Name: registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy
Uploaded: 2021-12-01T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Fluorescensundersøgelser af dette arbejde blev udført med økonomisk støtte fra Russian Science Foundation Grant (projekt nr. 19-15-00329). Metoden blev udviklet under finansiering fra regeringsopgaven for FRC Kazan Scientific Center of RAS АААА-А18-118022790083-9. Forskningen blev udviklet ved hjælp af udstyret fra Federal Research Center "Kazan Scientific Center of RAS". Forfatterne vil gerne takke Dr. Victor I. Ilyin for kritisk læsning af dette manuskript.

Forsøg blev udført på isolerede nervemuskelpræparater af levator auris longus (m. LAL) fra musene BALB/C (20-23 g, 2-3 måneder gamle)41. De eksperimentelle procedurer blev udført i overensstemmelse med retningslinjerne for brug af forsøgsdyr fra Kazan Federal University og Kazan Medical University i overensstemmelse med NIH Guide for pleje og brug af laboratoriedyr. Forsøgsprotokollen opfyldte kravene i De Europæiske Fællesskabers rådsdirektiv 86/609/EØF og blev godkendt af de...

Metoden til at indlæse Ca2+-følsomt farvestof i musenerveender gennem nervestubben og til registrering af en hurtig calciumtransient ved hjælp af et konfokalmikroskop er præsenteret i denne artikel. Som et resultat af implementeringen af denne belastningsmetode havde de fleste synapser placeret tæt på nervestubben et tilstrækkeligt fluorescensniveau til at muliggøre registrering af calciumindtræden i nerveenderne som reaktion på lavfrekvent stimulering af motornerven.
I mo...

Problemet med at måle hurtige calciumbølger i excitable celler er et af de vigtigste og mest udfordrende aspekter ved at studere signaloverførsel i det centrale og perifere nervesystem. Calciumioner spiller en vigtig rolle i udløsning af frigivelse af neurotransmitter, synaptisk plasticitet og modulering af aktiviteten af forskellige intracellulære proteiner 1,2,3,4,5. At studere calciumsignalering er også vigtigt for at finde måder at behandle neurodegenerative sygdomme6. For at måle ændringer i calciumniveauerne anvendes fluorescerende calciumfølsomme farvestoffer almindeligvis, og ændringer i deres fluorescensniveau analyseres 7,8,9.
Påfyldning af calciumfarvestoffer i celler kan opnås på forskellige måder. Overvejende anvendes celle-permeant farvestoffer10,11. I et sådant tilfælde er det imidlertid ikke kun svært at kontrollere koncentrationen af et farvestof inde i cellen, men det er også svært at vælge målceller til belastning. Denne metode kan ikke anvendes til at studere perifere nerveender, da farvestoffet kommer ind i postsynaptiske celler. I stedet er celle impermeant farvestoffer mere egnede til sådanne præparater. I dette tilfælde leveres farvestofferne til cellerne ved mikroinjektion eller gennem en patchpipette12,13,14. Der er også en metode til lastning gennem en nervestub. Sidstnævnte metode er bedst egnet til neuromuskulære junction præparater 15,16,17,18,19,20. Det tillader kun at udføre farvning for celler af interesse. Selvom denne metode ikke giver en nøjagtig evaluering af koncentrationen af farvestoffet i målcellen, kan koncentrationen estimeres omtrent ved at sammenligne niveauet af fluorescens af cellerne i hvile i opløsninger med en kendt koncentration af calcium21. I denne undersøgelse præsenteres en ændring af denne metode anvendt på synapser af pattedyr.
Calciumindgang under den depolariserende fase af handlingspotentialet er en hurtig proces, især i det neuromuskulære kryds; Derfor kræves passende udstyr til registrering1. En nylig undersøgelse ved hjælp af et spændingsfølsomt fluorescerende farvestof viste, at varigheden af handlingspotentialet i en mus' perifere synapse er ca. 300 μs22. Calcium forbigående, evalueret ved hjælp af calciumfølsomme farvestoffer i frøens perifere synapser, har en længere varighed: stigningstiden er ca. 2-6 ms og henfaldstiden er ca. 30-90 ms, afhængigt af det anvendte calciumfarvestof23,24. For at måle hurtige processer ved hjælp af fluorescerende farvestoffer anvendes CCD- eller CMOS-kameraer generelt med hurtige og følsomme CCD-matricer. Disse kameraer har imidlertid ulempen ved lav opløsning, begrænset af størrelsen af de følsomme elementer i matrixen25,26,27,28. De hurtigste kameraer med tilstrækkelig følsomhed til at registrere både handlingspotentialer og calciumtransienter som reaktion på lavfrekvent stimulering af celler har en scanningsfrekvens på 2.000 Hz og en matrix med en dimension på 80 x 8029. For at opnå signaler med en højere rumlig opløsning anvendes konfokal mikroskopi, især hvis det er nødvendigt at vurdere nogle volumetriske ændringer i signalet30,31,32. Men det skal huskes, at konfokal mikroskopi har en høj scanningshastighed i linjescanningstilstand, men der er stadig betydelige begrænsninger på hastigheden af optagelser af hurtige processer, når man bygger et rumligt billede33. Der er konfokale mikroskoper baseret på roterende Nipkow-diske (spalte-scanningsmikroskopi) og Multipoint-Array Scannere, som har en højere scanningshastighed. Samtidig er de ringere end de klassiske konfokale mikroskoper i konfokal billedfiltrering (pinholes krydstale for mikroskoper med en Nipkow-disk)32,34,35. Konfokal billeddannelse med resonansscanning kan også give en høj spatio-temporal opløsning, der kræves til høje tidsmæssige målinger36. Vær dog opmærksom på, at registrering af svage fluorescerende responser ved høj scanningshastighed ved brug af resonansscannere kræver meget følsomme detektorer såsom hybriddetektorer36.
Denne artikel præsenterer en metode til at øge den tidsmæssige opløsning af signaler, der er optaget med laserscanning konfokal mikroskopi (LSCM), samtidig med at denrumlige opløsning opretholdes. Den nuværende metode er en videreudvikling af de metoder, der er beskrevet tidligere og overført til LSCM-platformen38,39,40. Denne tilgang kræver ikke ændringer i mikroskophardwaren og er baseret på anvendelse af en algoritme til optagelse af periodisk fremkaldte fluorescerende signaler med et tidsskift i forhold til stimuleringsøjeblikket.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Capillary Glass</td>
			<td>Clark Electromedical instruments, UK</td>
			<td>GC150-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal and multiphoton microscope system Leica TCS SP5 MP</td>
			<td>Leica Microsystems , Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flaming/Brown Micropipette Puller P 97</td>
			<td>Sutter Instrument, USA</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow regulator</td>
			<td>KD Medical GmbH Hospital Products, Germany</td>
			<td>KD REG</td>
			<td>Disposable infusion set with Flow regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>H0887</td>
			<td>100mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illumination system Leica CLS 150X</td>
			<td>Leica Microsystems, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health, USA</td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las AF software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las X software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td>https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Holder with Suction Tubing</td>
			<td>BIOSCIENCE TOOLS, USA</td>
			<td>MTH-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microspin FV 2400</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010201-AAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine science tools, Canada</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-spin MSC 3000</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010205-AAN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oregon Green 488 BAPTA-1 pentapotassium salt</td>
			<td>Molecular Probes, USA</td>
			<td>O6806</td>
			<td>500 &#956;g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>720210</td>
			<td>0.5-10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tip</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>781349</td>
			<td>10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasticine</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-use hypodermic needles</td>
			<td>Bbraun</td>
			<td>100 Sterican</td>
			<td>0.4&#215;40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreadsheet program</td>
			<td>Microsoft, USA</td>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope, Leica M80</td>
			<td>Leica Microsystems , Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction electrode</td>
			<td>Kazakov A. SIMPLE SUCTION ELECTRODE FOR ELECTRIC STIMULATION OF BIOLOGICAL OBJECTS / A. Kazakov, M. Alexandrov, N. V. Zhilyakov et al. // International research journal.&#160;- 2015. - No. 9 (40) Part 3. - P. 13-16.</td>
			<td></td>
			<td>http://research-journal.org/biology/prostoj-vsasyvayushhij-elektrod-dlya-elektricheskoj-stimulyacii-biologicheskix-obektov/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 elastomer</td>
			<td>Dow Corning, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>0.5 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>60 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy

Estimering af det præsynaptiske calciumniveau er en nøgleopgave i at studere synaptisk transmission, da calciumindgang i den presynaptiske celle udløser en kaskade af begivenheder, der fører til frigivelse af neurotransmitter. Desuden formidler ændringer i præsynaptiske calciumniveauer aktiviteten af mange intracellulære proteiner og spiller en vigtig rolle i synaptisk plasticitet. At studere calciumsignalering er også vigtigt for at finde måder at behandle neurodegenerative sygdomme på. Det neuromuskulære kryds er en passende model til undersøgelse af synaptisk plasticitet, da den kun har en type neurotransmitter. Denne artikel beskriver metoden til at lægge et calciumfølsomt farvestof gennem det afskårne nervebundt i musenes motoriske nerveender. Denne metode gør det muligt at estimere alle parametre relateret til intracellulære calciumændringer, såsom basalkalciumniveau og calciumtransient. Da tilstrømningen af calcium fra cellens ydre til nerveterminalerne og dets binding / binding til det calciumfølsomme farvestof forekommer inden for et par millisekunder, kræves der et hurtigt billeddannelsessystem for at registrere disse hændelser. Faktisk bruges højhastighedskameraer ofte til registrering af hurtige calciumændringer, men de har parametre for lav billedopløsning. Protokollen, der præsenteres her til registrering af calciumtransient, tillader ekstremt god rumlig-tidsmæssig opløsning tilvejebragt ved konfokal mikroskopi.

Efter at præparatet var fyldt med farvestof i henhold til den præsenterede teknik, havde de fleste synapser placeret tæt på nervestubben et tilstrækkeligt fluorescensniveau (se figur 2). Efter påfyldning af præparatet med farvestoffet og anvendelse af den beskrevne metode til registrering og billedbehandling blev der opnået calciumtransienter med den ønskede rumlige og tidsmæssige opløsning (se figur 4). Calciumtransienten er blevet genvundet ved den ...

Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy

Protokollen beskriver metoden til at indlæse et fluorescerende calciumfarvestof gennem den afskårne nerve i musemotoriske nerveterminaler. Derudover præsenteres en unik metode til registrering af hurtige calciumtransienter i de perifere nerveender ved hjælp af konfokal mikroskopi.

Registrering af calciumtransienter i musens neuromuskulære krydsning med høj tidsmæssig opløsning ved hjælp af konfokal mikroskopi

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a ...

Estimering af et præsynaptisk calciumniveau er en nøgleopgave i studiet af synaptisk transmission. At studere calciumsignalering er også vigtigt for at finde måder at behandle neurodegenerative sygdomme på. Den største fordel ved den præsenterede belastningsteknik er, at farvningen kun er udført for cellerne af interesse.Vores metode til registrering af calciuminforfalskning giver ekstremt god rumlig-tidsmæssig opløsning. Den præsenterede registreringsmetode kan være nyttig for neurofysiologer, der har brug for at registrere hurtige periodiske processer ved hjælp af et konfokalmikroskop. Det sværeste trin i belastningsteknikken er at holde nerven inde i pipetten.Pipettens diameter skal være perfekt pasformet, så lav nogle flere. At kende alle trin i protokollen er komplicerede, og at demonstrere hver af dem vil hjælpe meget. Begynd med at fastgøre levator auris longus muskelvæv på en let strakt måde i den elastomerbelagte petriskål med de fine rustfri stålstifter og tilsæt Ringers opløsning til skålen, indtil musklen er helt dækket.Brug derefter en mikropipettetrækker til at forberede en mikropipette med en fin skarp spids til de intracellulære optagelser. Brug kapillærer uden indvendige filamenter. Efter at have scoret konusen med et slibemiddel, skal du afbryde mikropipettespidsen og efterlade en spids åben til ca. 100 mikrometer i diameter.Derefter ildpolerer spidsen, indtil den indvendige diameter krymper fra 80 mikrometer til 12 mikrometer. Når du er færdig, skal du fastgøre et silikonerør til den ene side og en sprøjte uden en nål til den anden side af påfyldningspipetten. Under et stereomikroskop finder du, hvor nervestammen bliver til separate nervegrene.Placer påfyldningspipetten på petriskålen med voks, og flyt derefter pipettespidsen, indtil den står over nerven. Skær nerven tæt på muskelfiberen med en fin saks, og efterlad et lille stykke af nervestubben, cirka en millimeter lang. Derefter suges nervestubben med noget Ringers opløsning ind i spidsen af påfyldningspipetten uden at klemme nerven.Når du er færdig, skal du fjerne silikonerøret fra påfyldningspipetten. Senere skal du bruge en sprøjte med et langt glødetråd til at trække farvestofbelastningsopløsningen. Indsæt derefter glødetrådspidsen med påfyldningsopløsningen i påfyldningspipetten, og slip blandingen på nervestubben, efterfulgt af inkubation af nervepræparatet ved stuetemperatur i mørke i 30 minutter.Efter inkubationen skylles nervepræparatet med frisk Ringer-opløsning, inden det behandles med 50 ml Ringers opløsning i et glasbæger ved 25 grader Celsius i to timer. Til den konfokale mikroskopi monteres nervepræparatet i et siliciumelastomerbelagt eksperimentelt kammer og fastgøres det let strakt med et sæt stålmikronåle. Skyl derefter præparatet grundigt med Ringer's opløsning.Installer en sugeelektrode på kammeret. Efter montering af forberedelseskammeret på mikroskoptrinnet skal du placere indløbs- og udløbsbeslagene i kammeret. Tænd for et tyngdekraftsstrømningsdrevet system for at fjerne overskydende opløsning fra præparatet.Når du er færdig, skal du tilslutte den stimulerende sugeelektrode til en elektrisk stimulator og sikre, at muskelsammentrækninger opstår efter stimuli. Fyld derefter perfusionssystemet op med Ringers opløsning indeholdende 10 mikromolære d-tubocurarin, og tænd for perfusionssugepumpen for at starte perfusion. I laserscanningskonfokalmikroskopet eller LSCM-softwaren skal du vælge elektrofysiologi og erhvervelsestilstand for at indstille billedparametre.I jobmenuindstillingerne skal du vælge udløserindstillingerne for at udløse stimulatoren med mikroskopsynkroniseringspulsen og indstille udløseren på rammefeltet til OUT 1-kanalen. Drej scanningstilstanden til XYT med en scanningsfrekvens på 1.400 hertz. Zoomfaktoren skal være 6,1 med pinhullet helt åbent.Sørg for, at sekventiel, transpassing, tovejs X-tilstand er slået til, og indstil derefter minimumstiden for at danne en ramme til 52 millisekunder, og saml billeder i en rå video til 20 billeder. Indstil excitationsbølgelængden af argonlaseren til 488 nanometer med 8% af udgangseffekten. Når parametrene er indstillet, skal du trykke på live-tilstandsknappen for at få en live forhåndsvisning af nerveterminaler fyldt med farvestoffet.I live-tilstand skal du søge efter interesseområdet eller ROI for at få det bedste fokus. Skift derefter forsinkelsen på stimulatoren med to millisekunder mindre i forhold til den forrige værdi, og kør dataindsamlingssoftwaren for at erhverve 26 sekvenser ved at skifte hver sekvens to millisekunder fra den forrige. Hvis du vil behandle de optagne videoer, skal du køre Leica Application Suite X eller LAS X-softwaren og åbne det oprettede projekt.Klik derefter på eksport og gem som for at gemme rammer i TIF-format i destinationsmappen. Kør derefter ImageJ-softwaren og klik på fil, import og billedsekvens. I det åbne billedsekvensvindue skal du vælge destinationsmappen og åbne den første ramme.Fra sekvensindstillingerne skal du gå til startbilledfeltet og indstille rammenummeret til et for den første ramme. Indstil derefter værdien i trinfeltet svarende til antallet af rammer i den indledende signaloptagelse, før du klikker på okay. For at gemme den genererede fil med syede første rammer i en separat mappe skal du klikke på fil-, gem- og mappefanerne i rækkefølge.Gentag procedurerne for 19 rammer ved at indstille det tilsvarende rammenummer i startbilledfeltet. Når alle billederne er hentet, skal du klikke på fil, import og billedsekvens for at vælge en i startbilled- og trinfelterne. Den endelige video med alle rammerne syet sammen med øget tidsmæssig opløsning kan ses.Gem derefter videofilen i TIF-format. For at analysere den syede video skal du klikke på billede, stakke, værktøjer og staksorterer. Gå derefter til analyse, værktøjer og ROI manager.Træk og slip den TIF-fil, der tidligere er gemt i ImageJ-vinduet, og udvid derefter billedet for at få en bedre visning. For at forbedre billedvisualiseringen skal du klikke på billedet, justere, for at vende lysstyrkekontrasten til auto. Sæt baggrunden tæt på nerveterminalen ved at tegne ROI og tilføje værdi til ROI-manageren.Beregn derefter baggrunden ved at klikke på mere og multi mål. Kopier middelværdier, der skal indsættes i regnearksprogrammet. Beregn derefter gennemsnitsværdien.Træk derefter den beregnede gennemsnitsværdi fra stablerne ved at klikke på proces, hoved og subtraher. Indtast den opnåede værdi, og træk ROI omkring en nerveterminal via en polygonlinje, før du tilføjer den til ROI-manageren. Mål den forbigående intensitet af nerveterminalen ved at klikke på flere og multimålefaner.Kopier derefter middelintensitetsværdierne og indsæt dem i regnearksprogrammet for at beregne den gennemsnitlige forskydning af signaler. Divider signalværdierne med den gennemsnitlige forskydningsværdi. Fra den opnåede værdi trækkes en og multipliceres derefter med 100% efterfulgt af at plotte en calciumtransient graf for at bestemme amplituden.Efter indlæsning af nervepræparatet med et farvestof er det meste af synapsen placeret tæt på nervestubben, hvilket indikerer et tilstrækkeligt niveau af fluorescens. Efter billedbehandlingen blev calciumforgængelighed med den ønskede rumlige og tidsmæssige opløsning opnået. Et af de vigtigste trin i denne protokol er, at nervestubben skal placeres i farvestoffet, der indeholder opløsning i de første par minutter efter at have skåret nerven.Denne metode kan bruges til at indlæse forskellige farvestoffer og lægemidler i motorneuroner. Registreringsprotokol kan være nyttig til vurdering af calcium i dendritter og rygsøjler i CNS-præparater. Vores teknik gør det muligt at registrere et calciumsignal med god rumlig og tidsmæssig opløsning.At studere calciumforgængelighed er et kraftfuldt værktøj i forskningsregulering af en neurotransmitterfrigivelse og synaptisk plasticitet.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacology

Neuroscience

Unit 1

Skeletal Muscle Relaxants

SCIENTISTS IN ACTION

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

Sequential Photo-bleaching to Delineate Single Schwann Cells at the Neuromuscular Junction

Sekventiel fotoblegende at afgrænse Single Schwann-celler ved den neuromuskulære overgang

Sequential photo-bleaching provides a non-invasive way to label individual SCs at the NMJ. The NMJ is the largest synapse of the mammalian nervous system ...

Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

Micron-skala Opløsning Optical Tomography af hele Mouse Brains med konfokal Light Sheet Microscopy

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Påvisning af<em&gt; In Situ</em&gt; Protein-protein-komplekser på<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve Neuromuskulær Junction Brug Proximity ligeringsassayet

Discs large (Dlg) is a conserved member of the membrane-associated guanylate kinase family, and serves as a major scaffolding protein at the larval ...

The Neuromuscular Junction: Measuring Synapse Size, Fragmentation and Changes in Synaptic Protein Density Using Confocal Fluorescence Microscopy

Den neuromuskulære forbindelse: Måling Synapse Størrelse, fragmentering og ændringer i Synaptic Protein Density Brug Konfokal Fluorescens mikroskopi

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. ...

Loading a Calcium Dye into Frog Nerve Endings Through the Nerve Stump: Calcium Transient Registration in the Frog Neuromuscular Junction

Indlæsning af et calciumfarvestof i frøens nerveender gennem nervestumpen: Kalktransient registrering i Frog Neuromuscular Junction

One of the most feasible methods of measuring presynaptic calcium levels in presynaptic nerve terminals is optical recording. It is based on using ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Måling af neuromuskulære Junction funktionalitet

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

To Algoritmer for High-throughput og Multi-parametrisk Kvantificering af<em&gt; Drosophila</em&gt; Neuromuskulære forbindelse Morfologi

Synaptic morphology is tightly related to synaptic efficacy, and in many cases morphological synapse defects ultimately lead to synaptic malfunction. The ...

High-resolution Confocal Imaging of the Blood-brain Barrier: Imaging, 3D Reconstruction, and Quantification of Transcytosis

Høj opløsning Konfokal billeddannelse af blod - hjerne barrieren: Imaging, 3D rekonstruktion og kvantificering af Transcytosis

The blood-brain barrier (BBB) is a dynamic multicellular interface that regulates the transport of molecules between the circulation and the brain. ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch optagelser af Synaptic strømninger fra Drosophila larve neuromuskulære Junction

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...