Name: registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy
Uploaded: 2021-12-01T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Fluorescentiestudies van dit werk werden uitgevoerd met de financiële steun van de Russian Science Foundation Grant (project nr. 19-15-00329). De methode werd ontwikkeld onder financiering van de overheidsopdracht voor FRC Kazan Scientific Center van RAS АААА-А18-118022790083-9. Het onderzoek werd ontwikkeld met behulp van de apparatuur van het Federal Research Center "Kazan Scientific Center of RAS". De auteurs willen Dr. Victor I. Ilyin bedanken voor het kritisch lezen van dit manuscript.

Experimenten werden uitgevoerd op geïsoleerde zenuw-spierpreparaten van levator auris longus (m. LAL) van de muizen BALB/C (20-23 g, 2-3 maanden oud)41. De experimentele procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor het gebruik van proefdieren van de Kazan Federal University en de Kazan Medical University, in overeenstemming met de NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Het experimentele protocol voldeed aan de eisen van richtlijn 86/609/EEG van d...

De methode voor het laden van Ca2+-gevoelige kleurstof in zenuwuiteinden van muizen door de zenuwstomp en voor het registreren van een snelle calciumtransiënt met behulp van een confocale microscoop wordt in dit artikel gepresenteerd. Als gevolg van de implementatie van deze belastingsmethode hadden de meeste synapsen dicht bij de zenuwstomp een voldoende fluorescentieniveau om registratie van de binnenkomst van calcium in de zenuwuiteinden mogelijk te maken als reactie op laagfrequente stimulatie van de moto...

Het probleem van het meten van snelle calciumgolven in prikkelbare cellen is een van de belangrijkste en meest uitdagende aspecten van het bestuderen van signaaloverdracht in het centrale en perifere zenuwstelsel. Calciumionen spelen een belangrijke rol bij het activeren van de afgifte van neurotransmitters, synaptische plasticiteit en modulatie van de activiteit van verschillende intracellulaire eiwitten 1,2,3,4,5. Het bestuderen van calciumsignalering is ook belangrijk voor het vinden van manieren om neurodegeneratieve ziekten te behandelen6. Om veranderingen in de calciumspiegels te meten, worden vaak fluorescerende calciumgevoelige kleurstoffen gebruikt en worden veranderingen in hun fluorescentieniveau geanalyseerd 7,8,9.
Het laden van calciumkleurstoffen in cellen kan op verschillende manieren worden bereikt. Overwegend worden celpermeante kleurstoffen gebruikt10,11. In een dergelijk geval is het echter niet alleen moeilijk om de concentratie van een kleurstof in de cel te regelen, maar het is ook moeilijk om doelcellen te selecteren om te laden. Deze methode is niet van toepassing op het bestuderen van perifere zenuwuiteinden, omdat de kleurstof postsynaptische cellen binnendringt. In plaats daarvan zijn celondoorlatende kleurstoffen meer geschikt voor dergelijke preparaten. In dit geval worden de kleurstoffen aan de cellen geleverd door micro-injectie of via een patchpipet 12,13,14. Er is ook een methode om door een zenuwstomp te laden. De laatste methode is het meest geschikt voor neuromusculaire junctiepreparaten 15,16,17,18,19,20. Het maakt het mogelijk om kleuring uit te voeren voor alleen cellen van belang. Hoewel deze methode geen nauwkeurige evaluatie geeft van de concentratie van de kleurstof in de doelcel, kan de concentratie ongeveer worden geschat door het fluorescentieniveau van de cellen in rust in oplossingen te vergelijken met een bekende concentratie calcium21. In deze studie wordt een wijziging van deze methode toegepast op synapsen van zoogdieren gepresenteerd.
Calciuminvoer tijdens de depolariserende fase van het actiepotentiaal is een snel proces, vooral in de neuromusculaire overgang; daarom is voor de registratie ervan geschikte apparatuur vereist1. Een recente studie met behulp van een spanningsgevoelige fluorescerende kleurstof toonde aan dat de duur van de actiepotentiaal in de perifere synaps van een muis ongeveer 300 μs22 is. Calciumtransiënt, geëvalueerd met behulp van calciumgevoelige kleurstoffen in de perifere synapsen van de kikker, heeft een langere duur: de stijgingstijd is ongeveer 2-6 ms en de vervaltijd is ongeveer 30-90 ms, afhankelijk van de gebruikte calciumkleurstof23,24. Om snelle processen te meten met behulp van fluorescerende kleurstoffen, worden over het algemeen CCD- of CMOS-camera's gebruikt, met snelle en gevoelige CCD-matrices. Deze camera's hebben echter het nadeel van een lage resolutie, beperkt door de grootte van de gevoelige elementen van de matrix 25,26,27,28. De snelste camera's met voldoende gevoeligheid om zowel actiepotentialen als calciumtransiënten vast te leggen als reactie op laagfrequente stimulatie van cellen hebben een scanfrequentie van 2.000 Hz en een matrix met een afmeting van 80 x 8029. Om signalen met een hogere ruimtelijke resolutie te verkrijgen, wordt confocale microscopie gebruikt, vooral als het nodig is om enkele volumetrische veranderingen in het signaal 30,31,32 te beoordelen. Maar er moet rekening mee worden gehouden dat confocale microscopie een hoge scansnelheid heeft in de lijnscanmodus, maar er zijn nog steeds aanzienlijke beperkingen op de snelheid van opnames van snelle processen bij het bouwen van een ruimtelijk beeld33. Er zijn confocale microscopen op basis van roterende Nipkow-schijven (spleetscanmicroscopie) en Multipoint-Array Scanners, die een hogere scansnelheid hebben. Tegelijkertijd zijn ze inferieur aan de klassieke confocale microscopen in confocale beeldfiltering (pinholes crosstalk voor microscopen met een Nipkow-schijf)32,34,35. Confocale beeldvorming met resonantiescanning kan ook een hoge spatio-temporele resolutie bieden die vereist is voor hoge temporele metingen36. Houd er echter rekening mee dat de registratie van zwakke fluorescentieresponsen bij een hoge scansnelheid bij gebruik van resonantiescanners zeer gevoelige detectoren vereist, zoals hybride detectoren36.
Dit artikel presenteert een methode voor het verhogen van de temporele resolutie van signalen die zijn opgenomen met de Laser Scanning Confocal Microscopy (LSCM) met behoud van de ruimtelijke resolutie37. De huidige methode is een doorontwikkeling van de eerder beschreven methoden en overgezet naar het LSCM-platform 38,39,40. Deze aanpak vereist geen veranderingen in de microscoophardware en is gebaseerd op de toepassing van een algoritme voor het opnemen van periodiek opgeroepen fluorescentiesignalen met een tijdverschuiving ten opzichte van het moment van stimulatie.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Capillary Glass</td>
			<td>Clark Electromedical instruments, UK</td>
			<td>GC150-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal and multiphoton microscope system Leica TCS SP5 MP</td>
			<td>Leica Microsystems , Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flaming/Brown Micropipette Puller P 97</td>
			<td>Sutter Instrument, USA</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow regulator</td>
			<td>KD Medical GmbH Hospital Products, Germany</td>
			<td>KD REG</td>
			<td>Disposable infusion set with Flow regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>H0887</td>
			<td>100mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illumination system Leica CLS 150X</td>
			<td>Leica Microsystems, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health, USA</td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las AF software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las X software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td>https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Holder with Suction Tubing</td>
			<td>BIOSCIENCE TOOLS, USA</td>
			<td>MTH-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microspin FV 2400</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010201-AAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine science tools, Canada</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-spin MSC 3000</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010205-AAN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oregon Green 488 BAPTA-1 pentapotassium salt</td>
			<td>Molecular Probes, USA</td>
			<td>O6806</td>
			<td>500 &#956;g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>720210</td>
			<td>0.5-10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tip</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>781349</td>
			<td>10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasticine</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-use hypodermic needles</td>
			<td>Bbraun</td>
			<td>100 Sterican</td>
			<td>0.4&#215;40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreadsheet program</td>
			<td>Microsoft, USA</td>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope, Leica M80</td>
			<td>Leica Microsystems , Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction electrode</td>
			<td>Kazakov A. SIMPLE SUCTION ELECTRODE FOR ELECTRIC STIMULATION OF BIOLOGICAL OBJECTS / A. Kazakov, M. Alexandrov, N. V. Zhilyakov et al. // International research journal.&#160;- 2015. - No. 9 (40) Part 3. - P. 13-16.</td>
			<td></td>
			<td>http://research-journal.org/biology/prostoj-vsasyvayushhij-elektrod-dlya-elektricheskoj-stimulyacii-biologicheskix-obektov/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 elastomer</td>
			<td>Dow Corning, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>0.5 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>60 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy

Schatting van het presynaptische calciumgehalte is een belangrijke taak bij het bestuderen van synaptische transmissie, omdat de invoer van calcium in de presynaptische cel een cascade van gebeurtenissen veroorzaakt die leiden tot de afgifte van neurotransmitters. Bovendien bemiddelen veranderingen in presynaptische calciumspiegels de activiteit van veel intracellulaire eiwitten en spelen ze een belangrijke rol in synaptische plasticiteit. Het bestuderen van calciumsignalering is ook belangrijk voor het vinden van manieren om neurodegeneratieve ziekten te behandelen. De neuromusculaire junctie is een geschikt model voor het bestuderen van synaptische plasticiteit, omdat het slechts één type neurotransmitter heeft. Dit artikel beschrijft de methode voor het laden van een calciumgevoelige kleurstof door de gesneden zenuwbundel in de motorische zenuwuiteinden van de muizen. Deze methode maakt het mogelijk om alle parameters met betrekking tot intracellulaire calciumveranderingen te schatten, zoals het basale calciumgehalte en de calciumtransiënt. Aangezien de instroom van calcium uit de buitenkant van de cel in de zenuwklemmen en de binding / ontkoppeling ervan aan de calciumgevoelige kleurstof binnen het bereik van enkele milliseconden plaatsvinden, is een snel beeldvormingssysteem vereist om deze gebeurtenissen te registreren. Inderdaad, hogesnelheidscamera's worden vaak gebruikt voor de registratie van snelle calciumveranderingen, maar ze hebben parameters met een lage beeldresolutie. Het hier gepresenteerde protocol voor het registreren van calciumtransiënt maakt een extreem goede ruimtelijk-temporele resolutie mogelijk die wordt geboden door confocale microscopie.

Na het laden van het preparaat met kleurstof volgens de gepresenteerde techniek, hadden de meeste synapsen dicht bij de zenuwstomp een voldoende fluorescentieniveau (zie figuur 2). Na het laden van de voorbereiding met de kleurstof en het toepassen van de beschreven methode van registratie en beeldverwerking, werden calciumtransiënten met de gewenste ruimtelijke en temporele resolutie verkregen (zie figuur 4). De calciumtransiënt is teruggewonnen met de voorge...

Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy

Het protocol beschrijft de methode om een fluorescerende calciumkleurstof door de gesneden zenuw in de motorische zenuwuiteinden van de muis te laden. Daarnaast wordt een unieke methode gepresenteerd voor het registreren van snelle calciumtransiënten in de perifere zenuwuiteinden met behulp van confocale microscopie.

Registratie van calciumtransiënten in de neuromusculaire overgang van de muis met een hoge temporele resolutie met behulp van confocale microscopie

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a ...

Schatting van een presynaptisch calciumgehalte is een belangrijke taak bij het bestuderen van synaptische transmissie. Het bestuderen van calciumsignalering is ook belangrijk voor het vinden van manieren om neurodegeneratieve ziekten te behandelen. Het belangrijkste voordeel van de gepresenteerde laadtechniek is dat de kleuring alleen is uitgevoerd voor de cellen van belang.Onze methode voor het registreren van calciumintransitie biedt een extreem goede ruimtelijk-temporele resolutie. De gepresenteerde registratiemethode kan nuttig zijn voor neurofysiologen die snelle periodieke processen moeten registreren met behulp van een confocale microscoop. De moeilijkste stap in de laadtechniek is het vasthouden van de zenuw in de pipet.De diameter van de pipet moet perfect passen, dus maak er een paar. Weten dat alle stappen in het protocol ingewikkeld zijn en elk van hen demonstreren, zal veel helpen. Begin met het bevestigen van het levator auris longus spierweefsel op een licht uitgerekte manier in de met elastomeer gecoate petrischaal met de fijne roestvrijstalen pinnen en voeg Ringer's oplossing toe aan de schotel totdat de spier volledig bedekt is.Gebruik vervolgens een micropipettetrekker om een micropipette met een fijne scherpe punt voor te bereiden voor de intracellulaire opnames. Gebruik haarvaten zonder interne filamenten. Nadat u de taper met een schuurmiddel hebt gescoord, breekt u de micropipettepunt af, waardoor een punt open blijft tot ongeveer 100 micrometer in diameter.Poets vervolgens de punt totdat de interne diameter krimpt van 80 micrometer tot 12 micrometer. Als u klaar bent, bevestigt u een siliconen buis aan de ene kant en een spuit zonder naald aan de andere kant van de vulpipet. Zoek onder een stereomicroscoop waar de zenuwstam verandert in afzonderlijke zenuwtakken.Plaats de vulpipet met was op de petrischaal en beweeg vervolgens de pipetpunt totdat deze boven de zenuw staat. Snijd de zenuw dicht bij de spiervezel met een fijne schaar, waardoor een klein stukje van de zenuwstomp overblijft, ongeveer een millimeter lang. Zuig vervolgens de zenuwstomp met wat Ringer's oplossing in de punt van de vulpipet, zonder de zenuw te knijpen.Als u klaar bent, verwijdert u de siliconenbuis uit de vulpipet. Gebruik later een spuit met een lange gloeidraad om de oplossing voor het laden van kleurstof te trekken. Steek vervolgens de filamentpunt met de laadoplossing in de vulpipet en laat het mengsel los op de zenuwstomp, gevolgd door het zenuwpreparaat bij kamertemperatuur in het donker gedurende 30 minuten te incuberen.Spoel na de incubatie het zenuwpreparaat af met verse Ringer-oplossing voordat u het behandelt met 50 milliliter Ringer's oplossing in een glazen bekerglas bij 25 graden Celsius gedurende twee uur. Voor de confocale microscopie monteer je het zenuwpreparaat in een met siliciumelastomeer gecoate experimentele kamer en bevestig je het, enigszins uitgerekt, met een set stalen micronaalden. Spoel vervolgens het preparaat uitgebreid af met de Ringer's oplossing.Installeer een zuigelektrode op de kamer. Nadat u de voorbereidingskamer op het microscooppodium hebt gemonteerd, plaatst u de inlaat- en uitlaatfittingen in de kamer. Schakel een zwaartekrachtstroomgestuurd systeem in om de overtollige oplossing uit het preparaat te verwijderen.Als u klaar bent, steekt u de stimulerende zuigelektrode in een elektrische stimulator en zorgt u ervoor dat spiersamentrekkingen optreden na stimuli. Vul vervolgens het perfusiesysteem met de Ringer-oplossing die 10 micromolaire d-tubocurarine bevat en schakel de perfusie-zuigpomp in om de perfusie te starten. Kies in de confocale microscoop voor laserscanning of LSCM-software elektrofysiologie en acquisitiemodus om beeldparameters in te stellen.Selecteer in de instellingen van het taakmenu de triggerinstellingen om de stimulator te activeren met de microscoopsynchronisatiepuls en stel de trigger uit op het frameveld naar het OUT 1-kanaal. Zet de scanmodus op XYT met een scanfrequentie van 1.400 hertz. De zoomfactor moet 6,1 zijn met het gaatje volledig open.Zorg ervoor dat de sequentiële, transpassing, bidirectionele X-modus is ingeschakeld en stel vervolgens de minimale tijd in om een frame te vormen op 52 milliseconden en verzamel frames in een onbewerkte video met 20 frames. Stel de excitatiegolflengte van de argonlaser in op 488 nanometer met 8% uitgangsvermogen. Wanneer de parameters zijn ingesteld, drukt u op de live-modusknop om een live voorbeeld te krijgen van zenuwklemmen die met de kleurstof zijn geladen.Zoek in de livemodus naar de gewenste regio of ROI om de beste focus te krijgen. Verschuif vervolgens de vertraging op de stimulator met twee milliseconden minder ten opzichte van de vorige waarde en voer de data-acquisitiesoftware uit om 26 sequenties te verkrijgen door elke reeks twee milliseconden van de vorige te verschuiven. Om de vastgelegde video's te verwerken, voert u Leica Application Suite X of LAS X-software uit en opent u het gemaakte project.Klik vervolgens op exporteren en opslaan als om frames in TIF-indeling in de doelmap op te slaan. Voer vervolgens de ImageJ-software uit en klik op bestand, import en afbeeldingsvolgorde. Kies in het venster voor de volgorde van de afbeelding openen de doelmap en open het eerste frame.Ga vanuit de reeksopties naar het veld voor de beginafbeelding en stel het framenummer in op één voor het eerste frame. Stel vervolgens in het increment-veld de waarde in die gelijk is aan het aantal frames in de eerste signaalopname voordat u op OK klikt. Als u het gegenereerde bestand met gestikte eerste frames in een aparte map wilt opslaan, klikt u op de tabbladen bestand, opslaan en map in de aangegeven volgorde.Herhaal de procedures voor 19 frames door het bijbehorende framenummer in het veld voor de beginafbeelding in te stellen. Wanneer alle afbeeldingen zijn verkregen, klikt u op bestand, import en afbeeldingsvolgorde om er een te selecteren in de velden startafbeelding en increment. De laatste video met alle frames aan elkaar genaaid met een verhoogde temporele resolutie is te zien.Sla vervolgens het videobestand op in TIF-indeling. Om de gestikte video te analyseren, klikt u op afbeelding, stapels, gereedschappen en stapelsorteerder. Ga vervolgens naar analyse, tools en ROI-manager.Sleep het eerder opgeslagen TIF-bestand naar het ImageJ-venster en vouw de afbeelding vervolgens uit voor een betere weergave. Om de beeldvisualisatie te verbeteren, klikt u op afbeelding, past u deze aan en zet u het helderheidscontrast op automatisch. Stel de achtergrond dicht bij de zenuwterminal in door ROI te tekenen en waarde toe te voegen aan de ROI-manager.Bereken vervolgens de achtergrond door op meer en meerdere metingen te klikken. Kopieer gemiddelde waarden om in het spreadsheetprogramma te plakken. Bereken vervolgens de gemiddelde waarde.Trek vervolgens de berekende gemiddelde waarde af van de stapels door op proces, hoofd en aftrekken te klikken. Voer de verkregen waarde in en teken ROI rond een zenuwterminal via een polygoonlijn voordat u deze toevoegt aan de ROI-manager. Meet de voorbijgaande intensiteit van de zenuwterminal door op meer te klikken en meerdere tabbladen te meten.Kopieer vervolgens de gemiddelde intensiteitswaarden en plak ze in het spreadsheetprogramma om de gemiddelde verschuiving van signalen te berekenen. Deel de signaalwaarden door de gemiddelde offsetwaarde. Trek van de verkregen waarde er een af en vermenigvuldig vervolgens met 100%, gevolgd door het uitzetten van een calciumtransiënte grafiek om de amplitude te bepalen.Na het laden van het zenuwpreparaat met een kleurstof, bevindt het grootste deel van de synaps zich dicht bij de zenuwstomp, wat wijst op een voldoende niveau van fluorescentie. Na de beeldverwerking werd calciumtransitie met de gewenste ruimtelijke en temporele resolutie verkregen. Een van de belangrijkste stappen in dit protocol is dat de zenuwstomp in de eerste paar minuten na het snijden van de zenuw in de kleurstof met oplossing moet worden geplaatst.Deze methode kan worden gebruikt om verschillende kleurstoffen en medicijnen in motorneuronen te laden. Registratieprotocol kan nuttig zijn voor het beoordelen van calcium in dendrieten en stekels in CZS-preparaten. Onze techniek maakt het mogelijk om een calciumsignaal te registreren met een goede ruimtelijke en temporele resolutie.Het bestuderen van calciumtransicentie is een krachtig hulpmiddel bij de regulatie van een neurotransmitterafgifte en synaptische plasticiteit.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacology

Neuroscience

Unit 1

Skeletal Muscle Relaxants

SCIENTISTS IN ACTION

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

Dissectie en Imaging van Active Zones in de Drosophila Neuromusculaire Junction

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

Sequential Photo-bleaching to Delineate Single Schwann Cells at the Neuromuscular Junction

Sequential Photo-bleken om Single Schwann cellen afbakenen op de neuromusculaire junctie

Sequential photo-bleaching provides a non-invasive way to label individual SCs at the NMJ. The NMJ is the largest synapse of the mammalian nervous system ...

Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

Micronschaal Resolutie Optische Tomografie van Gehele Mouse Brains met confocale Light Sheet Microscopie

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Detectie van<em&gt; In Situ</em&gt; Eiwit-eiwit complexen in de<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvale Neuromusculaire Junction Met behulp van Proximity ligatiebepaling

Discs large (Dlg) is a conserved member of the membrane-associated guanylate kinase family, and serves as a major scaffolding protein at the larval ...

The Neuromuscular Junction: Measuring Synapse Size, Fragmentation and Changes in Synaptic Protein Density Using Confocal Fluorescence Microscopy

De neuromusculaire junctie: Meten Synapse Maat, Fragmentatie en Veranderingen in Synaptic Protein dichtheid met behulp van confocale fluorescentie microscopie

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. ...

Loading a Calcium Dye into Frog Nerve Endings Through the Nerve Stump: Calcium Transient Registration in the Frog Neuromuscular Junction

Een calciumkleurstofverf in de zenuwlengte van de kikker laden door de zenuwstomp: Calcium Transient Registratie in de Kikker Neuromusculaire Junction

One of the most feasible methods of measuring presynaptic calcium levels in presynaptic nerve terminals is optical recording. It is based on using ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Meten van de motorische eindplaat functionaliteit

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Twee algoritmes voor High-throughput en multi-parametrische Kwantificering van<em&gt; Drosophila</em&gt; Neuromusculaire Junction morfologie

Synaptic morphology is tightly related to synaptic efficacy, and in many cases morphological synapse defects ultimately lead to synaptic malfunction. The ...

High-resolution Confocal Imaging of the Blood-brain Barrier: Imaging, 3D Reconstruction, and Quantification of Transcytosis

Hoge resolutie Confocal beeldvorming van de bloed - hersen barrière: Imaging, 3D reconstructie en kwantificering van Transcytosis

The blood-brain barrier (BBB) is a dynamic multicellular interface that regulates the transport of molecules between the circulation and the brain. ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch opnames van Synaptic stromingen uit de larvale Drosophila motorische eindplaat

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...