Name: quantification of subcellular glycogen distribution in skeletal muscle fibers using transmission electron microscopy
Uploaded: 2022-02-07T13:00:00
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Diese Arbeit wurde vom Schwedischen Olympischen Komitee unterstützt.

Das vorliegende Protokoll mit humanen biopsierten Skelettmuskelproben wurde von den Regionalkomitees für Gesundheitsforschungsethik für Süddänemark genehmigt (S-20170198). Muskelbiopsien wurden durch einen Schnitt in der Haut aus dem Musculus vastus lateralis unter Verwendung einer Bergström-Nadel mit Absaugung erhalten, nachdem die Lokalanästhesie subkutan verabreicht wurde (1-3 ml Lidocain 2% pro Einschnitt). Wenn isolierte ganze Rattenmuskeln verwendet wurden, wurden die Tiere durch Zervixdislokation ge...

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	<li>Prats, C., Graham, T. E., Shearer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dynamic+life+of+the+glycogen+granule.">The dynamic life of the glycogen granule.</a> Journal of Biological Chemistry. 293 (19), 7089-7098 (2018).</li><li>Gollnick, P. D., Piehl, K., Saltin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+glycogen+depletion+pattern+in+human+muscle+fibres+after+exercise+of+varying+intensity+and+at+varying+pedalling+rates.">Selective glycogen depletion pattern in human muscle fibres after exercise of varying intensity and at varying pedalling rates.</a> Journal of Physiology. 241 (1), 45-57 (1974).</li><li>James, J. 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Electron microscopic study of the negative stains of particulate glycogen.</a> Journal of Ultrastructure Research. 6, 141-163 (1962).</li><li>Thiery, J. -. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Demonstration+of+polysaccharides+on+thin+sections+by+electron+microscopy.">Demonstration of polysaccharides on thin sections by electron microscopy.</a> Journal of Microscopy. 6, 987-1018 (1967).</li><li>De Bruijn, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycogen,+its+chemistry+and+morphologic+appearance+in+the+electron+microscope.+I.+A+modified+OsO4+fixative+which+selectively+contrasts+glycogen.">Glycogen, its chemistry and morphologic appearance in the electron microscope. I. A modified OsO4 fixative which selectively contrasts glycogen.</a> Journal of Ultrastructural Research. 42 (1), 29-50 (1973).</li><li>Robinson, J. M., Karnovsky, M. L., Karnovsky, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycogen+accumulation+in+polymorphonuclear+leukocytes,+and+other+intracellular+alterations+that+occur+during+inflammation.">Glycogen accumulation in polymorphonuclear leukocytes, and other intracellular alterations that occur during inflammation.</a> The Journal of Cell Biology. 95 (3), 933-942 (1982).</li><li>Rybicka, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glycosomes+-+the+organelles+of+glycogen+metabolism.">Glycosomes - the organelles of glycogen metabolism.</a> Tissue and Cell. 28 (3), 253-265 (1996).</li><li>Gadisseux, J. 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A histochemical-electron microscope study of radial glial cell particulate glycogen in normal and reeler mice and the human fetus.</a> Developmental Neuroscience. 7 (1), 12-32 (1985).</li><li>Frid&#233;n, J., Seger, J., Ekblom, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implementation+of+periodic+acid-thiosemicarbazide-silver+proteinate+staining+for+ultrastructural+assessment+of+muscle+glycogen+utilization+during+exercise.">Implementation of periodic acid-thiosemicarbazide-silver proteinate staining for ultrastructural assessment of muscle glycogen utilization during exercise.</a> Cell Tissue Research. 242 (1), 229-232 (1985).</li><li>Marchand, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+subcellular+glycogen+in+resting+human+muscle:+granule+size,+number,+and+location.">Quantification of subcellular glycogen in resting human muscle: granule size, number, and location.</a> Journal of Applied Physiology. 93 (5), 1598-1607 (2002).</li><li>Marchand, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+human+muscle+glycogen+granules+size+and+number+in+subcellular+locations+during+recovery+from+prolonged+exercise.">Quantitative assessment of human muscle glycogen granules size and number in subcellular locations during recovery from prolonged exercise.</a> Journal of Physiology. 580, 617-628 (2007).</li><li>Sun, R. 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Der kritische Schritt der Methode ist die Verwendung von reduziertem Osmium durch Kaliumferrocyanid während der Postfixation. Die Selektivität dieses modifizierten Fixiermittels für den Glykogennachweis kann nicht vollständig durch die Chemie erklärt werden, sondern umfasst auch experimentelle Ergebnisse, die zeigen, dass solche Partikel in Geweben, von denen bekannt ist, dass sie frei von Glykogen sind, oder im extrazellulären Raum nicht nachgewiesen wurden11.
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Glykogenpartikel bestehen aus verzweigten Polymeren der Glukose und verschiedenen assoziierten Proteinen1 und stellen einen wichtigen Brennstoff bei hohen Stoffwechselanforderungen dar2. Obwohl nicht allgemein anerkannt, stellen Glykogenpartikel auch einen lokalen Brennstoff dar, bei dem einige subzelluläre Prozesse trotz der Verfügbarkeit anderer und langlebigerer Brennstoffe wie Plasmaglukose und Fettsäuren bevorzugt Glykogen verwenden3,4.
Die Bedeutung der Speicherung von Glykogen als subzellulärer spezifischer lokalisierter Brennstoff wurde in mehreren Übersichtsarbeiten5,6 diskutiert, die hauptsächlich auf einigen der frühesten Dokumentationen der subzellulären Verteilung von Glykogen durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM)7,8 basieren. Die ersten Studien verwendeten verschiedene Protokolle, um den Kontrast von Glykogen von histochemischen Färbetechniken zu negativen und positiven Färbungen zu erhöhen9,10. Eine wichtige methodische Weiterentwicklung war das verfeinerte Nachfixationsprotokoll mit dem kaliumferrocyanidreduzierten Osmium11,12,13,14, das den Kontrast von Glykogenpartikeln signifikant verbesserte. Dieses verfeinerte Protokoll wurde bei einigen der Pionierarbeiten zur belastungsinduzierten Glykogenabbau15 nicht verwendet, sondern von Graham und Kollegen wieder eingeführt16,17.
Basierend auf den 2-dimensionalen Bildern wird die subzelluläre Verteilung von Glykogen am häufigsten als Glykogenpartikel beschrieben, die sich in drei Pools befinden: subsarkolemmal (direkt unter der Oberflächenmembran), intermyofibrillar (zwischen den Myofibrillen) oder intramyofibrillar (innerhalb der Myofibrillen). Glykogenpartikel könnten jedoch auch als assoziiert mit beispielsweise sarkoplasmatischem Retikulum7 oder Kernen18 beschrieben werden. Neben der subzellulären Verteilung besteht der Vorteil des TEM-geschätzten Glykogengehalts auch darin, dass die Quantifizierung auf Einzelfaserebene durchgeführt werden kann. Dies ermöglicht die Untersuchung der Faser-zu-Faser-Variabilität und korrelative Analysen mit Fasertypen und zellulären Komponenten wie Mitochondrien und Lipidtröpfchen.
Hier wird das Protokoll für den TEM-geschätzten fasertypspezifischen volumetrischen Gehalt der drei gemeinsamen subzellulären Glykogenpools (subsarkolemmal, intermyofibrillär und intramyofibrillär) in Skelettmuskelfasern beschrieben. Die Methode wurde auf die Skelettmuskulatur von Menschen19, Ratten20 und Mäusen21 angewendet; sowie Vögel und Fische22; und Kardiomyozyten von Ratten23.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1,2-Propylene oxide</td>
			<td>Merck</td>
			<td>75-56-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding 812 resin medium kit</td>
			<td>Taab</td>
			<td>T031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde solution 25%</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1.04239.0250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ITEM</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>Imaging software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica EM AC20</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Automatic contrasting system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OSIS Veleta digital camera</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide 4% solution</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>0972A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Philips CM 100 Transmission EM</td>
			<td>Philips</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate (II) trihydrate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>455989-245G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium cacodylatbuffer 0,2 M ph 7.4</td>
			<td>Ampliqon.com</td>
			<td>AMPQ40989.0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-microtome Leica UC7</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrostain lead citrate 3%, stabilised solution</td>
			<td>Leica</td>
			<td>16707235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl acetate dihydrate</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>6159-44-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantification of subcellular glycogen distribution in skeletal muscle fibers using transmission electron microscopy

Mit Hilfe der Transmissionselektronenmikroskopie können hochauflösende Bilder von fixierten Proben mit einzelnen Muskelfasern gewonnen werden. Dies ermöglicht die Quantifizierung ultrastruktureller Aspekte wie Volumenanteile, Oberflächen-zu-Volumen-Verhältnisse, Morphometrie und physikalische Kontaktstellen verschiedener subzellulärer Strukturen. In den 1970er Jahren wurde ein Protokoll zur verstärkten Färbung von Glykogen in Zellen entwickelt, das den Weg für eine Reihe von Studien zur subzellulären Lokalisation von Glykogen und Glykogenpartikelgröße mittels Transmissionselektronenmikroskopie ebnete. Während die meisten Analysen Glykogen so interpretieren, als ob es homogen in den Muskelfasern verteilt wäre und nur einen einzigen Wert (z. B. eine durchschnittliche Konzentration) liefert, hat die Transmissionselektronenmikroskopie gezeigt, dass Glykogen als diskrete Glykogenpartikel gespeichert ist, die sich in verschiedenen subzellulären Kompartimenten befinden. Hier wird das Schritt-für-Schritt-Protokoll von der Gewebeentnahme bis zur quantitativen Bestimmung des Volumenanteils und des Partikeldurchmessers von Glykogen in den verschiedenen subzellulären Kompartimenten einzelner Skelettmuskelfasern beschrieben. Überlegungen zum 1) Sammeln und Färben von Gewebeproben, 2) Durchführen von Bildanalysen und Datenverarbeitung, 3) Bewerten der Genauigkeit von Schätzungen, 4) Unterscheiden zwischen Muskelfasertypen und 5) methodische Fallstricke und Einschränkungen sind enthalten.

Unter Verwendung dieses Protokolls erscheinen Glykogenpartikel schwarz und deutlich (Abbildungen 1 und Abbildung 2). Die Normalwerte von Glykogen sind in Abbildung 3 dargestellt. Diese Daten basieren auf insgesamt 362 Ballaststoffen von 41 gesunden jungen Männern, die in verschiedenen früheren Studien gesammelt wurden19,24,29,30,31.<...

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Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy

Ein modifiziertes Postfixationsverfahren erhöht den Kontrast von Glykogenpartikeln im Gewebe. Dieses Papier bietet ein Schritt-für-Schritt-Protokoll, das beschreibt, wie man mit dem Gewebe umgeht, die Bildgebung durchführt und sterelorische Methoden verwendet, um unvoreingenommene und quantitative Daten über die fasertypspezifische subzelluläre Glykogenverteilung in der Skelettmuskulatur zu erhalten.

Quantifizierung der subzellulären Glykogenverteilung in Skelettmuskelfasern mittels Transmissionselektronenmikroskopie

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This ...

Die Messung des Glykogengehalts in einzelnen Zellen und subzellulären Organisationen ist wichtig, da sich einzelne Zellen in den meisten Zelltypen unterschiedlich an sich ändernde physiologische Bedingungen und Krankheiten anpassen. Der Hauptvorteil dieser Technik ist also die sehr hohe Auflösung im Transmissionselektronenmikroskop. Dies verbessert die Möglichkeit, lokalisierte subzelluläre Strukturen zu haben, und auch in diesem Inhalt in dieser Technik hier ist es wichtig, dass die Glykogenfärbung antikörperfrei ist.Wir haben also keine Spezifität, über die wir uns Sorgen machen müssen. Um einen besseren Kontrast auf Glykogen zu erhalten, verwenden Sie einfach Kaliumferrocyanid 1,5% anstelle von Kaliumferrocyanid. Bereiten Sie 1,6 Milliliter der primären fixativen Lösung vor, indem Sie 2,5% Glutaraldehyd in 0,1 molaren Natriumcacodylatpuffer in einem Mikrozentrierungsröhrchen mit zwei Millilitern hinzufügen.Lagern Sie es bei fünf Grad Celsius für maximal 14 Tage. Isolieren Sie eine kleine Probe von der Muskelbiopsie oder dem ganzen Muskel, die einen maximalen Durchmesser von einem Millimeter in jede Richtung hat und längs länger ist als querschnittlich. Legen Sie die Probe in das Röhrchen, das die kalte primäre Fixierlösung enthält.Lagern Sie es bei fünf Grad Celsius für 24 Stunden. Dann waschen Sie die Probe viermal in 0,1 molaren Natriumcacodylatpuffer. Entfernen Sie mit Transferpipetten den verwendeten Puffer aus dem Rohr, lassen Sie die Probe unberührt und fügen Sie den frischen Puffer hinzu.Postfixieren Sie die Probe mit 1% Osmiumtetroxid und 1,5% Kaliumferrocyanid in 0,1 molaren Natriumcacodylatpuffer für 120 Minuten bei vier Grad Celsius. Spülen Sie die Probe zweimal in doppelt destilliertem Wasser bei Raumtemperatur ab. Dehydrieren Sie, indem Sie bei Raumtemperatur in eine abgestufte Reihe von Ethanol eintauchen.Infiltrieren Sie die Probe mit Propylenoxid und epossidischen Harzmischungen bei Raumtemperatur unter Verwendung der genannten Volumenverhältnisse. Am nächsten Tag betten Sie Proben in 100% frisches epossidisches Harz in Formen ein und polymerisieren Sie bei 60 Grad Celsius für 48 Stunden. Montieren Sie den Block einer Probe auf dem Ultramikrotomhalter.Schneiden Sie den Block auf der Oberfläche mit einer Rasierklinge ab, um die Gewebeebene zu erreichen. Montieren Sie ein Diamantmesser vor der Probe und richten Sie die Probenoberfläche parallel zum Messer aus. Erzeugen Sie mit dem Diamantmesser einen halbdünnen Schnitt von einem Mikrometer Dicke, um die Ausrichtung der Probe zu überprüfen.Färben Sie den halbdünnen Schnitt mit Toluidinblau zur Beobachtung mit Lichtmikroskopie. Schneiden Sie dann den Block weiter ab, um die interessierende Fläche zu reduzieren, um die richtigen ultradünnen Abschnitte zu erhalten. Ultradünne Schnitte mit einer Dicke von 60 bis 70 Nanometern mit einem zweiten Diamantmesser schneiden.Sammeln Sie ein bis zwei Abschnitte auf einem ganzen Kupfergitter mit einer perfekten Schleife. Zum Kontrast der Abschnitte tauchen Sie die Gitter 20 Minuten lang in Uranylacetatlösung und waschen Sie die Gitter in doppelt destilliertem Wasser und tauchen Sie die Gitter dann 15 Minuten lang in Bleicitrat und waschen Sie die Gitter erneut in doppelt destilliertem Wasser. Schalten Sie den Transmissionselektronenmikroskop-Computer und die Bildaufzeichnungssoftware ein, zeichnen Sie digitale Bilder mit einer digitalen Slow Scan CCD-Kamera und der zugehörigen Bildgebungssoftware auf.Nachdem Sie das Gitter mit mehreren Abschnitten in die Mikroskopstufe eingefügt haben, screenen Sie das Gitter zunächst bei geringer Vergrößerung, um die Abschnitte mit der besten Qualität auszuwählen und die Richtung der Muskelfasern zu bestimmen. Nächster Fokus, das Bild bei Vergrößerung über 30.000 mit dem Strahl zentriert auf einer peripheren Faser im Schnitt und Aufnahmebilder mit einer Sekunde Belichtungszeit bei der gewünschten Vergrößerung. Stellen Sie sicher, dass die Bilder über die Länge und Breite der Faser in einer randomisierten Bot-Systemreihenfolge verteilt sind, um unverzerrte Ergebnisse zu erhalten, und wiederholen Sie die Bildgebung, bis sechs bis 10 Fasern abgebildet sind.Importieren Sie Bilder in Bild J, indem Sie auf Datei klicken und anschließend öffnen. Stellen Sie die globale Skalierung so ein, dass sie der ursprünglichen Größe des Bildes entspricht, indem Sie auf Analysieren und dann auf Skalierung setzen. Um 100% zu vergrößern, klicken Sie auf das Bild, gehen Sie zu Zoom und klicken Sie auf in.Messen Sie die Dicke einer Z-Scheibe pro Bild des myofibrillären Raums mit dem geraden Linienwerkzeug aus dem Menü "Werkzeuge" und berechnen Sie die durchschnittliche Z-Scheibendicke jeder der sechs bis 10 Fasern. Verwenden Sie das segmentierte Linienwerkzeug, um die Länge des äußersten Myofibrils zu messen, das direkt unter der subsarkolemmalen Region sichtbar ist. Um ein Raster einzufügen, klicken Sie auf Analysieren, wählen Sie Werkzeuge und dann Raster aus.Stellen Sie nun die Fläche pro Punkt auf 32.400 Quadrat-Nanometer ein. Zählen Sie die Anzahl der Treffer innerhalb der verfügbaren Länge in den 12 subsarkolämischen Bildern, in denen ein Kreuz auf das subsarkolämale Glykogen trifft. Fügen Sie ein Raster ein, indem Sie auf Analysieren klicken, wählen Sie dann Werkzeuge aus, gefolgt von einem Raster und legen Sie die Fläche pro Punkt auf 160.000 Quadrat-Nanometer fest.Zählen Sie die Anzahl der Treffer in den 12. myofibrillären Bildern, bei denen ein Kreuz auf den intramyofibrillären Raum trifft. Um ein Raster einzufügen, klicken Sie auf Analysieren, wählen Sie Werkzeuge und dann Raster aus. Stellen Sie nun die Fläche pro Punkt auf 3.600 Quadrat-Nanometer ein.Zählen Sie die Anzahl der Treffer in den 12. myofibrillären Bildern, bei denen ein Kreuz auf das intramyofibrilläre Glykogen trifft. Fügen Sie ein Raster ein, indem Sie auf Analysieren klicken, wählen Sie dann Werkzeuge aus, gefolgt von Raster und legen Sie die Fläche pro Punkt auf 32.400 Quadrat-Nanometer fest. Zählen Sie die Anzahl der Treffer in den 12. myofibrillären Bildern, bei denen ein Kreuz auf das intermyofibrilläre Glykogen trifft.Verwenden Sie das 32, 400 Quadrat-Nanometer-Gitter, um die Glykogenpartikel zufällig auszuwählen, beginnen Sie mit dem oberen linken Quadrat und bewegen Sie sich bei Bedarf nach links. Messen Sie mit dem Straight-Line-Tool den Durchmesser von fünf zufällig ausgewählten Glykogenpartikeln jedes Pools für jedes der 12 Bilder, um durchschnittlich 60 Partikel pro Pool und Faser zu erhalten. Diese Abbildung zeigt die Normalwerte der drei Glykogenpools.Es kann beobachtet werden, dass intermyofibrilläre Glykogenwerte nahezu normal verteilt sind, während sowohl intramyofibrilläres als auch subsarkolämales Glykogen eine verzerrte Verteilung aufweisen, wobei Fasern manchmal eine übermäßige Menge an Glykogen aufweisen. Unter all den Schritten ist es sehr wichtig, Kaliumferrocyanid zu verwenden. Die Analyse von Glykogen kann mit der Analyse von Mitochondrien- und Lipidtröpfchen kombiniert werden, was unser Verständnis verbessern kann, wie andere wichtige Stoffwechselkomponenten mit Glykogen und Muskelgesundheit korrelieren.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Method to Visualize and Analyze Membrane Interacting Proteins by Transmission Electron Microscopy

Verfahren zum Visualisieren und Analysieren Membran interagierender Proteine ​​durch Transmissionselektronenmikroskopie

Monotopic proteins exert their function when attached to a membrane surface, and such interactions depend on the specific lipid composition and on the ...

Forschung

Biochemie

Improved Protocol for Chromatin Immunoprecipitation from Mouse Skeletal Muscle

Verbesserte Protokoll für Chromatin Immunopräzipitation aus Maus skelettartiger Muskel

We describe an efficient and reproducible protocol for the preparation of chromatin from adult mouse skeletal muscle, a physically resistant tissue with a ...

Analysis of &#946;-Amyloid-induced Abnormalities on Fibrin Clot Structure by Spectroscopy and Scanning Electron Microscopy

Analysis of ÃƒÆ’Ã…Â½Ãƒâ€šÃ‚Â²-Amyloid-induced Abnormalities on Fibrin Clot Structure by Spectroscopy and Scanning Electron Microscopy

Analyse der β-Amyloid-induzierte Anomalien auf Fibrin Gerinnsel Struktur von Spektroskopie und Rasterelektronenmikroskopie

This article presents methods for generating in vitro fibrin clots and analyzing the effect of beta-amyloid (A&#946;) protein on clot formation and ...

Preparation of Sample Support Films in Transmission Electron Microscopy using a Support Floatation Block

Herstellung von Probenträgerfilmen in der Transmissionselektronenmikroskopie mit einem Stütz-Floatationsblock

Structure determination by cryo-electron microscopy (cryo-EM) has rapidly grown in the last decade; however, sample preparation remains a significant ...

Micropatterning Transmission Electron Microscopy Grids to Direct Cell Positioning within Whole-Cell Cryo-Electron Tomography Workflows

Mikrostrukturierung von Transmissionselektronenmikroskopie-Gittern zur direkten Zellpositionierung innerhalb von Ganzzell-Kryo-Elektronentomographie-Workflows

Whole-cell cryo-electron tomography (cryo-ET) is a powerful technology that is used to produce nanometer-level resolution structures of macromolecules ...

Measurement of Protein Import Capacity of Skeletal Muscle Mitochondria

Messung der Proteinimportkapazität der Mitochondrien der Skelettmuskulatur

Mitochondria are key metabolic and regulatory organelles that determine the energy supply as well as the overall health of the cell. In skeletal muscle, ...

Determination of Glucan Chain Length Distribution of Glycogen Using the Fluorophore-Assisted Carbohydrate Electrophoresis (FACE) Method

Determination of Glucan Chain Length Distribution of Glycogen Using the Fluorophore-Assisted Carbohydrate Electrophoresis FACE Method

Bestimmung der Glucankettenlängenverteilung von Glykogen mit der Fluorophor-gestützten Kohlenhydratelektrophorese-Methode (FACE)

Glycogen particles are branched polysaccharides composed of linear chains of glucosyl units linked by &#945;-1,4 glucoside bonds. The latter are attached ...

Routine Collection of High-Resolution cryo-EM Datasets Using 200 KV Transmission Electron Microscope

Routinemäßige Sammlung von hochauflösenden Kryo-EM-Datensätzen mit einem 200-KV-Transmissionselektronenmikroskop

Cryo-electron microscopy (cryo-EM) has been established as a routine method for protein structure determination during the past decade, taking an ...

High-Throughput Quantification of the Synthesis and Distribution of mtDNA

High-Throughput Image-Based Quantification of Mitochondrial DNA Synthesis and Distribution

High-Throughput Image-Based Quantification of Mitochondrial DNA Synthesis and Distribution (Video) | JoVE 

Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung

The vast majority of cellular processes require a continuous supply of energy, the most common carrier of which is the ATP molecule. Eukaryotic cells ...