Name: registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy
Uploaded: 2021-12-01T14:00:00
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Fluoreszenzstudien dieser Arbeit wurden mit finanzieller Unterstützung des Russian Science Foundation Grant (Projekt Nr. 19-15-00329) durchgeführt. Die Methode wurde unter Finanzierung aus dem Regierungsauftrag für FRC Kazan Scientific Center der RAS АААА-А18-118022790083-9 entwickelt. Die Forschung wurde mit der Ausrüstung des Föderalen Forschungszentrums "Kazan Scientific Center of RAS" entwickelt. Die Autoren danken Dr. Victor I. Ilyin für die kritische Lektüre dieses Manuskripts.

Es wurden Experimente an isolierten Nerven-Muskel-Präparaten von Levator auris longus (m. LAL) aus den Mäusen BALB/C (20-23 g, 2-3 Monate alt) durchgeführt41. Die experimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Verwendung von Labortieren der Kasaner Föderalen Universität und der Kasaner Medizinischen Universität in Übereinstimmung mit dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt. Das Versuchsprotokoll entsprach den...

Die Methode zum Laden von Ca2+-empfindlichem Farbstoff in Mausnervenenden durch den Nervenstumpf und zur Registrierung eines schnellen Kalziumtransienten mit einem konfokalen Mikroskop wird in diesem Artikel vorgestellt. Als Ergebnis der Implementierung dieser Belastungsmethode wiesen die meisten Synapsen in der Nähe des Nervenstumpfes ein ausreichendes Maß an Fluoreszenz auf, um den Eintritt von Kalzium in die Nervenenden als Reaktion auf eine niederfrequente Stimulation des motorischen Nervs zu registriere...

Das Problem der Messung schneller Kalziumwellen in erregbaren Zellen ist einer der wichtigsten und herausforderndsten Aspekte bei der Untersuchung der Signalübertragung im zentralen und peripheren Nervensystem. Calciumionen spielen eine wichtige Rolle bei der Auslösung der Freisetzung von Neurotransmittern, der synaptischen Plastizität und der Modulation der Aktivität verschiedener intrazellulärer Proteine 1,2,3,4,5. Die Untersuchung der Kalziumsignalisierung ist auch wichtig, um Wege zur Behandlung neurodegenerativer Erkrankungen zu finden6. Um Veränderungen des Kalziumspiegels zu messen, werden üblicherweise fluoreszierende kalziumempfindliche Farbstoffe verwendet, und Änderungen ihres Fluoreszenzniveaus werden analysiert 7,8,9.
Das Laden von Kalziumfarbstoffen in Zellen kann auf verschiedene Arten erreicht werden. Überwiegend werden zellpermierte Farbstoffe verwendet10,11. In einem solchen Fall ist es jedoch nicht nur schwierig, die Konzentration eines Farbstoffs in der Zelle zu kontrollieren, sondern es ist auch schwierig, Zielzellen für die Beladung auszuwählen. Diese Methode ist nicht für die Untersuchung peripherer Nervenenden anwendbar, da der Farbstoff in postsynaptische Zellen eindringt. Stattdessen sind zellimpermeant Farbstoffe für solche Präparate besser geeignet. In diesem Fall werden die Farbstoffe durch Mikroinjektion oder durch eine Patchpipette12,13,14 an die Zellen abgegeben. Es gibt auch eine Methode zum Laden durch einen Nervenstumpf. Die letztere Methode eignet sich am besten für neuromuskuläre Verbindungspräparate 15,16,17,18,19,20. Es ermöglicht die Färbung nur für Zellen von Interesse. Obwohl diese Methode keine genaue Bewertung der Konzentration des Farbstoffs in der Zielzelle liefert, kann die Konzentration ungefähr geschätzt werden, indem der Fluoreszenzgrad der ruhenden Zellen in Lösungen mit einer bekannten Konzentration von Calcium21 verglichen wird. In dieser Studie wird eine Modifikation dieser Methode vorgestellt, die auf Synapsen von Säugetieren angewendet wird.
Der Kalziumeintritt während der depolarisierenden Phase des Aktionspotentials ist ein schneller Prozess, insbesondere in der neuromuskulären Verbindung; Daher ist für seine Registrierung eine geeignete Ausrüstung erforderlich1. Eine aktuelle Studie mit einem spannungsempfindlichen Fluoreszenzfarbstoff zeigte, dass die Dauer des Aktionspotentials in der peripheren Synapse einer Maus etwa 300 μsbeträgt 22. Calcium transient, bewertet mit Calcium-sensitiven Farbstoffen in den peripheren Synapsen des Frosches, hat eine längere Dauer: Die Anstiegszeit beträgt etwa 2-6 ms und die Zerfallszeit beträgt etwa 30-90 ms, abhängig vom verwendeten Calciumfarbstoff23,24. Um schnelle Prozesse mit Hilfe von Fluoreszenzfarbstoffen zu messen, werden in der Regel CCD- oder CMOS-Kameras mit schnellen und empfindlichen CCD-Matrizen eingesetzt. Diese Kameras haben jedoch den Nachteil einer niedrigen Auflösung, begrenzt durch die Größe der empfindlichen Elemente der Matrix25,26,27,28. Die schnellsten Kameras mit ausreichender Empfindlichkeit, um sowohl Aktionspotentiale als auch Kalziumtransienten als Reaktion auf niederfrequente Stimulation von Zellen aufzuzeichnen, haben eine Abtastfrequenz von 2.000 Hz und eine Matrix mit einer Abmessung von 80 x 8029. Um Signale mit einer höheren räumlichen Auflösung zu erhalten, wird konfokale Mikroskopie verwendet, insbesondere wenn es notwendig ist, einige volumetrische Änderungen im Signal30,31,32 zu beurteilen. Es sollte jedoch bedacht werden, dass die konfokale Mikroskopie im Zeilenscanmodus eine hohe Scangeschwindigkeit aufweist, aber es gibt immer noch erhebliche Einschränkungen bei der Geschwindigkeit der Aufzeichnung schneller Prozesse bei der Erstellung eines räumlichen Bildes33. Es gibt konfokale Mikroskope auf Basis rotierender Nipkow-Scheiben (Slit-Scanning-Mikroskopie) und Multipoint-Array-Scanner, die eine höhere Scangeschwindigkeit aufweisen. Gleichzeitig sind sie den klassischen konfokalen Mikroskopen in der konfokalen Bildfilterung unterlegen (Pinholes Crosstalk für Mikroskope mit Nipkow-Scheibe)32,34,35. Konfokale Bildgebung mit Resonanzabtastung kann auch eine hohe räumlich-zeitliche Auflösung liefern, die für hohe zeitliche Messungen erforderlichist 36. Es ist jedoch zu berücksichtigen, dass die Registrierung schwacher Fluoreszenzantworten bei hoher Abtastgeschwindigkeit bei Verwendung von Resonanztomographen hochempfindliche Detektoren wie Hybriddetektoren36 erfordert.
Dieser Artikel stellt eine Methode zur Erhöhung der zeitlichen Auflösung von Signalen vor, die mit der konfokalen Laserscanning-Mikroskopie (LSCM) aufgezeichnet wurden, unter Beibehaltung der räumlichen Auflösung37. Das aktuelle Verfahren ist eine Weiterentwicklung der zuvor beschriebenen und auf die LSCM-Plattform38,39,40 übertragenen Methoden. Dieser Ansatz erfordert keine Änderungen in der Mikroskophardware und basiert auf der Anwendung eines Algorithmus zur Aufzeichnung periodisch evozierter fluoreszierender Signale mit einer Zeitverschiebung relativ zum Zeitpunkt der Stimulation.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Capillary Glass</td>
			<td>Clark Electromedical instruments, UK</td>
			<td>GC150-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal and multiphoton microscope system Leica TCS SP5 MP</td>
			<td>Leica Microsystems , Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flaming/Brown Micropipette Puller P 97</td>
			<td>Sutter Instrument, USA</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow regulator</td>
			<td>KD Medical GmbH Hospital Products, Germany</td>
			<td>KD REG</td>
			<td>Disposable infusion set with Flow regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>H0887</td>
			<td>100mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illumination system Leica CLS 150X</td>
			<td>Leica Microsystems, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health, USA</td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las AF software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las X software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td>https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Holder with Suction Tubing</td>
			<td>BIOSCIENCE TOOLS, USA</td>
			<td>MTH-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microspin FV 2400</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010201-AAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine science tools, Canada</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-spin MSC 3000</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010205-AAN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oregon Green 488 BAPTA-1 pentapotassium salt</td>
			<td>Molecular Probes, USA</td>
			<td>O6806</td>
			<td>500 &#956;g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>720210</td>
			<td>0.5-10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tip</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>781349</td>
			<td>10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasticine</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-use hypodermic needles</td>
			<td>Bbraun</td>
			<td>100 Sterican</td>
			<td>0.4&#215;40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreadsheet program</td>
			<td>Microsoft, USA</td>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope, Leica M80</td>
			<td>Leica Microsystems , Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction electrode</td>
			<td>Kazakov A. SIMPLE SUCTION ELECTRODE FOR ELECTRIC STIMULATION OF BIOLOGICAL OBJECTS / A. Kazakov, M. Alexandrov, N. V. Zhilyakov et al. // International research journal.&#160;- 2015. - No. 9 (40) Part 3. - P. 13-16.</td>
			<td></td>
			<td>http://research-journal.org/biology/prostoj-vsasyvayushhij-elektrod-dlya-elektricheskoj-stimulyacii-biologicheskix-obektov/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 elastomer</td>
			<td>Dow Corning, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>0.5 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>60 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy

Die Abschätzung des präsynaptischen Kalziumspiegels ist eine Schlüsselaufgabe bei der Untersuchung der synaptischen Übertragung, da der Eintritt von Kalzium in die präsynaptische Zelle eine Kaskade von Ereignissen auslöst, die zur Freisetzung von Neurotransmittern führen. Darüber hinaus vermitteln Veränderungen des präsynaptischen Kalziumspiegels die Aktivität vieler intrazellulärer Proteine und spielen eine wichtige Rolle bei der synaptischen Plastizität. Die Untersuchung der Kalziumsignalisierung ist auch wichtig, um Wege zur Behandlung neurodegenerativer Erkrankungen zu finden. Die neuromuskuläre Verbindung ist ein geeignetes Modell für die Untersuchung der synaptischen Plastizität, da sie nur eine Art von Neurotransmittern hat. Dieser Artikel beschreibt die Methode zum Laden eines kalziumempfindlichen Farbstoffs durch das geschnittene Nervenbündel in die motorischen Nervenenden der Mäuse. Diese Methode ermöglicht die Abschätzung aller Parameter im Zusammenhang mit intrazellulären Kalziumveränderungen, wie z.B. basaler Kalziumspiegel und Kalziumtransienten. Da der Einstrom von Kalzium von der Zellaußenseite in die Nervenendigungen und dessen Bindung/Unbindung an den calciumsensitiven Farbstoff innerhalb weniger Millisekunden erfolgen, ist ein schnelles Bildgebungssystem erforderlich, um diese Ereignisse aufzuzeichnen. In der Tat werden Hochgeschwindigkeitskameras häufig für die Registrierung von schnellen Kalziumveränderungen verwendet, aber sie haben niedrige Bildauflösungsparameter. Das hier vorgestellte Protokoll zur Erfassung von Calcium-Transienten ermöglicht eine extrem gute räumlich-zeitliche Auflösung durch konfokale Mikroskopie.

Nach Beladung des Präparats mit Farbstoff gemäß der vorgestellten Technik wiesen die meisten Synapsen, die sich in der Nähe des Nervenstumpfes befanden, ein ausreichendes Maß an Fluoreszenz auf (siehe Abbildung 2). Nach Beladungsvorbereitung mit dem Farbstoff und Anwendung der beschriebenen Registrierungs- und Bildverarbeitungsmethode wurden Calciumtransienten mit der gewünschten räumlichen und zeitlichen Auflösung erhalten (siehe Abbildung 4). Der Calci...

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Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy

Das Protokoll beschreibt die Methode, einen fluoreszierenden Kalziumfarbstoff durch den geschnittenen Nerv in die motorischen Nervenenden der Maus zu laden. Darüber hinaus wird eine einzigartige Methode zur Erfassung schneller Kalziumtransienten in den peripheren Nervenenden mittels konfokaler Mikroskopie vorgestellt.

Registrierung von Kalziumtransienten in neuromuskulären Verbindungen von Mäusen mit hoher zeitlicher Auflösung mittels konfokaler Mikroskopie

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a ...

Die Abschätzung eines präsynaptischen Kalziumspiegels ist eine Schlüsselaufgabe bei der Untersuchung der synaptischen Übertragung. Die Untersuchung der Kalziumsignalisierung ist auch wichtig, um Wege zur Behandlung neurodegenerativer Erkrankungen zu finden. Der Hauptvorteil der vorgestellten Ladetechnik besteht darin, dass die Färbung nur für die interessierenden Zellen durchgeführt wurde.Unsere Methode zur Erfassung der Kalziuminvergänglichkeit bietet eine extrem gute räumlich-zeitliche Auflösung. Die vorgestellte Registrierungsmethode kann für Neurophysiologen hilfreich sein, die schnelle periodische Prozesse mit einem konfokalen Mikroskop registrieren müssen. Der schwierigste Schritt in der Belastungstechnik besteht darin, den Nerv in der Pipette zu halten.Der Durchmesser der Pipette muss perfekt passen, also machen Sie einige mehrere. Zu wissen, dass alle Schritte im Protokoll kompliziert sind und jeden von ihnen zu demonstrieren, wird sehr helfen. Fixieren Sie zunächst das Muskulaturgewebe Levator auris longus leicht gestreckt in der elastomerbeschichteten Petrischale mit den feinen Edelstahlstiften und geben Sie Ringer-Lösung in die Schale, bis der Muskel vollständig bedeckt ist.Als nächstes verwenden Sie einen Mikropipettenzieher, um eine Mikropipette mit einer feinen scharfen Spitze für die intrazellulären Aufnahmen vorzubereiten. Verwenden Sie Kapillaren ohne innere Filamente. Nachdem Sie die Verjüngung mit einem Schleifmittel geritzt haben, brechen Sie die Mikropipettenspitze ab und lassen Sie eine Spitze mit einem Durchmesser von etwa 100 Mikrometern offen.Dann feuerpolieren Sie die Spitze, bis der Innendurchmesser von 80 Mikrometern auf 12 Mikrometer schrumpft. Wenn Sie fertig sind, befestigen Sie einen Silikonschlauch auf der einen Seite und eine Spritze ohne Nadel auf der anderen Seite der Füllungspipette. Finden Sie unter einem Stereomikroskop heraus, wo sich der Nervenstamm in separate Nervenäste verwandelt.Legen Sie die Füllpipette mit Wachs auf die Petrischale und bewegen Sie dann die Pipettenspitze, bis sie über dem Nerv steht. Schneiden Sie den Nerv in der Nähe der Muskelfaser mit einer feinen Schere ab und lassen Sie ein kleines Stück des Nervenstumpfes von etwa einem Millimeter Länge zurück. Dann saugen Sie den Nervenstumpf mit etwas Ringer-Lösung in die Spitze der Füllungspipette ab, ohne den Nerv einzuklemmen.Wenn Sie fertig sind, entfernen Sie den Silikonschlauch aus der Füllpipette. Verwenden Sie später eine Spritze mit einem langen Filament, um die Farbstoffladelösung zu ziehen. Führen Sie dann die Filamentspitze mit der Ladelösung in die Füllpipette ein und geben Sie die Mischung auf den Nervenstumpf ab, gefolgt von einer Inkubation der Nervenvorbereitung bei Raumtemperatur im Dunkeln für 30 Minuten.Nach der Inkubation spülen Sie das Nervenpräparat mit frischer Ringer-Lösung aus, bevor Sie es zwei Stunden lang mit 50 Milliliter Ringer-Lösung in einem Glasbecher bei 25 Grad Celsius behandeln. Für die konfokale Mikroskopie montieren Sie das Nervenpräparat in eine siliziumelastomerbeschichtete Experimentierkammer und fixieren Sie es, leicht gestreckt, mit einem Satz Stahlmikronadeln. Dann spülen Sie das Präparat ausgiebig mit der Ringer-Lösung.Installieren Sie eine Saugelektrode auf der Kammer. Nachdem Sie die Vorbereitungskammer auf den Mikroskoptisch montiert haben, legen Sie die Einlass- und Auslassverschraubungen in die Kammer. Schalten Sie ein schwerkraftgetriebenes System ein, um die überschüssige Lösung aus der Zubereitung zu entfernen.Wenn Sie fertig sind, stecken Sie die stimulierende Saugelektrode in einen elektrischen Stimulator und stellen Sie sicher, dass nach Reizen Muskelkontraktionen auftreten. Füllen Sie dann das Perfusionssystem mit der Ringer-Lösung, die 10 Mikromolare d-Tubocurarin enthält, und schalten Sie die Perfusionssaugpumpe ein, um die Perfusion zu starten. Wählen Sie im konfokalen Laserscanning-Mikroskop oder der LSCM-Software Elektrophysiologie und Erfassungsmodus, um Bildgebungsparameter einzustellen.Wählen Sie in den Einstellungen des Jobmenüs die Triggereinstellungen aus, um den Stimulator mit dem Synchronisationsimpuls des Mikroskops auszulösen, und stellen Sie den Trigger auf das Rahmenfeld auf den OUT 1-Kanal ein. Drehen Sie den Scanmodus auf XYT bei einer Scanfrequenz von 1.400 Hertz. Der Zoomfaktor sollte bei vollständig geöffnetem Loch 6,1 betragen.Stellen Sie sicher, dass der sequenzielle, transpassierende, bidirektionale X-Modus aktiviert ist, stellen Sie dann die Mindestzeit für die Bildung eines Frames auf 52 Millisekunden ein und erfassen Sie Frames in einem Rohvideo mit 20 Bildern. Stellen Sie die Anregungswellenlänge des Argonlasers auf 488 Nanometer mit 8% Ausgangsleistung ein. Wenn die Parameter eingestellt sind, drücken Sie die Live-Modus-Taste, um eine Live-Vorschau der mit dem Farbstoff beladenen Nervenenden zu erhalten.Suchen Sie im Live-Modus nach der Region von Interesse oder ROI, um den besten Fokus zu erhalten. Verschieben Sie dann die Verzögerung des Stimulators um zwei Millisekunden weniger als der vorherige Wert und führen Sie die Datenerfassungssoftware aus, um 26 Sequenzen zu erfassen, indem Sie jede Sequenz um zwei Millisekunden von der vorherigen verschieben. Um die aufgenommenen Videos zu verarbeiten, führen Sie die Leica Application Suite X oder LAS X Software aus und öffnen Sie das erstellte Projekt.Klicken Sie dann auf Exportieren und Speichern unter, um Frames im TIF-Format im Zielordner zu speichern. Führen Sie als Nächstes die ImageJ-Software aus und klicken Sie auf Datei, Import und Bildsequenz. Wählen Sie im geöffneten Bildsequenzfenster den Zielordner aus und öffnen Sie den ersten Frame.Gehen Sie in den Sequenzoptionen zum Startbildfeld und legen Sie die Bildnummer für den ersten Frame auf eins fest. Legen Sie dann im Inkrementfeld den Wert fest, der der Anzahl der Bilder in der anfänglichen Signalaufzeichnung entspricht, bevor Sie auf OK klicken. Um die generierte Datei der zusammengefügten ersten Frames in einem separaten Ordner zu speichern, klicken Sie in der angegebenen Reihenfolge auf die Registerkarten Datei, Speichern und Ordner.Wiederholen Sie die Prozeduren für 19 Bilder, indem Sie die entsprechende Bildnummer im Startbildfeld festlegen. Wenn Sie alle Bilder erhalten haben, klicken Sie auf Datei, Import und Bildsequenz, um eines in den Startbild- und Inkrementfeldern auszuwählen. Das fertige Video mit allen Bildern, die mit erhöhter zeitlicher Auflösung zusammengefügt wurden, ist zu sehen.Speichern Sie dann die Videodatei im TIF-Format. Um das zusammengefügte Video zu analysieren, klicken Sie auf Bild, Stapel, Werkzeuge und Stapelsortierer. Gehen Sie dann zu Analyse, Tools und ROI-Manager.Berechnen Sie dann den Hintergrund, indem Sie auf Mehr und Multi Measure klicken. Kopieren Sie Mittelwerte, um sie in das Tabellenkalkulationsprogramm einzufügen. Berechnen Sie dann den Durchschnittswert.Als nächstes subtrahieren Sie den berechneten Durchschnittswert von den Stapeln, indem Sie auf process, main und subtrahieren klicken. Geben Sie den erhaltenen Wert ein und zeichnen Sie den ROI um ein Nerventerminal über eine Polygonlinie, bevor Sie ihn dem ROI-Manager hinzufügen. Messen Sie die vorübergehende Intensität des Nervenendes, indem Sie auf weitere und mehrere Messregisterkarten klicken.Kopieren Sie dann die mittleren Intensitätswerte und fügen Sie sie in das Tabellenkalkulationsprogramm ein, um den durchschnittlichen Offset der Signale zu berechnen. Teilen Sie die Signalwerte durch den durchschnittlichen Offset-Wert. Subtrahieren Sie vom erhaltenen Wert eins und multiplizieren Sie dann mit 100%, gefolgt von einem Kalzium-Transientengraphen, um die Amplitude zu bestimmen.Nach dem Laden der Nervenvorbereitung mit einem Farbstoff befindet sich der größte Teil der Synapse in der Nähe des Nervenstumpfes, was auf ein ausreichendes Maß an Fluoreszenz hinweist. Nach der Bildverarbeitung wurde die Kalziumflüchtigkeit mit der gewünschten räumlichen und zeitlichen Auflösung erreicht. Einer der wichtigsten Schritte in diesem Protokoll ist, dass der Nervenstumpf in den ersten Minuten nach dem Schneiden des Nervs in die farbstoffhaltige Lösung gelegt werden muss.Diese Methode kann verwendet werden, um verschiedene Farbstoffe und Medikamente in Motoneuronen zu laden. Das Registrierungsprotokoll kann für die Beurteilung von Kalzium in Dendriten und Stacheln in ZNS-Präparaten nützlich sein. Unsere Technik ermöglicht es, ein Kalziumsignal mit guter räumlicher und zeitlicher Auflösung zu registrieren.Die Untersuchung der Kalziumtransivenz ist ein leistungsfähiges Werkzeug bei der Forschungsregulation einer Neurotransmitterfreisetzung und synaptischen Plastizität.

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SCIENTISTS IN ACTION

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Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

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The Neuromuscular Junction: Measuring Synapse Size, Fragmentation and Changes in Synaptic Protein Density Using Confocal Fluorescence Microscopy

Der neuromuskulären Synapse: Mess Synapse Größe, Fragmentierung und Veränderungen der synaptischen Protein Dichte Mit der konfokalen Fluoreszenzmikroskopie

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. ...

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Hochauflösende konfokale Bildgebung der Blut - Hirn-Schranke: Bildgebung, 3D-Rekonstruktion und Quantifizierung der Transcytosis

The blood-brain barrier (BBB) is a dynamic multicellular interface that regulates the transport of molecules between the circulation and the brain. ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

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