Name: a microphysiological system to study leukocyte-endothelial cell interaction during inflammation
Uploaded: 2021-12-09T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health, Grant Number: GM114359 et GM134701 (M.F.K. et L.E.K.), 1F31AI164870-01 (J.C.L.), et Defense Threat Reduction Agency, Grant Number: HDTRA11910012 (M.F.K. et L.E.K.).

Le sang humain héparinisé est obtenu pour l’isolement des neutrophiles auprès de donneurs adultes en bonne santé (hommes et femmes, âgés de 21 à 60 ans), après consentement éclairé approuvé par l’Institutional Review Board de Temple University (Philadelphie, PA, États-Unis).
1. Amorçage et revêtement de l’appareil avec de la fibronectine humaine
REMARQUE: Le bMFA dispose de deux ports d’entrée et de deux ports de sortie connect?...

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	<li>Kolaczkowska, E., Kubes, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophil+recruitment+and+function+in+health+and+inflammation.">Neutrophil recruitment and function in health and inflammation.</a> Nature Reviews Immunology. 13 (3), 159-175 (2013).</li><li>Yang, Q., Wijerathne, H., Langston, J. C., Kiani, M. F., Kilpatrick, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Emerging+approaches+to+understanding+microvascular+endothelial+heterogeneity:+A+roadmap+for+developing+anti-inflammatory+therapeutics.">Emerging approaches to understanding microvascular endothelial heterogeneity: A roadmap for developing anti-inflammatory therapeutics.</a> International Journal of Molecular Sciences. 22 (15), 7770 (2021).</li><li>Joffre, J., Hellman, J., Ince, C., Ait-Oufella, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+responses+in+sepsis.">Endothelial responses in sepsis.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 202, 361-370 (2020).</li><li>Ince, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+endothelium+in+sepsis.">The endothelium in sepsis.</a> Shock. 45, 259-270 (2016).</li><li>Ruparelia, N., Chai, J. T., Fisher, E. A., Choudhury, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+processes+in+cardiovascular+disease:+a+route+to+targeted+therapies.">Inflammatory processes in cardiovascular disease: a route to targeted therapies.</a> Nature Reviews Cardiology. 14 (3), 133-144 (2017).</li><li>Kilpatrick, L. E., Kiani, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+approaches+to+evaluate+leukocyte-endothelial+cell+interactions+in+sepsis+and+inflammation.">Experimental approaches to evaluate leukocyte-endothelial cell interactions in sepsis and inflammation.</a> Shock. 53, 585-595 (2020).</li><li>Langer, H. F., Chavakis, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leukocyte-endothelial+interactions+in+inflammation.">Leukocyte-endothelial interactions in inflammation.</a> Journal of Cellular and Molecular Medicine. 13 (7), 1211-1220 (2009).</li><li>Sadik, C. D., Luster, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid-cytokine-chemokine+cascades+orchestrate+leukocyte+recruitment+in+inflammation.">Lipid-cytokine-chemokine cascades orchestrate leukocyte recruitment in inflammation.</a> Journal of Leukocyte Biology. 91 (2), 207-215 (2012).</li><li>Phillipson, M., Kubes, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neutrophil+in+vascular+inflammation.">The neutrophil in vascular inflammation.</a> Nature Medicine. 17, 1381-1390 (2011).</li><li>Maniatis, N. A., Orfanos, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+endothelium+in+acute+lung+injury/acute+respiratory+distress+syndrome.">The endothelium in acute lung injury/acute respiratory distress syndrome.</a> Current Opinion in Critical Care. 14, 22-30 (2008).</li><li>Ley, K., Laudanna, C., Cybulsky, M. I., Nourshargh, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Getting+to+the+site+of+inflammation:+the+leukocyte+adhesion+cascade+updated.">Getting to the site of inflammation: the leukocyte adhesion cascade updated.</a> Nature Reviews Immunology. 7, 678-689 (2007).</li><li>Molteni, R., Fabbri, M., Bender, J. R., Pardi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathophysiology+of+leukocyte-tissue+interactions.">Pathophysiology of leukocyte-tissue interactions.</a> Current Opinion in Cell Biology. 18, 491-498 (2006).</li><li>Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+shear+stress+on+endothelial+cells:+go+with+the+flow.">Effects of shear stress on endothelial cells: go with the flow.</a> Acta Physiologica. 219 (2), 382-408 (2017).</li><li>Prabhakarpandian, B., Shen, M. -. C., Pant, K., Kiani, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+devices+for+modeling+cell-cell+and+particle-cell+interactions+in+the+microvasculature.">Microfluidic devices for modeling cell-cell and particle-cell interactions in the microvasculature.</a> Microvascular Research. 82, 210-220 (2011).</li><li>Zou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PSGL-1+derived+from+human+neutrophils+is+a+high-efficiency+ligand+for+endothelium-expressed+E-selectin+under+flow.">PSGL-1 derived from human neutrophils is a high-efficiency ligand for endothelium-expressed E-selectin under flow.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 289, 415-424 (2005).</li><li>Lamberti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioinspired+microfluidic+assay+for+in+vitro+modeling+of+leukocyte-endothelium+interactions.">Bioinspired microfluidic assay for in vitro modeling of leukocyte-endothelium interactions.</a> Analytical Chemistry (Journal). 86, 8344-8351 (2014).</li><li>Prabhakarpandian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+microvascular+networks+for+quantitative+analysis+of+particle+adhesion.">Synthetic microvascular networks for quantitative analysis of particle adhesion.</a> Biomedical Microdevices. 10 (4), 585-595 (2008).</li><li>Soroush, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+microfluidic+assay+reveals+a+key+role+for+protein+kinase+C+delta+in+regulating+human+neutrophil-endothelium+interaction.">A novel microfluidic assay reveals a key role for protein kinase C delta in regulating human neutrophil-endothelium interaction.</a> Journal of Leukocyte Biology. 100, 1027-1035 (2016).</li><li>Roth, N. M., Kiani, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+&amp;#34;geographic+information+systems&amp;#34;+based+technique+for+the+study+of+microvascular+networks.">A &amp;#34;geographic information systems&amp;#34; based technique for the study of microvascular networks.</a> Annals of Biomedical Engineering. 27, 42-47 (1999).</li><li>Prabhakarpandian, B., Wang, Y. I., Rea-Ramsey, A., Sundaram, S., Kiani, M. F., Pant, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bifurcations:+Focal+points+of+particle+adhesion+in+microvascular+networks.">Bifurcations: Focal points of particle adhesion in microvascular networks.</a> Microcirculation. 18, 380-389 (2011).</li><li>Rosano, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+physiologically+realistic+in+vitro+model+of+microvascular+networks.">A physiologically realistic in vitro model of microvascular networks.</a> Biomedical Microdevices. 11, 1051-1057 (2009).</li><li>Tousi, N., Wang, B., Pant, K., Kiani, M. F., Prabhakarpandian, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+adhesion+of+leukocytes+near+bifurcations+is+endothelium+independent.">Preferential adhesion of leukocytes near bifurcations is endothelium independent.</a> Microvascular Research. 80, 384-388 (2010).</li><li>Yona, S., Hayhoe, R., Avraham-Davidi, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monocyte+and+neutrophil+isolation+and+migration+assays.">Monocyte and neutrophil isolation and migration assays.</a> Current Protocols in Immunology. 88 (1), 11-14 (2010).</li><li>Entschladen, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+methods+of+human+cell+migration.">Analysis methods of human cell migration.</a> Experimental Cell Research. 307 (2), 418-426 (2005).</li><li>Chen, H. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Boyden+chamber+assay.+Methods+in+Molecular+Biology.">Boyden chamber assay. Methods in Molecular Biology.</a> Cell Migration: Developmental Methods and Protocols. , (2005).</li><li>Deosarkar, S. P., Prabhakarpandian, B., Wang, B., Sheffield, J. B., Krynska, B., Kiani, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+dynamic+neonatal+blood-brain+barrier+on+a+chip.">A novel dynamic neonatal blood-brain barrier on a chip.</a> PloS one. 10, 142725 (2015).</li><li>Soroush, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophil-endothelial+interactions+of+murine+cells+is+not+a+good+predictor+of+their+interactions+in+human+cells.">Neutrophil-endothelial interactions of murine cells is not a good predictor of their interactions in human cells.</a> The FASEB Journal. 34, 2691-2702 (2020).</li><li>Soroush, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+Kinase+C-Delta+(PKC&#948;)+tyrosine+phosphorylation+is+a+critical+regulator+of+neutrophil-endothelial+cell+interaction+in+inflammation.">Protein Kinase C-Delta (PKC&#948;) tyrosine phosphorylation is a critical regulator of neutrophil-endothelial cell interaction in inflammation.</a> Shock. 51 (5), 538-547 (2019).</li><li>Soroush, F., Tang, Y., Zaidi, H. M., Sheffield, J. B., Kilpatrick, L. E., Kiani, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PKC&#948;+inhibition+as+a+novel+medical+countermeasure+for+radiation-induced+vascular+damage.">PKC&#948; inhibition as a novel medical countermeasure for radiation-induced vascular damage.</a> The FASEB Journal. 32, 6436-6444 (2018).</li><li>Pradhan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microvascularized+tumor-mimetic+platform+for+assessing+anti-cancer+drug+efficacy.">A microvascularized tumor-mimetic platform for assessing anti-cancer drug efficacy.</a> Scientific Reports. 8 (1), 3171 (2018).</li><li>Tang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+biomimetic+microfluidic+tumor+microenvironment+platform+mimicking+the+EPR+effect+for+rapid+screening+of+drug+delivery+systems.">A biomimetic microfluidic tumor microenvironment platform mimicking the EPR effect for rapid screening of drug delivery systems.</a> Scientific Reports. 7 (1), 1-14 (2017).</li><li>Tang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+C-delta+inhibition+protects+blood-brain+barrier+from+sepsis-induced+vascular+damage.">Protein kinase C-delta inhibition protects blood-brain barrier from sepsis-induced vascular damage.</a> Journal of Neuroinflammation. 15, 309 (2018).</li><li>Mondrinos, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+endothelial+protein+kinase+C-delta+(PKCd)+regulates+neutrophil+migration+in+acute+lung+inflammation.">Pulmonary endothelial protein kinase C-delta (PKCd) regulates neutrophil migration in acute lung inflammation.</a> The American Journal of Pathology. 184, 200-213 (2014).</li><li>Kilpatrick, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+against+sepsis-induced+lung+injury+by+selective+inhibition+of+protein+kinase+C-d+(d-PKC).">Protection against sepsis-induced lung injury by selective inhibition of protein kinase C-d (d-PKC).</a> Journal of Leukocyte Biology. 89, 3-10 (2011).</li><li>Mondrinos, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodistribution+and+efficacy+of+targeted+pulmonary+delivery+of+a+protein+kinase+C-d+inhibitory+peptide:+Impact+on+Indirect+lung+Injury.">Biodistribution and efficacy of targeted pulmonary delivery of a protein kinase C-d inhibitory peptide: Impact on Indirect lung Injury.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 355, 86-98 (2015).</li><li>Liverani, E., Mondrinos, M. J., Sun, S., Kunapuli, S. P., Kilpatrick, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+protein+kinase+C-delta+in+regulating+platelet+activation+and+platelet-leukocyte+interaction+during+sepsis.">Role of protein kinase C-delta in regulating platelet activation and platelet-leukocyte interaction during sepsis.</a> PloS one. 13, 0195379 (2018).</li><li>Smith, A. M., Prabhakarpandian, B., Pant, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+shear+adhesion+map+using+SynVivo+synthetic+microvascular+networks.">Generation of shear adhesion map using SynVivo synthetic microvascular networks.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (87), e51025 (2014).</li></ol>

Le bMFA reproduit la topographie et les conditions d’écoulement des réseaux microvasculaires in vivo et peut être utilisé pour étudier l’interaction cellule leucocytaire-endothéliale et la fonction endothéliale in vitro dans des conditions physiologiquement réalistes. Dans la microvascularisation de la souris ou de l’homme, la géométrie des réseaux microvasculaires est auto-similaire et fractale, et le nombre de Reynolds << 1, ce qui indique que la géométrie vasculaire n’a pas d’i...

L’inflammation est la réponse de l’hôte à l’infection et à la blessure, et l’endothélium joue un rôle important dans la réponse inflammatoire 1,2,3. Le dérèglement inflammatoire est la cause sous-jacente d’un certain nombre de pathologies telles que la septicémie, les maladies cardiovasculaires, l’asthme, les maladies inflammatoires de l’intestin, le cancer et la COVID-19. Les interactions leucocytaires-endothéliales jouent un rôle central dans ces maladies inflammatoires. Au cours de l’inflammation, la libération de PAMPS (modèles moléculaires associés à des agents pathogènes) à partir d’agents pathogènes ou de DAMPS (modèles moléculaires associés à des dommages) à partir de tissus lésés active les cellules immunitaires pour libérer des cytokines / chimiokines et d’autres médiateurs pro-inflammatoires qui conduisent à l’activation de l’endothélium, entraînant des altérations de la fonction de barrière de l’endothélium vasculaire et une perméabilité accrue 3,4 . L’activation accrue des cellules endothéliales pendant l’inflammation entraîne une amélioration de l’interaction leucocytaire-cellule endothéliale conduisant à une migration excessive des leucocytes activés à travers l’endothélium vasculaire vers les organes clés 1,5,6,7.
Le recrutement des leucocytes est initié par des chimioattractifs chimiquement divers composés de lipides bioactifs, de cytokines, de chimiokines et de composantscomplémentaires 8,9. Le recrutement des leucocytes est un processus en plusieurs étapes qui comprend cinq étapes distinctes : 1) la marge et la capture/fixation des leucocytes, 2) le roulement, 3) l’arrêt ferme, 4) l’étalement et le rampement et 5) l’extravasation/migration (Figure 1). Chaque étape de ce processus nécessite une diaphonie entre les leucocytes et les cellules endothéliales pour orchestrer ce phénomène dynamique 1,9. En fin de compte, les leucocytes arrêtés extravasent les tissus enflammés à travers l’endothélium via un processus en plusieurs étapes contrôlé par des signaux simultanés dépendants de la chimioattraction, des événements adhésifs et des forces de cisaillement hémodynamiques 1,9,10,11,12.
Compte tenu du rôle central du stress de cisaillement dans la régulation de la fonction des cellules endothéliales et de l’importance des interactions cellules leucocyte-endothélium13, plusieurs modèles in vitro ont été développés au cours des dernières décennies pour étudier divers aspects de la cascade de migration des leucocytes dans un environnement plus contrôlé14. Les dispositifs fluidiques traditionnels pour étudier les interactions leucocytaires-cellules endothéliales peuvent être classés en deux grandes catégories14: a) les dispositifs pour étudier le roulement leucocytaire, l’adhésion et l’expression des molécules d’adhésion tels que les chambres d’écoulement de plaques parallèles et b) les dispositifs pour étudier la migration des leucocytes dans des conditions statiques telles que les chambres transwell. Des systèmes tels que les chambres d’écoulement à plaques parallèles ont été utilisés pour étudier le rôle des molécules d’adhésion et de leurs ligands dans la cascade d’adhésion sous les forces de cisaillement15. Cependant, un inconvénient important est que ces dispositifs simplistes et idéalisés (p. ex., canal droit) ne sont pas en mesure de reproduire l’échelle et la géométrie de la microvascularisation in vivo (p. ex., bifurcations vasculaires successives, morphologie vasculaire) et les conditions d’écoulement qui en résultent (p. ex., écoulements convergents ou divergents aux bifurcations). En conséquence, ces dispositifs ne peuvent modéliser que l’adhérence mais pas la transmigration. Les chambres Transwell ne peuvent étudier la transmigration que dans des conditions statiques sans tenir compte des caractéristiques géométriques in vivo et des conditions d’écoulement. Ainsi, ces modèles traditionnels n’imitent pas le microenvironnement des tissus vivants et ne résolvent pas l’adhérence et la cascade de migration en un seul essai6.
Pour remédier à cette limitation, nous avons développé et validé de manière approfondie un nouveau test microfluidique biomimétique 3D (bMFA) (Figure 2), qui reproduit de manière réaliste des réseaux microvasculaires in vivo sur une puce 16,17,18. Le protocole de microfabrication de cet appareil a été publié précédemment17 et n’est que brièvement décrit ici. La microvascularisation du muscle cremaster de souris a été numérisée à l’aide d’une approche modifiée du système d’information géographique (SIG)19. Ensuite, le réseau microvasculaire synthétique a été généré sur le polydiméthylsiloxane (PDMS) à l’aide de procédés de lithographie douce basés sur le réseau microvasculaire numérisé 14,17,20,21,22. En bref, les images de réseau numérisées ont été imprimées sur un film Mylar, qui a ensuite été utilisé comme masque pour modeler une résine photosensible positive SU-8 sur une plaquette de silicium afin de créer les maîtres pour la fabrication. Des piliers microfabriqués (10 μm de diamètre, 3 μm de haut) ont été utilisés pour créer les pores de 3 μm de haut et 100 μm de large, une taille optimale pour la migration des leucocytes 23,24,25, reliant les canaux vasculaires et les compartiments tissulaires. Le PDMS a été préparé conformément aux instructions du fabricant et versé sur les maîtres développés. De plus, le PDMS a été dégazé et autorisé à durcir pendant la nuit dans un four (65 °C) pour créer des microcanaux complémentaires dans le PDMS. Par la suite, le PDMS durci a été décollé du maître SU-8, suivi d’orifices de poinçonnage pour les entrées / sorties. Ensuite, le PMDS a été lié au plasma à une lame de verre. La surface du dispositif microfluidique comprend du verre natif et du PDMS. Afin de favoriser la fixation, la propagation et la prolifération des cellules, un revêtement à matrice extracellulaire (ECM) est nécessaire. L’AMBB comprend un réseau microvasculaire et un compartiment tissulaire relié par des pores de 3 μm de haut et 100 μm de large (figure 2). Ce système microfluidique reproduit l’ensemble de la cascade d’adhésion/migration des leucocytes dans un environnement 3D physiologiquement pertinent d’un réseau microvasculaire complet avec des vaisseaux et des bifurcations interconnectés, y compris la circulation, la marge, le roulement, l’adhésion et la migration des leucocytes dans le compartiment tissulaire extra-vasculaire dans un seul système 14,16,17,21,26.
Il convient de noter que même lorsque le débit à l’entrée de bMFA est fixe, les conditions d’écoulement dans le réseau varient à différents endroits et ne peuvent pas être calculées par une formule mathématique simple. Un modèle numérique basé sur la dynamique des fluides (CFD) a été développé pour calculer différents paramètres d’écoulement (par exemple, la contrainte de cisaillement, le taux de cisaillement, la vitesse) à différents endroits du réseau. Ce modèle CFD a été utilisé pour simuler les modèles de perfusion de colorant et les paramètres d’écoulement dans le bMFA. La validation croisée avec les résultats expérimentaux suggère que les résistances d’écoulement à travers le réseau sont bien prédites par le modèle de calcul (Figure 3)17. Ce modèle CFD a ensuite été utilisé pour estimer la vitesse et le profil de vitesse de cisaillement dans chaque récipient de bMFA (Figure 4), permettant d’analyser les effets de l’écoulement et de la géométrie du cisaillement sur le laminage, l’adhérence et la migration des leucocytes16. Les leucocytes adhèrent préférentiellement près des bifurcations et dans les régions à faible cisaillement in vivo, et ces modèles spatiaux d’adhésion des leucocytes ont été démontrés avec succès dans l’AGB à l’aide de neutrophiles (Figure 5)16. Cet article décrit le protocole de préparation de l’AMFb pour étudier l’interaction entre les cellules leucocytaires et endothéliales dans des conditions inflammatoires à l’aide de cellules endothéliales microvasculaires pulmonaires humaines (HLMVEC) et de neutrophiles humains. Les systèmes microphysiologiques, tels que le bMFA, peuvent être utilisés pour étudier les interactions des cellules endothéliales avec différents types de cellules telles que les neutrophiles, les monocytes, les lymphocytes et les cellules tumorales 18,27,28,29,30. L’AGB peut être ensemencée avec des cellules endothéliales primaires de différents organes (p. ex., poumon vs cerveau) et différentes espèces (p. ex., cellules endothéliales humaines vs murines), ainsi que des lignées cellulaires endothéliales 21,27,31,32. Le bMFA peut être utilisé pour étudier les réponses cellulaires multiples, les interactions cellule-cellule, la fonction barrière, l’administration de médicaments et la toxicité des médicaments.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-823-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biomimetic microfluidic assay (bMFA)</td>
			<td>SynVivo</td>
			<td>SMN1-C001</td>
			<td>Exclusive at SynVivo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt needle</td>
			<td>Jensen Global</td>
			<td>JG24-0.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Chloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>C70-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CFDA, SE</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>C1157</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran, 250,000, Powder</td>
			<td>Spectrum Chemical Mfg. Corp</td>
			<td>DE-130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ficoll-Paque Premium</td>
			<td>GE Health Care</td>
			<td>17-5442-02</td>
			<td>Leukocyte isolation media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fMLP</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F3506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hepes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AAJ1692630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human fibronectin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>33-016-015</td>
			<td>use vendor recommended ECM for different cell lines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvascular Endothelial Cell Growth Medium-2 BulletKit</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>cc-3202</td>
			<td>Human lung microvascular endothelial cell culture medium (HLMVEC).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human lung microvascular endothelial cells</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>cc-2527</td>
			<td>use vedor remommended trypsin-EDTA and TNS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium Chloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP214-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon Eclipse Ti2</td>
			<td>Nikon Instruments Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS-elements, 5.20.01</td>
			<td>Nikon Instruments Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Imaging software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>MT21040CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PhD Ultra Syringe Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>70-3007</td>
			<td>Syringe Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Hydroxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-003-763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Human TNF-alpha</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>210-TA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slide clamp</td>
			<td>SynVivo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S640-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Synvivo Pneumatic Primer</td>
			<td>SynVivo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA, Trypsin Neutralization Solution(TNS)</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>cc-5034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon tubing</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-206-8921</td>
			<td>Tubing</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microphysiological system to study leukocyte-endothelial cell interaction during inflammation

Les interactions leucocytaires-endothéliales jouent un rôle important dans les maladies inflammatoires telles que la septicémie. Au cours de l’inflammation, une migration excessive des leucocytes activés à travers l’endothélium vasculaire vers des organes clés peut entraîner une défaillance d’organe. Un test microfluidique biomimétique physiologiquement pertinent (bMFA) a été développé et validé à l’aide de plusieurs techniques expérimentales et informatiques, qui peuvent reproduire l’ensemble de la cascade de roulement/ adhésion/migration des leucocytes pour étudier les interactions leucocytes-cellules endothéliales. Les réseaux microvasculaires obtenus à partir d’images in vivo chez des rongeurs ont été numérisés à l’aide d’une approche de système d’information géographique (SIG) et microfabriqués avec du polydiméthylsiloxane (PDMS) sur une lame de microscope. Pour étudier l’effet de la vitesse de cisaillement et de la topologie vasculaire sur les interactions entre les cellules leucocytes et endothéliales, un modèle de dynamique des fluides computationnelle (CFD) a été développé pour générer une carte correspondante des taux de cisaillement et des vitesses dans l’ensemble du réseau. Le bMFA permet de quantifier les interactions leucocytaires-cellules endothéliales, y compris la vitesse de roulement, le nombre de leucocytes adhérents en réponse à différents taux de cisaillement, le nombre de leucocytes migrés, la perméabilité des cellules endothéliales, l’expression des molécules d’adhésion et d’autres variables importantes. De plus, en utilisant des échantillons liés à l’homme, tels que des cellules endothéliales humaines et des leucocytes, l’AGB fournit un outil de dépistage rapide des traitements potentiels afin d’augmenter leur translatabilité clinique.

Après 48 h de culture sous écoulement de cisaillement dans la bMFA, les cellules endothéliales recouvraient la surface des canaux vasculaires dans la bMFA et s’alignaient dans le sens de l’écoulement (Figure 6). La microscopie confocale a indiqué que toutes les surfaces des canaux vasculaires étaient recouvertes de cellules endothéliales, formant une lumière 3D complète dans bMFA18.
En utilisant ce protocole, une carte d’adh?...

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A Microphysiological System to Study Leukocyte-Endothelial Cell Interaction during Inflammation

Dans ce protocole, un test de microfluide biomimétique, qui peut reproduire un environnement microvasculaire physiologiquement pertinent et reproduire l’ensemble de la cascade d’adhésion / migration des leucocytes, est utilisé pour étudier les interactions leucocytes-cellules endothéliales dans les maladies inflammatoires.

Un système microphysiologique pour étudier l’interaction leucocytaire-endothéliale pendant l’inflammation

Leukocyte-endothelial cell interactions play an important role in inflammatory diseases such as sepsis. During inflammation, excessive migration of ...

Les interactions leucocytaires-endothéliales jouent un rôle important dans les maladies inflammatoires telles que la septicémie. Le dérèglement de l’inflammation provoque souvent une altération de la fonction de barrière de l’endothélium vasculaire et un trafic excessif de leucocytes, ce qui peut entraîner des dommages aux organes. Le test microfluidique biomimétique, ce que nous appelons bMFA, reproduit la topographie et les conditions d’écoulement des réseaux microvasculaires in vivo et permet une évaluation en temps réel du roulement, de l’adhérence ferme, de l’étalement et de la migration des neutrophiles dans le compartiment tissulaire.L’une des forces du test microfluidique biomimétique est la capacité d’utiliser des cellules humaines primaires et des échantillons de patients cliniquement pertinents pour augmenter la traduction clinique et dépister rapidement les traitements potentiels. M. Qingliang Yang, un assistant de recherche diplômé de mon laboratoire, fera la démonstration des procédures. Commencez à insérer le tube d’environ un pouce de longueur dans les ports à l’aide de pinces fines, à l’exception d’un port d’entrée.À l’aide de pinces à mâchoires, serrez les deux orifices de sortie et le compartiment tissulaire ensemble. Diluer la solution mère de fibronectine à 100 microgrammes par millilitre avec du PBS. Chargez une seringue d’un millilitre reliée à une aiguille émoussée de calibre 24 avec la solution de fibronectine diluée et connectez la seringue à un tube de quatre pouces de long.Insérez le tube dans l’orifice d’entrée ouvert, puis poussez le piston jusqu’à ce que la fibronectine humaine soit libérée d’un autre orifice d’entrée et serrez-le. Répétez le processus pour les orifices restants jusqu’à ce que tous les canaux, le compartiment tissulaire et les tubes soient remplis de la solution de fibronectine humaine. Retirez l’aiguille, mais gardez le tube de quatre pouces de long inséré et non serré.Pour effectuer le dégazage, connectez le tube non serré à l’apprêt pneumatique relié à un réservoir d’azote comprimé avec une pression de cinq livres par pouce carré pendant 15 minutes. Au microscope, vérifiez qu’il n’y a pas de bulles d’air piégées dans le canal ou le compartiment tissulaire et reconnectez l’appareil si les bulles d’air sont présentes. Retirez l’appareil de l’apprêt pneumatique et incubez-le à 37 degrés Celsius pendant une heure.À l’aide de milieux de culture de cellules endothéliales microvasculaires pulmonaires humaines préchauffés, rincez tous les canaux et le compartiment tissulaire. Après avoir prélevé les cellules endothéliales comme décrit dans le manuscrit du texte, abattez les cellules par centrifugation pendant cinq minutes à 150 fois G.In la pompe à seringue programmable, montez une seringue d’un millilitre et fixez le tube à l’aiguille émoussée. Aspirez environ 20 microlitres de la suspension cellulaire dans le tube sans la laisser entrer dans le barillet de la seringue.Retirez la pince du port de sortie de l’appareil. Connectez le tuyau à l’orifice d’entrée sans introduire de bulle d’air dans le canal. Arrêtez la pompe avec un débit de quatre à huit microlitres par minute et observez au microscope.Arrêtez la pompe lorsque les canaux sont remplis de cellules. Serrez la sortie et coupez le tube d’entrée. Placez l’appareil dans l’incubateur pendant quatre heures à 5% de dioxyde de carbone et 37 degrés Celsius.Après quatre heures d’incubation, préparez une autre seringue et remplissez-la de milieux de culture cellulaire frais. Montez la seringue dans une pompe à seringue et connectez-la à l’orifice d’entrée. Retirez la pince du port de sortie.Passez le média frais à travers l’appareil pendant environ cinq minutes à quatre à huit microlitres par minute pour retirer les cellules flottantes ou non attachées. Préparez une seringue en la remplissant de milieux de culture cellulaire frais. Montez la seringue dans une pompe à seringue et connectez-la à un orifice d’entrée tout en gardant l’orifice de sortie ouvert.Placez l’appareil dans un incubateur à 37 degrés Celsius et 5% de dioxyde de carbone. Programmez la pompe à seringue pour la culture des cellules endothéliales sous écoulement comme décrit dans le manuscrit du texte. À l’aide d’un microscope, vérifiez l’AMFb après 48 heures de culture sous écoulement.La microscopie confocale a indiqué que toutes les surfaces des canaux vasculaires étaient recouvertes de cellules endothéliales, formant une lumière 3D complète en bMFA. Après avoir préparé trois dispositifs bMFA différents, chargez trois seringues d’un millilitre avec des milieux de culture cellulaire ou TNF-alpha ou TNF-alpha combinés à un inhibiteur du delta PKC respectivement, où le TNF-alpha et la cytokine inflammatoire sont utilisés pour stimuler les cellules endothéliales et les neutrophiles. L’inhibiteur du delta de la PKC est un nouvel inhibiteur anti-inflammatoire.Connectez les trois seringues chargées à trois dispositifs bMFA. En utilisant le tampon TNF-alpha ou TNF-alpha avec inhibiteur ajouté, traiter les cellules endothéliales microvasculaires pulmonaires humaines pendant quatre heures à 0,1 microlitre par minute. Après avoir isolé les neutrophiles humains comme décrit dans le manuscrit du texte, remettez en suspension les neutrophiles dans 999 microlitres de tampon HEPES et ajoutez un microlitre de solution mère de colorant CFDA SE de 10 millimolaires à la suspension, ce qui donne une solution de travail de 10 micromolaires de CFDA SE et incubéez-la pendant 10 minutes à température ambiante.Lavez les cellules deux fois avec un tampon HEPES en centrifugant la solution pendant cinq minutes à 315 fois G.Après avoir compté les cellules, remettez en suspension à 2 millions de neutrophiles par millilitre dans un milieu de culture cellulaire ou TNF-alpha ou TNF-alpha ajouté avec un inhibiteur du delta PKC et incubez à température ambiante pendant 15 minutes. Remplissez la seringue avec un micromolaire d’un chimio-attractif, fMLP, préparé dans un milieu de culture cellulaire. Ouvrez un port d’entrée et un port de sortie du bMFA.Retirez le tube d’orifice du compartiment à tissus et insérez le tube fMLP. Injecter environ 20 microlitres de fMLP dans le compartiment tissulaire pour tous les bMFA, en laissant celui traité avec des milieux de culture cellulaire. Coupez le tube et serrez-le.Remplissez la seringue d’environ 200 microlitres de suspension de neutrophiles et montez la seringue sur la pompe à seringue. Après avoir placé l’appareil sur un étage de microscope inversé, réglez le débit à un microlitre par minute et démarrez la pompe. Attendez qu’une petite goutte de la suspension de neutrophiles sorte du tube et insérez le tube dans l’orifice d’entrée.Les neutrophiles marqués par fluorescence s’écoulent dans les canaux vasculaires et interagissent avec les cellules endothéliales et les conditions d’écoulement physiologiquement pertinentes. Après 10 minutes après le début de l’expérience, ouvrez le logiciel d’analyse d’images, basculez l’objectif sur 10x et utilisez le joystick de scène pour centrer l’appareil sous le microscope. Pour obtenir la carte d’adhésion, accédez à Acquérir, cliquez sur Numériser une grande image.Une nouvelle fenêtre apparaît. Choisissez objectif 10x et définissez l’option de champ, par exemple, 5 par 3. Cliquez sur Analyser, sur Fichier, puis enregistrez la carte d’adhésion.Pour obtenir la carte de migration pour l’analyse de migration, centrez l’appareil sous le microscope à l’aide du joystick de scène. Cliquez sur Affichage, Contrôles d’acquisition, Acquisition ND. Une nouvelle fenêtre apparaît.Définissez le chemin d’accès pour enregistrer le fichier et tapez le nom du fichier. Vérifiez la fonction Grande image, définissez la zone de numérisation, par exemple, 5 par 3. Vérifiez la fonction Heure, définissez l’intervalle sur cinq minutes et la durée sur 60 minutes.Prenez des images en accéléré du compartiment tissulaire, avec une image prise toutes les cinq minutes pendant l’heure suivante. La simulation CFD montre le schéma d’écoulement laminaire dans les canaux vasculaires, à l’exception des zones de bifurcation où le schéma d’écoulement est perturbé. Après avoir effectué le test de microfluides biomimétiques, des images de contraste de phase ont révélé que les surfaces des canaux vasculaires étaient recouvertes de cellules endothéliales et alignées dans le sens de l’écoulement de cisaillement après 48 heures de culture.L’imagerie par fluorescence a été réalisée à l’aide de la microscopie confocale, indiquant que les cellules endothéliales forment une lumière tridimensionnelle complète dans l’AGB Une carte d’adhésion des neutrophiles a été obtenue, ce qui a révélé qu’il existe une adhésion significative des neutrophiles aux cellules endothéliales dans l’AGB. La carte de migration des neutrophiles dans l’AMFb a révélé que lors de l’activation du TNF-alpha, une migration considérable des neutrophiles se produit à l’intérieur du compartiment tissulaire, alors qu’aucune migration de ce type n’a été observée sans activation du TNF-alpha. Une carte d’adhérence corrélant la distribution spatiale des neutrophiles avec la vitesse de cisaillement a démontré que l’adhésion des neutrophiles se produisait préférentiellement dans les navires à faible taux de cisaillement et près des régions de bifurcation.En outre, le traitement TNF-alpha augmente significativement l’adhérence, qui a été inhibée avec l’inhibiteur du delta PKC. L’analyse des images en accéléré a indiqué que l’activation du TNF des cellules endothéliales augmente la migration des neutrophiles en réponse à la fMLP, tandis que le traitement avec l’inhibiteur du delta pkC réduit la migration par rapport aux cellules traitées au TNF-alpha. Ainsi, l’AGB peut être utilisée pour tester l’efficacité d’un nouveau traitement pour traiter les maladies inflammatoires.Le bMFA peut également être utilisé pour étudier l’intégrité de l’endothélium en mesurant des variables telles que la perméabilité et la résistance électrique trans-endothéliale, ce qu’on appelle TEER, et l’expression des molécules d’adhésion pendant l’inflammation. Le test microfluidique biomimétique peut imiter le microenvironnement de différents organes et ne se limite pas à des types ou des espèces de cellules uniques, et peut également modéliser la communication cellule/cellule essentielle au fonctionnement des organes et à la modélisation de différentes maladies.

Research

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In this manuscript, we first describe the fabrication protocol of a microfluidic chip, with gold dots and fibronectin-coated regions on the same glass ...

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