Name: terminal h-reflex measurements in mice
Uploaded: 2022-06-16T12:30:00
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Die Autoren bedanken sich für die Unterstützung durch T. Akay, Dalhousie University, während eines Besuchs von MG in seinem Labor. Diese Arbeit wurde gefördert durch die Friebe-Stiftung (T0498/28960/16) und die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) - Projekt-ID 431549029 - SFB 1451.

Alle Versuche wurden in Übereinstimmung mit den europäischen und nationalen Tierschutzgesetzen und institutionellen Richtlinien durchgeführt und vom Landesamt für Natur-, Umwelt- und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen genehmigt (Az: 81-02.04.2019.A309). Das Protokoll ist optimiert für adulte Mäuse (ca. 8-16 Wochen alte C57Bl/6J Mäuse) und die Aufnahme der Vordergliedmaßen. Es kann leicht angepasst werden, indem die entsprechenden Nerven der Hintergliedmaße stimuliert und die Hinterpfotenmuskulatur aufgezeichn...

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	<li>Palmieri, R. M., Ingersoll, C. D., Hoffman, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Hoffmann+reflex:+methodologic+considerations+and+applications+for+use+in+sports+medicine+and+athletic+training+research.">The Hoffmann reflex: methodologic considerations and applications for use in sports medicine and athletic training research.</a> Journal of Athletic Training. 39 (3), 268-277 (2004).</li><li>Henneman, E., Somjen, G., Carpenter, D. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitability+and+inhibitibility+of+motoneurons+of+different+sizes.">Excitability and inhibitibility of motoneurons of different sizes.</a> Journal of Neurophysiology. 28 (3), 599-620 (1965).</li><li>Toda, T., Ishida, K., Kiyama, H., Yamashita, T., Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Down-regulation+of+KCC2+expression+and+phosphorylation+in+motoneurons,+and+increases+the+number+of+in+primary+afferent+projections+to+motoneurons+in+mice+with+post-stroke+spasticity.">Down-regulation of KCC2 expression and phosphorylation in motoneurons, and increases the number of in primary afferent projections to motoneurons in mice with post-stroke spasticity.</a> PLoS ONE. 9 (12), 114328 (2014).</li><li>Lee, S., Toda, T., Kiyama, H., Yamashita, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Weakened+rate-dependent+depression+of+Hoffmann&#8217;s+reflex+and+increased+motoneuron+hyperactivity+after+motor+cortical+infarction+in+mice.">Weakened rate-dependent depression of Hoffmann&#8217;s reflex and increased motoneuron hyperactivity after motor cortical infarction in mice.</a> Cell Death &amp; Disease. 5 (1), 1007 (2014).</li><li>Knikou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+H-reflex+as+a+probe:+Pathways+and+pitfalls.">The H-reflex as a probe: Pathways and pitfalls.</a> Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 1-12 (2008).</li><li>Wieters, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+to+spasticity+and+related+mouse+models.">Introduction to spasticity and related mouse models.</a> Experimental Neurology. 335, 113491 (2020).</li><li>Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+electrode+configuration+for+recording+electromyographic+activity+in+behaving+mice.">A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 36-42 (2005).</li><li>Akay, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+measurement+of+muscle+denervation+and+locomotor+behavior+in+individual+wild-type+and+ALS+model+mice.">Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice.</a> Journal of Neurophysiology. 111 (3), 694-703 (2014).</li><li>Haghighi, S. S., Green, D. K., Oro, J. J., Drake, R. K., Kracke, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depressive+effect+of+isoflurane+anesthesia+on+motor+evoked+potentials.">Depressive effect of isoflurane anesthesia on motor evoked potentials.</a> Neurosurgery. 26 (6), 993 (1990).</li><li>Chang, H. -. Y., Havton, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+urethane+and+isoflurane+on+external+urethral+sphincter+electromyography+and+cystometry+in+rats.">Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 295 (4), 1248-1253 (2008).</li><li>Nolan, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Section+4:+Nervous+system+(Br.+J.+Pharmacol).">Section 4: Nervous system (Br. J. Pharmacol).</a> Clinical pharmacology. , 295-310 (2012).</li><li>Struck, M. B., Andrutis, K. A., Ramirez, H. E., Battles, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+a+short-term+fast+on+ketamine-xylazine+anesthesia+in+rats.">Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 50 (3), 344-348 (2011).</li><li>Zandieh, S., Hopf, R., Redl, H., Schlag, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+ketamine/xylazine+anesthesia+on+sensory+and+motor+evoked+potentials+in+the+rat.">The effect of ketamine/xylazine anesthesia on sensory and motor evoked potentials in the rat.</a> Spinal Cord. 41 (1), 16-22 (2003).</li></ol>

Im Gegensatz zu den zuvor beschriebenen transkutanen H-Reflex-Messungen in der Maus6 bieten wir eine direktere und nervenspezifischere Messung an. Dieser neue Ansatz kann auf die Nerven der Vorder- und Hintergliedmaße (z. B. den Nervus medianus, ulnaris und radialis sowie den Nervus tibialis bzw. den Ischiasnerv) angewendet werden, wodurch diese Methode als diagnostisches Werkzeug an viele Krankheitsmodelle (z. B. Schlaganfall, Multiple Sklerose, Amyotrophe Lateralsklerose, Schädel-Hirn-Trauma u...

Der Hoffmann-Reflex (H-Reflex), benannt nach dem Physiologen Paul Hoffmann, kann durch elektrische Stimulation peripherer Nerven hervorgerufen werden, die Axone von sensorischen und motorischen Neuronen tragen, die von denselben Muskeln ausgehen und zu ihnen führen. Es ist das elektrisch induzierte Analogon des monosynaptischen Dehnungsreflexes und teilt sich den gleichen Weg1. Im Gegensatz zur Muskeldehnung resultiert der H-Reflex aus einer elektrischen Stimulation. Wenn periphere Nerven mit niedriger Stromintensität elektrisch stimuliert werden, werden die Ia-afferenten Fasern aufgrund ihres großen Axondurchmessers typischerweise zuerst depolarisiert2. Ihre Aktionspotentiale regen Alpha-Motoneuronen (αMNs) im Rückenmark an, die wiederum Aktionspotentiale auslösen, die über die αMN-Axone in Richtung Muskel wandern (Abbildung 1). Diese Kaskade erzeugt eine Muskelantwort mit kleiner Amplitude, die sich in der sogenannten H-Welle widerspiegelt. Durch die allmähliche Erhöhung der Reizintensität erhöht sich die Amplitude der H-Welle durch die Rekrutierung zusätzlicher motorischer Einheiten. Ab einer bestimmten Reizintensität werden in den dünneren Axonen der αMNs direkt Aktionspotentiale ausgelöst, die als M-Welle aufgezeichnet werden. Diese M-Welle tritt mit einer kürzeren Latenz auf als die H-Welle (Abbildung 2). Wird die Stimulationsintensität weiter erhöht, wird die Amplitude der M-Welle durch die Rekrutierung von mehr αMN-Axonen größer, während die H-Welle allmählich kleiner wird. Die H-Welle kann bei hohen Stimulusintensitäten durch antidrome Backpropagation von Aktionspotentialen in den αMN-Axonen unterdrückt werden. Diese ausgelösten Aktionspotentiale kollidieren mit denen der Ia-Stimulation und können sich so gegenseitig aufheben. Bei supramaximalen Reizintensitäten treten in allen MN-Axonen orthodrome (zum Muskel hin) und antidrome (zum Rückenmark hin) Aktionspotentiale auf; Ersteres führt zur maximalen M-Wellen-Amplitude (Mmax), während letzteres zur vollständigen Aufhebung des H-Reflexes3 führt.
Für die Beurteilung von Spastizität nach Schlaganfall (PSS) oder Rückenmarksverletzung (SCI) wurde der H-Reflex verwendet, um die neuronalen Grundlagen von Bewegung und Spastik beim Menschen zu beurteilen1. Eine verbesserte Quantifizierung der Veränderung des H-Reflexes zwischen Messungen und zwischen Probanden wird durch die Verwendung des Verhältnisses von H- und M-Welle (H/M-Verhältnis) erreicht. Alternativ wird die geschwindigkeitsabhängige Depression (RDD) mit einer Reihe von aufsteigenden Frequenzen (z. B. 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 und 5,0 Hz) gemessen. Die RDD spiegelt die Integrität von hemmenden Schaltkreisen wider, die durch Schlaganfall oder Rückenmarksverletzung gestört werden können. Wenn alle neuronalen Schaltkreise intakt sind, kommt es zu einer gleichmäßigen, frequenzunabhängigen Unterdrückung des H-Reflexes. Kommt es jedoch zu einer verminderten neuronalen Hemmung infolge eines Schlaganfalls oder einer Rückenmarksverletzung, nimmt die Unterdrückung des H-Reflexes mit zunehmender Stimulationsfrequenzab 4.
Die korrekte elektrophysiologische Ableitung mit Oberflächenelektroden kann eine Herausforderung darstellen und durch motorische Aufgaben, inhibitorische Mechanismen und die αMN-Erregbarkeit beeinflusst werden5. Bei der transkutanen Aufnahme bei Nagetieren wird eine Reizelektrode in der Nähe des Nervus tibialis und eine Aufzeichnungselektrode in der Nähe der zugehörigen Muskeln in der Vorderpfote platziert. Unserer Erfahrung nach ist die korrekte Platzierung der transkutanen Elektroden (Abbildung 1A) bei Nagetieren jedoch noch komplexer und variabler als die Platzierung der Oberflächenelektroden beim Menschen. Dies kann zu Unterschieden in Länge, Frequenz und Stimulationsintensität führen, die notwendig sind, um den H-Reflex auszulösen. Diese methodischen Herausforderungen könnten erklären, warum es nur eine sehr begrenzte Anzahl von H-Reflex-Messstudien gibt (z.B. in experimentellen Schlaganfallmodellen 3,4 und anderen Spastikmodellen6). Eine präzise (Langzeit-)Stimulation und Aufzeichnung des H-Reflexes an einzelnen Nerven könnte prinzipiell mit implantierbaren Elektroden erreicht werden, die den Zielnerv 7,8 umgeben. Aufgrund der anspruchsvollen Operation mit möglichen Nebenwirkungen für das Tier und der möglichen Instabilität der Sonde ist dieser Ansatz in der Praxis nicht zum Standard geworden. Die hier vorgestellte Methode erfordert auch einiges an chirurgischem Fachwissen. Es ermöglicht jedoch eine neuartige, präzise Stimulation und Aufzeichnung isolierter Nerven in vivo mit geringen Stimulationsintensitäten, wodurch eine gleichzeitige Stimulation benachbarter Nerven vermieden wird.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Absorbent underpad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>115-0684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AD converter</td>
			<td>Cambridge Electronic Design, UK</td>
			<td>CED 1401micro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amplifier</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital stimulator</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td>MS 501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMG electrodes</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td></td>
			<td>Two twisted, insulated copper wires (50 &#181;m outer diameter) were soldered to a male plug and connected to a differential amplifier.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye ointment</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Bepanthen</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass pipette</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td>-</td>
			<td>Prepare a glass pipette bent into a simple glass hook in the flame of a Bunsen burner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating box</td>
			<td>MediHeat</td>
			<td>MediHeat V1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>WPI</td>
			<td>61840 Heating pad</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hook electrodes</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td>-</td>
			<td>To produce the electrodes, bend stainless steel miniature pins into hooks at one end and insert into blunt cannulas to create direct mechanical contact. Solder the end of the cannula to copper wires (length approx. 50 cm), which are connected to either stimulation or recording device.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>Ketavet</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal probe</td>
			<td>WPI</td>
			<td>RET-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulator isolation unit</td>
			<td>Workshop Zoological Institute, UoC</td>
			<td>MI 401</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterilizer</td>
			<td>CellPoint Scientific</td>
			<td>Germinator 500</td>
			<td>Routine pre- and post-operative disinfection of the surgical equipment should be done by heat sterilization. Decontaminate instruments for 15 s in the heated glass bead bath (260&#176;C).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>WPI</td>
			<td>ATC200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

terminal h-reflex measurements in mice

Der Hoffmann-Reflex (H-Reflex) ermöglicht als elektrisches Analogon zum Dehnungsreflex die elektrophysiologische Validierung der Integrität neuronaler Schaltkreise nach Verletzungen wie Rückenmarksschäden oder Schlaganfall. Eine Zunahme der H-Reflexantwort ist zusammen mit Symptomen wie unwillkürlichen Muskelkontraktionen, pathologisch verstärktem Dehnungsreflex und Hypertonie im entsprechenden Muskel ein Indikator für eine Spastik nach einem Schlaganfall (PSS).
Im Gegensatz zu eher nervenunspezifischen transkutanen Messungen stellen wir hier ein Protokoll zur Quantifizierung des H-Reflexes direkt am Nervus ulnaris und medianus der Vorderpfote vor, das mit geringfügigen Modifikationen auf den Nervus tibialis und ischiadica der Hinterpfote anwendbar ist. Basierend auf der direkten Stimulation und der Anpassung an verschiedene Nerven stellt die Methode ein zuverlässiges und vielseitiges Werkzeug dar, um elektrophysiologische Veränderungen in spastizitätsbedingten Krankheitsmodellen zu validieren.

Wählen Sie aus den n = 15 Stimulationsversuchen pro Stimulationsfrequenz und Pfote mindestens n = 10 erfolgreiche Aufnahmen für die Analyse aus. Versuche mit Messfehlern (z.B. fehlende M-Welle) sind von der Analyse ausgeschlossen. Analysieren Sie jeden Versuch separat und generieren Sie einen Durchschnitt für spätere Gruppen-/Zeitvergleiche. Die Latenz zwischen Stimulation und Auftreten der M- und H-Welle wird für jeden Versuch aufgezeichnet. Unserer Erfahrung nach tritt die M-Welle ca. 2 ms nach der Stimulation und...

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Terminal H-reflex Measurements in Mice

Die klinische Abklärung der Spastik auf Basis des Hoffmann-Reflexes (H-Reflex) und mittels elektrischer Stimulation peripherer Nerven ist eine etablierte Methode. In dieser Arbeit stellen wir ein Protokoll für eine terminale und direkte Nervenstimulation zur Quantifizierung des H-Reflexes in der Vorderpfote der Maus zur Verfügung.

Terminale H-Reflex-Messungen bei Mäusen

The Hoffmann reflex (H-reflex), as an electrical analog to the stretch reflex, allows electrophysiological validation of the integrity of neural circuits ...

Der H-Reflex ermöglicht die elektrophysiologische Validierung der Integrität von neuronalen Schaltkreisen. Wir präsentieren ein terminales Protokoll zur Quantifizierung des H-Reflexes direkt an den Nerven der Vorderpfote bei Mäusen. Anders als bei herkömmlichen, eher nervenunspezifischen transkutanen Ableitungen variieren die Ergebnisse zwischen Mäusen und Messtagen weniger.Ähnlich wie bei H-Reflex-Ableitungen bei Patienten ermöglicht eine präzise Quantifizierung eine elektrophysiologische Charakterisierung in Krankheitsmodellen, z.B. Rückenmarksverletzung und Schlaganfall. Das Protokoll erfordert solide experimentelle Fähigkeiten in der Arbeit mit chirurgischen Geräten an Mäusen.Wenn Sie sich nicht sicher sind, wie Sie Nerven von Bindegewebe und Blutgefäßen trennen können, üben Sie zuerst. Das Verfahren wird von Frederique Wieters, einer Doktorandin aus meinem Labor, demonstriert. Legen Sie zunächst die 8 bis 16 Wochen alte erwachsene, anästhesierte C57 black/6J-Maus auf das abgedeckte Heizkissen und warten Sie, bis die Maus ruhig ist, die Atmung stabil ist und die Reflexe fehlen.Drehen Sie die Maus auf den Rücken. Fixieren Sie dann die Vorderpfoten mit Klebeband. Positionieren Sie das Tape so, dass die Messelektroden leicht in die Vorderpfoten eingeführt werden können.Um die Temperatur einer Maus zu messen, führen Sie eine rektale Sonde ein und fixieren Sie sie mit Klebeband. Tragen Sie Augensalbe auf, damit die Augen nicht austrocknen. Entfernen Sie das Fell vorsichtig mit einer feinen, abgerundeten Schere, während Sie die Haut mit einer Pinzette anheben.Machen Sie anschließend mit einer feinen, abgerundeten Schere einen einen Zentimeter großen Schnitt in die Haut entlang der ventroposterioren Achse der Vorderpfote. Entfernen Sie vorsichtig das Bindegewebe und legen Sie den darunter liegenden Muskel und Nerv frei. Entfernen Sie dann den freiliegenden Musculus pectoralis profundus mit einer Pinzette, um den Nervus medianus zu beurteilen.Entfernen Sie kleine Mengen Blut und Gewebsflüssigkeit mit weichem Seidenpapier. Schneiden Sie als Nächstes vorsichtig die Brust oder den Achselmuskel von oben nach unten durch, um das Nervenbündel freizulegen. Befreien Sie das Nervenbündel auf einer Länge von etwa 1,5 Zentimetern aus dem Binde- und Muskelgewebe.Trennen Sie den Nervus ulnaris und den Nervus medianus der Vorderpfote vorsichtig mit einer gebogenen Glaspipette. Der obere Nerv ist der Nervus ulnaris und der untere ist der Nervus medianus. Ordnen Sie die Stimulatorhakenelektroden parallel in einem Abstand von 0,5 bis einem Millimeter an und positionieren Sie den Doppelhaken mit einem Mikromanipulator in der Nähe des Nervs.Heben Sie den Nervus ulnaris mit dem Glashaken auf die Elektroden des Stimulationshakens. Ziehen Sie dann die Elektrode mit dem Nerv zurück und trennen Sie sie von den anderen Nerven. Platzieren Sie die Elektroden entlang der Längsachse der Pfote, um das Übersprechen zwischen den Muskeln zu reduzieren.Trocknen Sie die am Nerv befestigten Elektrodenhaken oberflächlich ab und tragen Sie Vaseline mit einer Spritze auf, um sie elektrisch vom angrenzenden Gewebe zu isolieren. Um den H-Reflex zu messen, positionieren Sie die Elektromyographie-Elektroden intramuskulär in der Vorderpfote. Positionieren Sie dann die Referenzelektrode subkutan in der Hintergliedmaße, die von einer Miniatur-Krokodilklemme gehalten wird.Wenn der Stimulator eingeschaltet ist, beobachten Sie eine erfolgreiche Stimulation als winziges Zucken der Vorderpfote. Der minimale Reizstrom, um die M-Welle und winzige sichtbare Zuckungen in der Vorderpfote hervorzurufen, liegt zwischen 10 und 50 Mikroampere. Führen Sie die Nervenstimulation 15 Mal mit jeweils 0,2 Millisekunden langen Impulsen durch.Mit Pausen von zwei Minuten zwischen den Stimuli wird die Frequenz von 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 auf 5 Hertz erhöht. Eine Illustration der Aufzeichnung, die in den Bahnen zur Messung des Hoffman-Reflexes und der Muskelantwort eingerichtet wurde, ist hier zu sehen. Das Verhältnis zwischen H- und M-Wellenamplitude wurde ausgewertet.Der Stimulus und das entsprechende Stimulationsartefakt wurden auf null Millisekunden eingestellt, gefolgt von der direkten M-Welle und dem anschließenden kleineren Peak, der die H-Welle darstellt. Die M-Welle tritt etwa zwei Millisekunden nach der Stimulation auf, die H-Welle nach sechs bis acht Millisekunden aufgrund der längeren Transitzeit durch das Rückenmark. Neben der Trennung der Nerven ist das Auftragen von Vaseline auf die Elektrode und auch zwischen den beiden Haken entscheidend.Dies ist ein endgültiges Experiment. In unserem Labor lieferte diese Technik einen neuen Goldstandard für die transkutanen H-Reflex-Ableitungen.

Research

JoVE Journal

Biology

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Prüfung der<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Tracheal Terminal-Cells durch Lichtmikroskopie

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A variety of cellular processes, both physiological and pathophysiological, require or are governed by calcium, including exocytosis, mitochondrial ...

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