Name: registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy
Uploaded: 2021-12-01T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Fluorescensstudier av dette arbeidet ble utført med økonomisk støtte fra Russian Science Foundation Grant (prosjekt nr. 19-15-00329). Metoden ble utviklet under finansiering fra regjeringsoppdraget til FRC Kazan Scientific Center of RAS АААА-А18-118022790083-9. Forskningen ble utviklet med bruk av utstyret til Federal Research Center "Kazan Scientific Center of RAS". Forfatterne vil gjerne takke Dr. Victor I. Ilyin for kritisk lesing av dette manuskriptet.

Forsøk ble utført på isolerte nervemuskelpreparater av levator auris longus (m. LAL) fra musene BALB/C (20-23 g, 2-3 måneder gamle)41. De eksperimentelle prosedyrene ble utført i samsvar med retningslinjene for bruk av laboratoriedyr fra Kazan Federal University og Kazan Medical University, i samsvar med NIH-guiden for pleie og bruk av laboratoriedyr. Den eksperimentelle protokollen oppfylte kravene i EUs rådsdirektiv 86/609 / EØF og ble godkjent av den etiske komiteen ved Kazan Me...

Metoden for å laste Ca2+-sensitivt fargestoff inn i musenerveender gjennom nervestubben og for å registrere en rask kalsiumtransient ved hjelp av et konfokalt mikroskop er presentert i denne artikkelen. Som et resultat av implementeringen av denne belastningsmetoden hadde de fleste synapsene som befant seg nær nervestubben et tilstrekkelig nivå av fluorescens for å muliggjøre registrering av innføring av kalsium i nerveenden som svar på lavfrekvent stimulering av motornerven.
<p class="jove_content...

Problemet med å måle raske kalsiumbølger i eksitable celler er en av de viktigste og utfordrende aspektene ved å studere signaloverføring i sentrale og perifere nervesystemer. Kalsiumioner spiller en viktig rolle i å utløse nevrotransmitterfrigivelse, synaptisk plastisitet og modulering av aktiviteten til forskjellige intracellulære proteiner 1,2,3,4,5. Å studere kalsiumsignalering er også viktig for å finne måter å behandle nevrodegenerativesykdommer 6. For å måle endringer i kalsiumnivået, brukes ofte fluorescerende kalsiumfølsomme fargestoffer, og endringer i fluorescensnivået analyseres 7,8,9.
Lasting av kalsiumfargestoffer i celler kan oppnås på forskjellige måter. Overveiende brukes celle-permeant fargestoffer10,11. I et slikt tilfelle er det imidlertid ikke bare vanskelig å kontrollere konsentrasjonen av et fargestoff inne i cellen, men det er også vanskelig å velge målceller for lasting. Denne metoden er ikke anvendelig for å studere perifere nerveender siden fargestoffet kommer inn i postsynaptiske celler. I stedet er celle impermeant fargestoffer mer egnet for slike preparater. I dette tilfellet leveres fargestoffene til cellene ved mikroinjeksjon eller gjennom en lapppipette12,13,14. Det er også en metode for lasting gjennom en nervestubbe. Sistnevnte metode er mest egnet for nevromuskulære krysspreparater 15,16,17,18,19,20. Det gjør det mulig å utføre farging for bare celler av interesse. Selv om denne metoden ikke gir en nøyaktig evaluering av konsentrasjonen av fargestoffet i målcellen, kan konsentrasjonen estimeres omtrent ved å sammenligne nivået av fluorescens av cellene i ro i løsninger med en kjent konsentrasjon av kalsium21. I denne studien presenteres en modifikasjon av denne metoden anvendt på synapser av pattedyr.
Kalsiuminngang i den depolariserende fasen av handlingspotensialet er en rask prosess, spesielt i det nevromuskulære krysset; Derfor, for registrering, er det nødvendig med passende utstyr1. En nylig studie ved bruk av et spenningsfølsomt fluorescerende fargestoff viste at varigheten av handlingspotensialet i den perifere synapsen til en mus er ca. 300 μs22. Kalsiumforbigående, evaluert ved bruk av kalsiumfølsomme fargestoffer i froskens perifere synapser, har lengre varighet: stigningstiden er ca. 2-6 ms og forfallstiden er ca. 30-90 ms, avhengig av kalsiumfargestoffet som brukes23,24. For å måle raske prosesser ved hjelp av fluorescerende fargestoffer, brukes vanligvis CCD- eller CMOS-kameraer, med raske og følsomme CCD-matriser. Imidlertid har disse kameraene ulempen med lav oppløsning, begrenset av størrelsen på de følsomme elementene i matrisen25,26,27,28. De raskeste kameraene med tilstrekkelig følsomhet til å registrere både aksjonspotensialer og kalsiumtransienter som respons på lavfrekvent stimulering av celler har en skannefrekvens på 2000 Hz, og en matrise med en dimensjon på 80 x 8029. For å oppnå signaler med høyere romlig oppløsning, brukes konfokal mikroskopi, spesielt hvis det er nødvendig å vurdere noen volumetriske endringer i signalet30,31,32. Men det bør huskes at konfokal mikroskopi har høy skannehastighet i linjeskanningsmodus, men det er fortsatt betydelige begrensninger på hastigheten på opptak av raske prosesser når du bygger et romlig bilde33. Det er konfokale mikroskoper basert på roterende Nipkow-disker (spalteskanningsmikroskopi) og Multipoint-Array Scanners, som har høyere skannehastighet. Samtidig er de dårligere enn de klassiske konfokale mikroskopene i konfokal bildefiltrering (pinholes crosstalk for mikroskoper med en Nipkow-disk)32,34,35. Konfokal avbildning med resonansskanning kan også gi en høy spatio-temporal oppløsning som kreves for høye temporale målinger36. Vær imidlertid oppmerksom på at registrering av svake fluorescerende responser med høy skannehastighet ved bruk av resonansskannere krever svært følsomme detektorer som hybriddetektorer36.
Denne artikkelen presenterer en metode for å øke den tidsmessige oppløsningen av signaler registrert med Laser Scanning Confocal Microscopy (LSCM) samtidig som den romlige oppløsningenopprettholdes 37. Dagens metode er en videreutvikling av metodene beskrevet tidligere og overført til LSCM-plattformen38,39,40. Denne tilnærmingen krever ikke endringer i mikroskopmaskinvaren og er basert på anvendelse av en algoritme for opptak av periodisk fremkalte fluorescerende signaler med et tidsskift i forhold til stimuleringsmomentet.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Capillary Glass</td>
			<td>Clark Electromedical instruments, UK</td>
			<td>GC150-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal and multiphoton microscope system Leica TCS SP5 MP</td>
			<td>Leica Microsystems , Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flaming/Brown Micropipette Puller P 97</td>
			<td>Sutter Instrument, USA</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow regulator</td>
			<td>KD Medical GmbH Hospital Products, Germany</td>
			<td>KD REG</td>
			<td>Disposable infusion set with Flow regulator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>H0887</td>
			<td>100mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illumination system Leica CLS 150X</td>
			<td>Leica Microsystems, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health, USA</td>
			<td></td>
			<td>http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las AF software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Las X software</td>
			<td>Leica Microsystems, Heidelberg, Germany</td>
			<td></td>
			<td>https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Holder with Suction Tubing</td>
			<td>BIOSCIENCE TOOLS, USA</td>
			<td>MTH-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microspin FV 2400</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010201-AAA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine science tools, Canada</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-spin MSC 3000</td>
			<td>Biosan, Latvia</td>
			<td>BS-010205-AAN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oregon Green 488 BAPTA-1 pentapotassium salt</td>
			<td>Molecular Probes, USA</td>
			<td>O6806</td>
			<td>500 &#956;g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>720210</td>
			<td>0.5-10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tip</td>
			<td>Biohit, Russia</td>
			<td>781349</td>
			<td>10 &#181;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasticine</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single-use hypodermic needles</td>
			<td>Bbraun</td>
			<td>100 Sterican</td>
			<td>0.4&#215;40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spreadsheet program</td>
			<td>Microsoft, USA</td>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope, Leica M80</td>
			<td>Leica Microsystems , Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction electrode</td>
			<td>Kazakov A. SIMPLE SUCTION ELECTRODE FOR ELECTRIC STIMULATION OF BIOLOGICAL OBJECTS / A. Kazakov, M. Alexandrov, N. V. Zhilyakov et al. // International research journal.&#160;- 2015. - No. 9 (40) Part 3. - P. 13-16.</td>
			<td></td>
			<td>http://research-journal.org/biology/prostoj-vsasyvayushhij-elektrod-dlya-elektricheskoj-stimulyacii-biologicheskix-obektov/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 elastomer</td>
			<td>Dow Corning, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>0.5 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>local producer</td>
			<td></td>
			<td>60 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

registration of calcium transients in mouse neuromuscular junction with high temporal resolution using confocal microscopy

Estimering av det presynaptiske kalsiumnivået er en nøkkeloppgave for å studere synaptisk overføring siden kalsiuminngang i den presynaptiske cellen utløser en kaskade av hendelser som fører til frigjøring av nevrotransmittere. Videre formidler endringer i presynaptiske kalsiumnivåer aktiviteten til mange intracellulære proteiner og spiller en viktig rolle i synaptisk plastisitet. Å studere kalsiumsignalering er også viktig for å finne måter å behandle nevrodegenerative sykdommer på. Det nevromuskulære krysset er en egnet modell for å studere synaptisk plastisitet, da den bare har en type nevrotransmitter. Denne artikkelen beskriver metoden for å laste et kalsiumfølsomt fargestoff gjennom kuttnervebunten inn i musens motoriske nerveender. Denne metoden tillater estimering av alle parametere relatert til intracellulære kalsiumendringer, slik som basal kalsiumnivå og kalsiumforbigående. Siden tilstrømningen av kalsium fra cellens ytre inn i nerveterminalene og dets binding / ubinding til kalsiumfølsomt fargestoff forekommer innenfor noen få millisekunder, er det nødvendig med et raskt bildebehandlingssystem for å registrere disse hendelsene. Faktisk brukes høyhastighetskameraer ofte til registrering av raske kalsiumendringer, men de har lave bildeoppløsningsparametere. Protokollen som presenteres her for registrering av kalsiumtransient, tillater ekstremt god romlig-temporal oppløsning levert av konfokal mikroskopi.

Etter å ha belastet preparatet med fargestoff i henhold til den presenterte teknikken, hadde de fleste synapsene som befant seg nær nervestubben et tilstrekkelig nivå av fluorescens (se figur 2). Etter lasting av klargjøring med fargestoffet ogpåføring av den beskrevne metoden for registrering og bildebehandling ble kalsiumtransienter med ønsket romlig og tidsmessig oppløsning oppnådd (se figur 4). Kalsiumtransienten er gjenfunnet ved den foreslåtte me...

Watch this Scientific Journal Video about Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy at JoVE.com

Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy

Protokollen beskriver metoden for å laste et fluorescerende kalsiumfargestoff gjennom kuttnerven i musemotoriske nerveterminaler. I tillegg presenteres en unik metode for registrering av raske kalsiumtransienter i perifere nerveender ved hjelp av konfokalmikroskopi.

Registrering av kalsiumtransienter i mus Neuromuscular Junction med høy temporal oppløsning ved bruk av konfokal mikroskopi

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a ...

Estimering av et presynaptisk kalsiumnivå er en sentral oppgave i studiet av synaptisk transmisjon. Å studere kalsiumsignalering er også viktig for å finne måter å behandle nevrodegenerative sykdommer på. Den største fordelen med den presenterte lasteteknikken er at fargingen kun er utført for cellene av interesse.Vår metode for registrering av kalsiumintransiens gir ekstremt god romlig-temporal oppløsning. Den presenterte registreringsmetoden kan være nyttig for nevrofysiologer som trenger å registrere raske periodiske prosesser ved hjelp av et konfokalt mikroskop. Det vanskeligste trinnet i lasteteknikken er å holde nerven inne i pipetten.Pipettens diameter må passe perfekt, så lag noen flere. Å vite at alle trinnene i protokollen er kompliserte, og å demonstrere hver av dem vil hjelpe mye. Begynn med å feste levator auris longus muskelvev på en litt strukket måte i den elastomerbelagte petriskålen med de fine pinnene i rustfritt stål og tilsett Ringers løsning i parabolen til muskelen er helt dekket.Deretter bruker du en mikropipettetrekker for å forberede en mikropipette med en fin skarp spiss for de intracellulære opptakene. Bruk kapillærer uten indre filamenter. Etter å ha scoret taperen med et slipemiddel, bryt av mikropipettespissen, og la en spiss være åpen til omtrent 100 mikrometer i diameter.Deretter brannpolerer spissen til den indre diameteren krymper fra 80 mikrometer til 12 mikrometer. Når du er ferdig, fest et silikonrør til den ene siden og en sprøyte uten nål til den andre siden av fyllepipetten. Under et stereomikroskop, finn hvor nervestammen blir til separate nervegrener.Legg fyllpipetten på petriskålen med voks, og flytt deretter pipettespissen til den står over nerven. Klipp nerven nær muskelfiberen med fin saks, og la et lite stykke nervestubbe, omtrent en millimeter lang. Deretter aspirerer du nervestubben med litt Ringer-løsning i tuppen av fyllepipetten, uten å klemme nerven.Når du er ferdig, fjern silikonrøret fra fyllepipetten. Bruk senere en sprøyte med et langt filament for å trekke fargestoffladningsløsningen. Sett deretter filamentspissen med lasteløsningen inn i fyllingspipetten og slipp blandingen på nervestubben, etterfulgt av inkubering av nervepreparasjonen ved romtemperatur i mørket i 30 minutter.Etter inkubasjonen, skyll nervepreparatet med fersk Ringers løsning før du behandler den med 50 ml Ringers løsning i et glassbeger ved 25 grader Celsius i to timer. For konfokalmikroskopi, monter nervepreparatet i et silisiumelastomerbelagt eksperimentelt kammer og fest det, litt strukket, med et sett med stålmikronedler. Skyll deretter preparatet grundig med Ringer-løsningen.Monter en sugeelektrode på kammeret. Etter montering av forberedelseskammeret på mikroskoptrinnet, plasser innløps- og utløpsbeslagene i kammeret. Slå på et tyngdekraftstrømdrevet system for å fjerne overflødig løsning fra preparatet.Når du er ferdig, kobler du den stimulerende sugeelektroden til en elektrisk stimulator og sørger for at muskulære sammentrekninger oppstår etter stimuli. Fyll deretter opp perfusjonssystemet med Ringer-oppløsningen som inneholder 10 mikromolar d-tubocurarine og slå på perfusjonssugepumpen for å starte perfusjon. I laserskanning konfokalmikroskop, eller LSCM programvare, velger elektrofysiologi og oppkjøpsmodus for å angi bildeparametere.I jobbmenyinnstillingene velger du utløserinnstillingene for å utløse stimulatoren med mikroskopsynkroniseringspulsen og setter utløseren ut på rammefeltet til OUT 1-kanalen. Vri skannemodus til XYT med en skanningsfrekvens på 1.400 hertz. Zoomfaktoren skal være 6.1 med nålehullet helt åpent.Kontroller at sekvensiell, forbigående, toveis X-modus er på, og angi deretter minimumstiden for å danne en ramme på 52 millisekunder og samle rammer i en rå video med 20 bilder. Sett eksitasjonsbølgelengden til argonlaseren på 488 nanometer med 8% utgangseffekt. Når parametrene er angitt, trykker du på live mode-knappen for å få en live forhåndsvisning av nerveterminaler lastet med fargestoffet.I live-modus, søk etter interesseområdet, eller avkastningen, for å få best mulig fokus. Skift deretter forsinkelsen på stimulatoren med to millisekunder mindre i forhold til forrige verdi og kjør datainnsamlingsprogramvaren for å skaffe 26 sekvenser ved å skifte hver sekvens to millisekunder fra den forrige. For å behandle de innspilte videoene, kjør Leica Application Suite X eller LAS X-programvaren, og åpne prosjektet som er opprettet.Klikk deretter på eksporter og lagre som for å lagre rammer i TIF-format i målmappen. Deretter kjører du ImageJ-programvaren og klikker på fil, import og bildesekvens. I det åpne bildesekvensvinduet velger du målmappen og åpner den første rammen.Fra sekvensalternativene går du til startbildefeltet og setter rammenummeret til ett for det første bildet. I intervallfeltet angir du deretter verdien lik antall bilder i det første signalopptaket før du klikker ok. For å lagre den genererte filen med sydde første rammer i en egen mappe, klikk på fil-, lagrings- og mappefanene i rekkefølge.Gjenta prosedyrene for 19 delbilder ved å angi det tilsvarende rammenummeret i feltet startbilde. Når alle bildene er hentet, klikker du på fil, import og bildesekvens for å velge en i startbildet og økningsfeltene. Den endelige videoen med alle rammene sydd sammen ved økt tidsmessig oppløsning kan sees.Lagre deretter videofilen i TIF-format. For å analysere den sydde videoen, klikk på bilde, stabler, verktøy og stabelsortering. Gå deretter til analyse, verktøy og ROI-behandling.Dra og slipp TIF-filen som tidligere er lagret i ImageJ-vinduet, og utvid deretter bildet for en bedre visning. For å forbedre bildevisualiseringen, klikk på bilde, juster for å slå lysstyrkekontrast til auto. Sett bakgrunnen nær nerveterminalen ved å tegne avkastning og tilføre verdi til ROI-lederen.Beregn deretter bakgrunnen ved å klikke på mer og flere mål. Kopier middelverdier som skal limes inn i regnearkprogrammet. Deretter beregner du gjennomsnittsverdien.Deretter trekker du den beregnede gjennomsnittsverdien fra stablene ved å klikke på prosess, hoved og trekke fra. Skriv inn den oppnådde verdien og tegn ROI rundt en nerveterminal via en polygonlinje før du legger den til ROI-lederen. Mål den forbigående intensiteten til nerveterminalen ved å klikke på flere og flere målefaner.Kopier deretter de gjennomsnittlige intensitetsverdiene og lim dem inn i regnearkprogrammet for å beregne gjennomsnittlig forskyvning av signaler. Del signalverdiene med gjennomsnittlig forskyvningsverdi. Fra den oppnådde verdien trekker du en og multipliserer deretter med 100% etterfulgt av å plotte en kalsiumtransientgraf for å bestemme amplituden.Etter å ha lastet nervepreparatet med et fargestoff, ligger det meste av synapsen nær nervestubben, indikert et tilstrekkelig nivå av fluorescens. Etter bildebehandlingen ble kalsiumforgjengelighet med ønsket romlig og tidsmessig oppløsning oppnådd. Et av de viktigste trinnene i denne protokollen er at nervestubben må plasseres i fargestoffholdig løsning i de første minuttene etter å ha kuttet nerven.Denne metoden kan brukes til å laste forskjellige fargestoffer og stoffer inn i motorneuroner. Protokoll for registrering kan være nyttig for å vurdere kalsium i dendritter og spines i CNS-preparater. Vår teknikk gjør det mulig å registrere et kalsiumsignal med god romlig og tidsmessig oppløsning.Å studere kalsiumtransiens er et kraftig verktøy i forskningsregulering av en nevrotransmitterfrigivelse og synaptisk plastisitet.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacology

Neuroscience

Unit 1

Skeletal Muscle Relaxants

SCIENTISTS IN ACTION

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

Dissection and Imaging of Active Zones in the Drosophila Neuromuscular Junction

The Drosophila  larvae neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model for the study of synaptic structure and function. Drosophila  is well known for ...

Sequential Photo-bleaching to Delineate Single Schwann Cells at the Neuromuscular Junction

Sekvensiell Foto bleking å avgrense Enkelt Schwann celler på nevromuskulær Junction

Sequential photo-bleaching provides a non-invasive way to label individual SCs at the NMJ. The NMJ is the largest synapse of the mammalian nervous system ...

Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

Micron-skala Resolution Optical Tomography av hele mus hjerner med Confocal Lett Sheet Mikros

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Detection of In Situ Protein-protein Complexes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction Using Proximity Ligation Assay

Påvisning av<em&gt; In Situ</em&gt; Protein-protein komplekser på<em&gt; Drosophila</em&gt; Larve Nevromuskulær Junction hjelp Proximity Ligation analysen

Discs large (Dlg) is a conserved member of the membrane-associated guanylate kinase family, and serves as a major scaffolding protein at the larval ...

The Neuromuscular Junction: Measuring Synapse Size, Fragmentation and Changes in Synaptic Protein Density Using Confocal Fluorescence Microscopy

Nevromuskulære krysset: Måling Synapse Størrelse, fragmentering og endringer i Synaptic Protein Tetthet Bruke Confocal Fluorescensmikroskopi

The neuromuscular junction (NMJ) is the large, cholinergic relay synapse through which mammalian motor neurons control voluntary muscle contraction. ...

Loading a Calcium Dye into Frog Nerve Endings Through the Nerve Stump: Calcium Transient Registration in the Frog Neuromuscular Junction

Laster et kalsiumfargestoff inn i froskens nerveender gjennom nervestubben: Kalsiumtransientregistrering i Frog Neuromuscular Junction

One of the most feasible methods of measuring presynaptic calcium levels in presynaptic nerve terminals is optical recording. It is based on using ...

Measuring Neuromuscular Junction Functionality

Måle nevromuskulær Junction funksjonalitet

Neuromuscular junction (NMJ) functionality plays a pivotal role when studying diseases in which the communication between motor neuron and muscle is ...

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

Two Algorithms for High-throughput and Multi-parametric Quantification of Drosophila Neuromuscular Junction Morphology

To Algoritmer for høy gjennomstrømming og Multi-parametrisk Kvantifisering av<em&gt; Drosophila</em&gt; Neuromuskulære Morfologi

Synaptic morphology is tightly related to synaptic efficacy, and in many cases morphological synapse defects ultimately lead to synaptic malfunction. The ...

High-resolution Confocal Imaging of the Blood-brain Barrier: Imaging, 3D Reconstruction, and Quantification of Transcytosis

Høyoppløselig AC Confocal avbildning av blod - hjerne barrieren: bildebehandling, 3D rekonstruksjon og kvantifisering av Transcytosis

The blood-brain barrier (BBB) is a dynamic multicellular interface that regulates the transport of molecules between the circulation and the brain. ...

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Focal Macropatch Recordings of Synaptic Currents from the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Fokal Macropatch opptak av Synaptic strøm fra Drosophila larver nevromuskulær krysset

Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an excellent model system to study glutamatergic synaptic transmission. We describe the technique of focal ...