet og venstrehåndet cirkulært polariseret lys. Denne differentialabsorption er kendt som cirkulær dichroisme. Teknikken kan derfor bruges til at afgrænse kropsbygning af biologiske makromolekyler, såsom proteiner og DNA, som begge indeholder chiral centre1,2.
Elektromagnetiske bølger indeholder både elektriske og magnetiske komponenter. Både de elektriske og de magnetiske felter svinger vinkelret på retningen af bølgeudbredelse. I tilfælde af upolariseret lys svinger disse felter i mange retninger. Når lyset er cirkulært polariseret, opnås to elektromagnetiske felter ved 90 ° faseforskel til hinanden. Chiralmolekyler viser cirkulær optisk rotation (birefringence), således at de vil absorbere det højrehåndede cirkulært polariserede lys og det venstrehåndede cirkulært polariserede lys i forskellige omfang3. Det resulterende elektriske felt vil blive sporet som en ellipse, en funktion af bølgelængden. Cd-spektret registreres således som elliptiskhed (q), og dataene præsenteres som Mean Rest Ellipticity som en funktion af bølgelængde.
For proteiners vedkommende er Cα af aminosyrer (undtagen glycin) chiral, og dette udnyttes ved cd-spektroskopi til at bestemme den sekundære struktur af denne makromolekyle4. Cd-spektret af proteinmolekyler registreres typisk i Langt UV-området. α-spiralformede proteiner har to negative bånd ved 222 nm og 208 nm og en positiv top ved 193 nm4. Proteiner med anti-parallel β-arks sekundær struktur viser en negativ top på 218 nm og en positiv top ved 195 nm4. Proteiner med uordnede strukturer viser lav elliptiskhed nær 210 nm og en negativ top ved 195 nm4. Således gør de veldefinerede spidsbelastninger/bånd til forskellige sekundære strukturer CD til et praktisk værktøj til at belyse de kropslige ændringer, der forekommer i proteinernes sekundære struktur under denaturering samt ligandbinding.
Nukleinsyrer har tre kilder til chiralitet: sukkermolekylet, den sekundære strukturs heliktighed og den langtrækkende tertiære bestilling af DNA i miljøet5,6. Cd-spektret af nukleinsyrer registreres typisk i intervallet 190 til 300 nm5,6. Hver kropsbygning af DNA, ligesom proteiner, giver et karakteristisk spektrum, selv om toppe / bånd kan variere med nogle grader på grund af opløsningsmiddel betingelser og forskelle i DNA-sekvenser7. B-DNA, den mest almindelige form, er karakteriseret ved en positiv top omkring 260-280 nm og en negativ top omkring 245 nm6. Tinder/bånd af B-form DNA er generelt små, fordi baseparret er vinkelret på dobbelthelixen, hvilket giver molekylet svag chiralitet. A-DNA giver et dominerende positivt højdepunkt på 260 nm og en negativ top omkring 210 nm6. Z-DNA, den venstrehåndede helix, giver et negativt bånd på 290 nm og en positiv top omkring 260 nm6. Dette DNA giver også en ekstremt negativ top ved 205 nm6.
Ud over disse konformationer kan DNA også danne triplexer, quadruplexes og hårnåle, som alle kan skelnes af CD-spektroskopi. Den parallelle G-quadruplex giver et dominerende positivt bånd på 260 nm, mens den anti-parallelle G-quadruplex giver et negativt bånd på 260 nm og en positiv top på 290 nm, hvilket gør det nemt at skelne mellem de to former for quadruplex strukturer6. Triplexes giver ikke et karakteristisk spektrum8. For eksempel viser spektret af et 36 nukleotidlangt DNA med potentiale til at danne et intramoleklekkulært tredobbelt helix indeholdende G.G.C og T.A.T-basepar i nærværelse af Na+ et stærkt negativt bånd ved 240 nm og en bred positiv top. Den brede positive top viser bidrag på 266, 273 og 286 nm. Den samme oligonuleotid i nærværelse af Na+ og Zn+ viser fire negative bånd (213, 238, 266 og 282 nm) og en positiv top på 258 nm. Således kan spektret af triplex DNA variere afhængigt af saltforhold8.
Ud over disse konformationer har CD-spektre gjort det muligt at identificere en anden form for DNA kaldet X-DNA. X-DNA dannes, når DNA-sekvensen indeholder alternative adenin- og thyminrester. Cd-spektret af X-DNA indeholder to negative toppe ved 250 og 280 nm. Meget lidt information er tilgængelig om X-DNA, selv om det er blevet spekuleret til at fungere som en vask for positiv supercoiling6,9. Ændringer i CD spektre kan også afsløre detaljer om ligand-protein interaktioner og derfor er blevet tilføjet til arsenal af molekylære metoder til påvisning af lægemiddel-protein interaktioner10,11,12,13,14. CD spektre er også blevet brugt til at overvåge ændringerne i den sekundære struktur af proteiner under foldeprocessen15. Tilsvarende cd-spektre kan også bruges til sondering ligand-DNA interaktioner16,17.
Cd-spektroskopi er således en nem og billig metode til at skelne mellem de forskellige former for DNA-kropsbygning, forudsat at der er adgang til ikke-så-billigt udstyr og software. Metoden er yderst følsom og hurtig. Det kræver kun en lille mængde DNA, hvilket giver det en kant over den alternative teknik med nuklear magnetisk resonans (NMR) spektroskopi. Titreringer med ligands og substrater er også nemme at udføre. Den største begrænsning er, at DNA'et skal være meget rent. Det er tilrådeligt at bruge polyacrylamidgelelektroforese (PAGE)-renset DNA.
De oplysninger, der er indhentet af CD-spektre, er hovedsagelig blevet brugt til at udlede protein strukturelle træk og til at identificere forskellige DNA-konforme. I denne undersøgelse er CD-spektre blevet brugt til at integrere resultaterne fra et in vivo Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) eksperiment for at afgrænse, om proteinet af interesse / forudsagt transskription faktor kan medføre en kropsbygningsændring i promotorregionen af dets effektor gener. Dette samarbejde hjælper med udviklingen af traditionelle CD-spektroskopiske teknikker ved at forudsige mekanismen for transskription regulering af den forudsagte transskription faktor på og omkring transskription start site (TSS) af en promotor.
Chromatin remodeling er en veldefineret mekanisme kendt for at regulere DNA metaboliske processer ved at gøre tæt pakket kromatin tilgængelig for forskellige lovgivningsmæssige faktorer såsom transskription faktorer, komponenter af DNA-replikation, eller skade reparation proteiner. De ATP-afhængige kromatin remodelers, også kendt som SWI / SNF familie af proteiner, er centrale remodeler proteiner til stede i eukaryote celler18,19. Phylogenetisk klyngedannelse har kategoriseret SWI / SNF-familien af proteiner i 6 undergrupper20: Snf2-lignende, Swr1-lignende, SSO1653-lignende, Rad54-lignende, Rad5/16-lignende og fjern. SMARCAL1, proteinet af interesse i denne undersøgelse, tilhører den fjerne undergruppe20. Dette protein er blevet brugt til at undersøge dets form for transskriptionel regulering ved hjælp af CD-spektroskopi.
De fleste af medlemmerne af atp-afhængige kromatin remodeling proteiner har vist sig at enten flytte eller smide nukleosomer eller mægle histone variant udveksling i en ATP-afhængige måde21,22. Nogle medlemmer af denne familie har imidlertid ikke vist sig at ombygge nukleosomer, f.eks. Selv om undersøgelser har vist, at SMARCAL1 forbinder med polyten kromosomer, eksperimentelle beviser vedrørende dens evne til at ombygge nukleosomer mangler23. Derfor blev det postuleret, at SMARCAL1 kan regulere transskription ved at ændre kropsbygning af DNA24. CD-spektroskopi gav en nem og tilgængelig metode til at validere denne hypotese.
SMARCAL1 er et ATP-afhængig kromatin remodeling protein, der primært fungerer som en udglødende helicase25,26,27. Det er blevet postuleret at modulere transskription ved at ombygge DNA-kropsbygning24. For at teste denne hypotese blev SMARCAL1's rolle i reguleringen af gentransskription under doxorubicin-induceret DNA-skade undersøgt. I disse undersøgelser blev SMARCAL1 anvendt til in vivoanalyse og ADAAD til in vitro-analyser28,29. Tidligere undersøgelser har vist, at ADAAD kan genkende DNA på en strukturafhængig, men sekvensafhængig måde30,31. Proteinet binder sig optimalt til DNA-molekyler, der besidder dobbeltstrengede til enkeltstrengede overgangsregioner, svarende til stem-loop DNA, og hydrolyser ATP 30,31.
In vivo-eksperimenter viste, at SMARCAL1 regulerer myc's, DROSHA's, DGCR8's og DICER's udtryk ved at binde sig til initiativregionerne28,29. Interaktionsområdet blev identificeret ved ChIP-eksperimenter28,29. ChIP-teknikken bruges til at analysere samspillet mellem et protein og dets cognate DNA i cellen. Dens mål er at afgøre, om specifikke proteiner, såsom transskriptionsfaktorer på initiativtagere eller andre DNA-bindingssteder, er bundet til specifikke genomiske områder. Proteinet bundet til DNA er først krydsbundet ved hjælp af formaldehyd. Dette efterfølges af isolering af kromatin. Den isolerede kromatin er forskåret til 500 bp fragmenter enten ved sonikering eller nuklease fordøjelse, og proteinet bundet til DNA er immunprecipiteret ved hjælp af antistoffer, der er specifikke for proteinet. Krydskædning er vendt, og DNA analyseres ved hjælp af enten polymerase kædereaktion (PCR) eller kvantitativ real-time PCR.
ChIP-resultaterne førte til hypotesen om, at SMARCAL1 muligvis formidler transskriptionel regulering ved at fremkalde en kropsbygningsændring i promotorregionerne af disse gener. QGRS-mapper og Mfold-software blev brugt til at identificere disse promotorregioners potentiale til at danne sekundære strukturer28,29. QGRS mapper bruges til at forudsige G-quadruplexes32, mens Mfold33 analyserer en sekvenss evne til at danne sekundære strukturer som stem-loops.
Efter sekundær strukturanalyse blev der udført yderligere in vitro-eksperimenter med rekombinant 6X His-tagged Active DNA-afhængige ATPase A Domain (ADAAD), kvæg homolog af SMARCAL1, renset fra Escherichia coli34. ATPase-analyser blev udført ved hjælp af ADAAD for at fastslå, at de identificerede DNA-sekvenser kunne fungere som effektorer28,29. Endelig blev cd-spektroskopi udført for at overvåge de kropslige ændringer, der blev induceret i DNA-molekylet af ADAAD28,29.
For at bevise, at proteinets ATPase-aktivitet var afgørende for at fremkalde en kropsbygningsændring i DNA-molekylet, blev der tilsat enten ethylendiamin tetraacesyre (EDTA) for at chelatere Mg+2 eller Active DNA-afhængige ATPase A Domain Inhibitor Neomycin (ADAADiN), en specifik hæmmer af SWI/SNF-proteinet, tilsat35,36 . Denne CD spektroskopiske teknik kan anvendes med ethvert renset protein, der er blevet påvist af ChIP eller enhver anden relevant analyse til at binde sig til en forudsagt genomisk region af en promotor.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>O3446I-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adenosine 5&#8242;-triphosphate disodium salt hydrate</td>
			<td>Sigmaaldrich</td>
			<td>A2383</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD Quartz Cuvette</td>
			<td>STARNA</td>
			<td>21-Q-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chirascan V100 CD spectrometer</td>
			<td>Applied Photophysics</td>
			<td>Not available</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA Disodium Salt Dihydrate</td>
			<td>SRL</td>
			<td>43272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutathione Sepharose 4B</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>17-0756-01</td>
			<td>Glutathione affinity chromatography</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hellmanex III cleaning solution</td>
			<td>Hellma</td>
			<td>9-307-011-4-507</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Lactic Dehydrogenase</td>
			<td>Sigmaaldrich</td>
			<td>&#160;L2625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Acetate Tetrahydrate</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>BP215-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride Hexahydrate</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>M33-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NADH disodium salt</td>
			<td>Sigmaaldrich</td>
			<td>10107735001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphoenolpyruvate Monocyclohexylammonium Salt</td>
			<td>SRL</td>
			<td>40083</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Acetate</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>P178-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvate Kinase</td>
			<td>Sigmaaldrich</td>
			<td>P1506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>S374-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate Monobasic Monohydrate</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>S369-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Synergy HT microplate reader</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>Not available</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris Base</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>BP152-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cd spectroscopy to study dna-protein interactions

Cirkulær dichroisme (CD) spektroskopi er en enkel og bekvem metode til at undersøge biomolekylernes sekundære struktur og interaktioner. Nylige fremskridt inden for CD-spektroskopi har gjort det muligt at studere DNA-proteininteraktioner og dna-overensstemmelsesdynamik i forskellige mikromiljø i detaljer for en bedre forståelse af transskriptionel regulering in vivo. Området omkring en potentiel transskriptionszone skal rulles ud, for at transskription kan forekomme. Dette er en kompleks proces, der kræver koordinering af histone modifikationer, binding af transskriptionsfaktoren til DNA og andre kromatin remodeling aktiviteter. Ved hjælp af CD-spektroskopi er det muligt at studere kropsbygningsændringer i promotorregionen forårsaget af regulatoriske proteiner, såsom ATP-afhængige kromatin remodelers, for at fremme transskription. De kropslige ændringer, der forekommer i proteinet, kan også overvåges. Derudover kan forespørgsler vedrørende proteinets affinitet mod dets mål-DNA og sekvensspecifikitet behandles ved at indarbejde mutationer i mål-DNA'et. Kort sagt kan den unikke forståelse af denne følsomme og billige metode forudsige ændringer i kromatindynamikken og derved forbedre forståelsen af transskriptionsregulering.

ADAAD stabiliserer en stilk-loop lignende struktur på MYC promotor Tidligere eksperimentelle beviser viste, at SMARCAL1 er en negativ regulator af MYC29. En analyse af den 159 bp lange promotorregion af MYC-genet af QGRS-mapper viste, at den forreste streng havde potentiale til at danne en G-quadruplex (tabel 2). Mfold viste, at begge dele af MYC DNA kunne danne en stilk-loop-lignende strukt...

Watch this Scientific Journal Video about CD Spectroscopy to Study DNA-Protein Interactions at JoVE.com

CD Spectroscopy to Study DNA-Protein Interactions

Samspillet mellem en ATP-afhængig kromatin remodeler med en DNA ligand er beskrevet ved hjælp af CD spektroskopi. De inducerede kropsbygningsændringer på en genpromotor analyseret af de genererede toppe kan bruges til at forstå mekanismen for transskriptionel regulering.

CD-spektroskopi til undersøgelse af DNA-proteininteraktioner

Circular dichroism (CD) spectroscopy is a simple and convenient method to investigate the secondary structure and interactions of biomolecules. Recent ...

Protokollen giver os mulighed for at visualisere ændringerne i den anden omstrukturering af DNA induceret af ATP-afhængige kromatin remodeling proteiner. Ændringen i DNA-strukturen kan korreleres med transskription regulering. Dette er en nem og meget følsom teknik, der bruger en meget lille mængde rent DNA til at registrere de strukturelle ændringer i oligonuleotid.Denne metode kan give indsigt i transskription regulering medieret af ATP-afhængige kromatin remodeling proteiner. Til at begynde med forberede arbejdskoncentrationer af buffere og andre reaktionskomponenter frisk og holde dem på fire grader Celsius, før du opretter reaktionerne, og derefter måle ATPase aktivitet af proteinet i nærværelse af forskellige DNA-molekyler ved hjælp af en NADH koblet oxidation assay. Bland 0,1 millimolar ADAAD, to millimolar ATP, 10 nanomolar DNA, og 1X REG buffer i en 96-brønd plade til et sidste volumen på 250 mikroliter.Inkuber derefter reaktionen i 30 minutter i en 37 grader Celsius inkubator og mål derefter mængden af NAD + ved hjælp af den software, der leveres sammen med mikropladelæseren. For at måle absorbansen ved 340 nanometer skal du klikke på NADH-analysen og placere 96-brøndpladen på pladeholderen i instrumentet og derefter klikke på læsepladeknappen for at registrere absorbansen. Saml cd-spektret i kvarts cuvettes med høj gennemsigtighed.Brug enten rektangulære eller cylindriske cuvettes. For at rengøre cuvettes skal du vaske dem med vand flere gange og derefter tage en scanning af vandet eller bufferen i cuvette for at kontrollere, om det er rent. Til reaktionerne skal du bruge PAGE-renset DNA-oligonukleotider.For hurtig afkøling opvarmes DNA'et ved 94 grader Celsius i tre minutter på varmeblokken og afkøles straks på is. For en langsom afkøling, efter opvarmning af DNA ved 94 grader Celsius i tre minutter, lad det køle til stuetemperatur med en hastighed på en grad Celsius i minuttet. For at registrere baseline spektre, oprette i alt fem kontrolreaktioner én efter én ud af 1,5 milliliter centrifuge rør.Hold reaktionsvolumen på 300 mikroliter i alle reaktioner. For at optage cd-spektret, oprette i alt fem eksperimentelle reaktioner én efter en ud af 1,5 milliliter centrifuge rør. Hvis du vil optage scanningen, skal du tænde for gassen og tænde for cd-spektrometeret.Efter 10 til 15 minutter tændes lampen, tænd for vandbadet og indstil holdertemperaturen til 37 grader Celsius. Åbn derefter cd-spektrumsoftwaren og indstil temperaturen til 37 grader Celsius, bølgelængdeområdet ved 180 til 300 nanometer, tiden pr. punkt til 0,5 sekunder og scanningsnummeret til fem, og klik derefter på pro-datafremviseren, lav en ny fil og omdøb den med detaljerne i eksperimentet og datoen. Derefter blandes basisreaktionerne og eksperimentelle reaktioner ved pipettering, og overfør forsigtigt reaktionsblandingerne en efter en til cuvette, så der ikke er luftbobler.Hvis du udfører et tidsforløbseksperiment, inkuberes reaktionerne ved 37 grader Celsius i den krævede tid, og tag derefter scanningen. Tilføj EDTA til bufferen, der indeholder DNA, ATP, magnesium og protein for at stoppe ATP hydrolyse. For helt at hæmme ATPase-aktiviteten skal du øge EDTA-koncentrationen og inkubationstiden.Træk basislinjerne fra de tilsvarende reaktioner i softwaren og udjævning af data enten i cd-spektrum software eller i data plotte software, derefter plotte en graf over bølgelængde mod gennemsnitlige rest elliptiskhed og analysere toppe. M-folder viste, at begge tråde af MYC DNA kunne danne en stilk loop-lignende struktur. De M-fold strukturer af den forreste og den omvendte DNA-sekvens, der indeholder G quadruplex GECE er vist her.Cd-spektret af hurtigt afkølede GECE i mangel af og tilstedeværelse af ATP og ADAAD viste, at ADAAD fremkalder to positive toppe, en ved 258 nanometer og den anden ved 210 nanometer. Tilføjelsen af EDTA ophæver denne kropsbygningsændring. CD-spektret har nu en negativ 210 nanometer peak og et bredt positivt bånd med toppe på 230 og 250 nanometer.QGRS-mapper og M-fold analyse viste, at initiativtagerregionerne DROSHA, DGCR8 og DICER har potentiale til at danne G quadruplex og stilklignende strukturer. Cd-spektret af DROSHA-par fem viste, at ADAAD fremkalder et negativt højdepunkt ved 210 nanometer og et positivt højdepunkt ved 260 nanometer. Dette spektrum er karakteristisk for ADNA.CD-spektret af DGCR8 par et viste en positiv top på 210 nanometer og en bred negativ top på 260 nanometer. Dette spektrum er karakteristisk for B til X overgang. For DGCR8-par syv blev der set stærke positive toppe på 210 og 270 nanometer og et negativt højdepunkt på 250 nanometer.Dette spektrum er karakteristisk for parallelle G quadruplex DNA-strukturer. Endelig blev der for DICER-parret et et positivt højdepunkt ved 210 nanometer og to negative toppe, det ene ved 230 nanometer og det andet ved 260 nanometer. Disse toppe er karakteristiske for en A til X DNA-overgang.Sørg for, at renheden af DNA og protein er 99% eller mere. Cuvette skal være ren, og basislinjen skal være mindre end en millidegree. Alle reagenser skal være rene, så baggrunden er mindre end en millidegree.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Fluorescence Anisotropy as a Tool to Study Protein-protein Interactions

Fluorescens Anisotropi som værktøj til at studere protein-protein interaktioner

Protein-protein interactions play an essential role in the function of a living organism. Once an interaction has been identified and validated it is ...

Biotinylated Cell-penetrating Peptides to Study Intracellular Protein-protein Interactions

Biotinylated celle-gennemtrængende peptider til at studere intracellulær Protein-protein interaktioner

Here we present a protocol to study intracellular protein-protein interactions that is based on the widely used biotin-avidin pull-down system. The ...

Using Three-color Single-molecule FRET to Study the Correlation of Protein Interactions

Ved hjælp af trefarvet enkelt-molekyle FRET at studere sammenhængen af Protein interaktioner

Single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer (smFRET) has become a widely used biophysical technique to study the dynamics of biomolecules. For ...

Measuring Interactions of Globular and Filamentous Proteins by Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy (NMR) and Microscale Thermophoresis (MST)

Measuring Interactions of Globular and Filamentous Proteins by Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy NMR and Microscale Thermophoresis MST

Måling af interaktioner af kugleformede og fintrådede proteiner af Kernemagnetisk resonans-spektroskopi (NMR) og individuel Thermophoresis (MST)

Filamentous proteins such as vimentin provide organization within cells by providing a structural scaffold with sites that bind proteins containing plakin ...

A Fluorescence Fluctuation Spectroscopy Assay of Protein-Protein Interactions at Cell-Cell Contacts

Et fluorescens udsving spektroskopi Assay af Protein-Protein interaktioner på celle-celle kontakter

A variety of biological processes involves cell-cell interactions, typically mediated by proteins that interact at the interface between neighboring ...

Atomic Absorbance Spectroscopy to Measure Intracellular Zinc Pools in Mammalian Cells

Atomabsorptionsspektroskopi til måling af intracellulære zink puljer i pattedyrsceller

Transition metals are essential micronutrients for organisms but can be toxic to cells at high concentrations by competing with physiological metals in ...

An Integrated Raman Spectroscopy and Mass Spectrometry Platform to Study Single-Cell Drug Uptake, Metabolism, and Effects

En integreret Raman spektroskopi og massespektrometri platform til at studere enkelt-celle stof optagelse, metabolisme, og effekter

Cells are known to be inherently heterogeneous in their responses to drugs. Therefore, it is essential that single-cell heterogeneity is accounted for in ...

In Vivo Hydroxyl Radical Protein Footprinting for the Study of Protein Interactions in Caenorhabditis elegans

In Vivo Hydroxyl Radical Protein Footprinting for the Study of Protein Interactions in Caenorhabditis elegans

I Vivo Hydroxyl Radical Protein Footprinting for studiet af proteininteraktioner i Caenorhabditis elegans

Fast oxidation of proteins (FPOP) is a hydroxyl radical protein footprinting (HRPF) method used to study protein structure, protein-ligand interactions, ...

Optical Tweezers to Study RNA-Protein Interactions in Translation Regulation

Optiske pincet til at studere RNA-Protein interaktioner i oversættelse forordning

RNA adopts diverse structural folds, which are essential for its functions and thereby can impact diverse processes in the cell. In addition, the ...

Dual-Color Fluorescence Cross-Correlation Spectroscopy to Study Protein-Protein Interaction and Protein Dynamics in Live Cells

Dual-Color Fluorescens Krydskorrelation Spektroskopi til undersøgelse protein-protein interaktion og protein dynamik i levende celler

We present a protocol and workflow to perform live cell dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy (FCCS) combined with F&#246;rster Resonance ...