Name: modified technique for the use of neonatal murine hearts in the langendorff preparation
Uploaded: 2022-03-04T13:00:00
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NIH/NINDS R01NS112706 (R.L.)

Les approbations du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du Columbia University Medical Center ont été obtenues pour toutes les méthodes décrites. Des souris mâles de type sauvage C57Bl/6 de jour postnatal 10 ont été utilisées pour l’étude.
1. Préparation de l’appareil Langendorff
<ol><li>Pour minimiser la complexité, utilisez du perfusat oxygéné non recirculant dans l’appareil de Langendorff (voir tableau des matériaux</...

<ol>
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Le présent travail décrit la canulation aortique réussie et la perfusion rétrograde dans le cœur isolé de souris nouveau-né. Fait important, il permet aux chercheurs de surmonter les obstacles que le jeune âge murin et la petite taille du cœur présentaient auparavant8. Bien qu’elle ne soit pas complexe dans sa conception, l’approche nécessite un degré important de compétences techniques. Les étapes clés qui mettront inévitablement au défi même les enquêteurs les plus compét...

Les préparations cardiaques ex vivo sont un aliment de base des études physiologiques, physiopathologiques et pharmacologiques depuis plus d’un siècle. Issu des travaux d’Elias Cyon dans les années 1860, Oskar Langendorff a adapté le modèle de grenouille isolée pour la perfusion rétrograde, pressurisant la racine aortique pour fournir un flux coronaire avec un perfusat oxygéné1. En utilisant son adaptation, Langendorff a pu démontrer une corrélation entre la circulation coronaire et la fonction mécanique2. Le cœur perfusé rétrograde ex-vivo, plus tard surnommé la technique de Langendorff, est resté une pierre angulaire de l’investigation physiologique, tirant parti de sa simplicité pour étudier puissamment le cœur isolé en l’absence de facteurs de confusion potentiels. La préparation de Langendorff a été encore modifiée pour permettre au cœur de s’éjecter (le soi-disant « cœur de travail ») et permettre au perfusat de recirculer3. Cependant, les principaux critères physiologiques d’intérêt sont restés inchangés. Ces critères d’évaluation comprennent des mesures de la fonction contractile, de la conduction électrique, du métabolisme cardiaque et de la résistance coronarienne4.
Pour évaluer la fonction cardiaque dans sa préparation originale de cœur de grenouille, Langendorff a mesuré la tension générée par la contraction ventriculaire dans l’axe longitudinal à l’aide d’une suture reliée entre l’apex du cœur et un transducteur de force. 5 La contraction isométrique a été quantifiée de cette manière avec une tension basale appliquée au cœur en l’absence de remplissage ventriculaire. Le raffinement de l’approche a conduit à des ballons remplis de liquide placés dans le ventricule gauche via l’oreillette gauche pour évaluer les performances myocardiques pendant la contraction isovolumique6. Pour évaluer le rythme cardiaque et la fréquence cardiaque, des sondes de surface peuvent être placées sur les pôles du cœur pour permettre aux chercheurs d’enregistrer l’électrocardiogramme. Cependant, on peut s’attendre à une bradycardie relative, compte tenu de la dénervation obligatoire. La stimulation extrinsèque peut servir à surmonter cela et à éliminer la variabilité de la fréquence cardiaque entre les expériences1. Une autre mesure de résultat, le métabolisme myocardique, peut être évaluée en mesurant la teneur en oxygène et en substrat métabolique dans le perfusat coronaire et l’effluent et en calculant la différence entre eux7. La quantification du lactate dans l’effluent coronaire peut aider à caractériser les périodes de métabolisme anaérobie, comme on le voit avec l’hypoxie, l’hypoperfusion, l’ischémie-reperfusion ou les perturbations métaboliques7.
Les travaux originaux de Langendorff ont permis l’étude du cœur de mammifère ex-vivo, en utilisant les chats comme sujet principal5. L’évaluation du cœur de rat isolé a gagné en popularité au milieu des années 1900 avec Howard Morgan, qui a détaillé le modèle de rat « cœur de travail » en 19675. L’utilisation de souris a commencé il y a seulement 25 ans en raison de la complexité technique, de la fragilité des tissus et de la taille relativement petite du cœur murin. Malgré les défis associés à l’étude des souris, les coûts plus faibles et la facilité de la manipulation génétique ont augmenté l’attrait et la demande de telles préparations murines ex-vivo. Malheureusement, l’application de la technique a été limitée aux animaux adultes, les souris juvéniles de 4 semaines étant les sujets les plus jeunes utilisés pour l’étude ex vivo jusqu’à tout récemment 8,9. Bien que les souris juvéniles soient « relativement immatures » par rapport aux adultes, leur utilité en tant que sujets pour les études de biologie du développement est limitée car elles ont, dans l’ensemble, été sevrées de leur mère de naissance et commenceront bientôt la puberté10. L’adolescence se produit bien au-delà de la transition postnatale dans l’utilisation du substrat myocardique du glucose et du lactate aux acides gras11. Ainsi, la plupart des informations sur les changements métaboliques dans le cœur néonatal ont historiquement résulté de travaux ex vivo chez des espèces plus grandes telles que les lapins et les cochons d’Inde11.
En effet, il existe des approches alternatives à la préparation de Langendorff. Il s’agit notamment de l’expérimentation in vitro, qui manque de l’ensemble des données fonctionnelles et du contexte de l’organe, ou des études in vivo. Cela peut être techniquement difficile et compliqué par des variables confondantes telles que les effets cardiovasculaires et respiratoires d’un agent anesthésique requis, l’influence de l’apport neurohumoral, les conséquences de la température centrale, l’état nutritionnel de l’animal et la disponibilité du substrat12,13. Parce que l’approche de Langendorff permet d’étudier le cœur isolé-perfusé de manière ex-vivo d’une manière plus contrôlée en l’absence de tels facteurs de confusion, elle a été et continue d’être considérée comme un puissant outil expérimental. Par conséquent, la technique présentée ici donne aux chercheurs une approche expérimentale pour l’étude ex vivo du cœur murin nouveau-né et limite le temps de reperfusion.
L’étude du cœur pendant les périodes de développement est une considération importante compte tenu de la vaste gamme de transitions biochimiques, physiologiques et anatomiques qui se produisent pendant la maturation du myocarde. Les changements du métabolisme anaérobie à la phosphorylation oxydative, les changements dans l’utilisation du substrat et la progression de la prolifération cellulaire à l’hypertrophie sont des processus dynamiques qui se produisent uniquement dans le cœur immature11,14. Un autre aspect critique du développement cardiaque est que les facteurs de stress rencontrés pendant les périodes nécessaires peuvent produire des réponses accrues dans le cœur du nouveau-né et modifier la susceptibilité future aux insultes à l’âge adulte15. Bien que des travaux antérieurs aient utilisé des rats, des agneaux et des lapins nouveau-nés pour étudier le cœur néonatal perfusé de Langendorff, des progrès permettant l’utilisation de souris sont nécessaires compte tenu de l’importance de cette espèce pour la recherche en biologie du développement16. Pour répondre à ce besoin, le premier modèle de cœur nouveau-né perfusé de Langendorff murin utilisant des animaux âgés de 10 jours a récemment été établi6. Présenté ici est une méthode pour permettre une canulation aortique réussie et établir une perfusion rétrograde du cœur murin du nouveau-né isolé. Cette approche peut être utilisée pour la pharmacologie, l’ischémie-reperfusion ou les études du métabolisme axées sur la fonction de l’organe entier ou peut être adaptée pour l’isolement des cardiomyocytes.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Rodent Langendorff Apparatus</td>
			<td>Radnoti</td>
			<td>130102EZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 G catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>381511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 G needle on 1 mL syringe combo</td>
			<td>BD</td>
			<td>309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 G steel needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Silk Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>S1173</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bio Amp</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>FE135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bio Cable</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLA1515</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C4901-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circulating heating water Bath</td>
			<td>Haake</td>
			<td>DC10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>curved iris scissor</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MDS10033Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dissecting microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-2B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>find spring scissors</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS600127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Force Transducer</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLT1030/D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sagent</td>
			<td>400-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High pressure tubing</td>
			<td>Edwards Lifesciences</td>
			<td>50P184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iris dressing forceps</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS650915-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jeweler-style curved fine forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>17-307-MLTX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3911-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P0662-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M7506-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roller Pump</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>Minipuls 3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight dissecting scissors</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS600393-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary cardiac pacing wire</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>TPW30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide Range Force Transducer</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLT1030/A</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified technique for the use of neonatal murine hearts in the langendorff preparation

L’utilisation du cœur perfusé rétrograde ex-vivo a longtemps été une pierre angulaire de l’étude de l’ischémie-reperfusion depuis son développement par Oskar Langendorff il y a plus d’un siècle. Bien que cette technique ait été appliquée à des souris au cours des 25 dernières années, son utilisation chez cette espèce a été limitée aux animaux adultes. La mise au point d’une méthode efficace pour canuler de manière cohérente l’aorte murine néonatale permettrait l’étude systématique du cœur perfusé rétrograde isolé pendant une période critique de développement cardiaque chez une espèce génétiquement modifiable et peu coûteuse. La modification de la préparation de Langendorff permet la canulation et l’établissement d’une reperfusion dans le cœur murin néonatal tout en minimisant le temps ischémique. L’optimisation nécessite une technique à deux personnes pour permettre une canulation réussie de l’aorte de la souris nouveau-née à l’aide d’un microscope à dissection et d’une aiguille modifiée disponible dans le commerce. L’utilisation de cette approche établira de manière fiable une perfusion rétrograde en 3 minutes. Parce que la fragilité du cœur néonatal de la souris et de la taille de la cavité ventriculaire empêche la mesure directe de la pression intraventriculaire générée à l’aide d’un ballonnet, l’utilisation d’un transducteur de force relié par une suture à l’apex du ventricule gauche pour quantifier la tension contractile longitudinale est nécessaire. Cette méthode permet aux chercheurs d’établir avec succès une préparation isolée du cœur murin néonatal à flux rétrograde et perfusé, permettant l’étude de la biologie cardiaque du développement de manière ex vivo . Il est important de noter que ce modèle sera un outil puissant pour étudier les réponses physiologiques et pharmacologiques à l’ischémie-reperfusion dans le cœur néonatal.

Des souris P10 ont été utilisées pour modéliser un point temporel dans la petite enfance humaine26,27. Quinze cœurs de souris nouveau-nés isolés en C57Bl/6 ont été récoltés et canulés avec succès. Les cœurs ont été perfusés avec un flux continu de 2,5 mL min-1 de KHB oxygéné réchauffé. Les paramètres métaboliques, y compris l’extraction du glucose, la consommation d’oxygène, la production de lactate et les paramètres physio...

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Modified Technique for the Use of Neonatal Murine Hearts in the Langendorff Preparation

Le présent protocole décrit la canulation aortique et la perfusion rétrograde du cœur murin néonatal ex-vivo . Une stratégie à deux personnes, utilisant un microscope à dissection et une aiguille de petit calibre émoussée, permet une canulation fiable. La quantification de la tension contractile longitudinale est réalisée à l’aide d’un capteur de force relié à l’apex du ventricule gauche.

Technique modifiée pour l’utilisation de cœurs murins néonatals dans la préparation de Langendorff

The use of the ex-vivo retrograde perfused heart has long been a cornerstone of ischemia-reperfusion investigation since its development by Oskar ...

Cette approche établit de manière fiable la perfusion rétrograde du cœur de souris néonatal ex vivo en moins de trois minutes. Réduisant ainsi l’âge d’étude le plus jeune possible de plusieurs semaines à 10 jours postnatals. Ce modèle perfusé rétrograde isolé permet d’étudier le cœur néonatal pendant une période critique de développement cardiaque chez une espèce génétiquement modifiable et à faible coût.Alors que ce modèle se prête à l’étude des réponses physiologiques et pharmacologiques à l’ischémie-reperfusion dans le cœur néonatal. Il pourrait également être utilisé pour l’isolement cardiomyocytaire. Pour fabriquer la canule aortique de souris nouveau-née, utilisez des ciseaux tranchants pour couper la pointe et émousser l’extrémité d’une aiguille en acier inoxydable de calibre 26, en prenant soin de ne pas sertir ou restreindre le diamètre de la lumière de l’aiguille.Ensuite, lissez le bord coupé pour éliminer les bavures en grattant doucement l’extrémité émoussée sur la paillasse de laboratoire à l’aide d’un mouvement de va-et-vient. Ensuite, fixez la canule fabriquée à l’appareil Langendorff et évaluez l’écoulement et la résistance. Mesurez les débits à travers la canule en collectant et en mesurant la quantité de tampon sur un intervalle d’une minute.Pour quantifier la différence de pression à travers la canule pendant que le tampon Krebs-Heneseleit s’écoule, mesurez la pression dans le système avec et sans la canule attachée. Calculez ensuite la résistance de la canule à l’aide de la formule suivante. Ensuite, retirez la canule de calibre 26 de l’appareil Langendorff et fixez un tube haute pression au site de canulation de l’appareil.Ensuite, fixez la canule aortique à l’extrémité distale du tube et désaérez le tube et la canule avec un tampon oxygéné, en veillant à ce que toutes les bulles soient éliminées. Pour prévenir la formation de microthrombi coronaire, administrer une injection intrapéritonéale d’héparine à un chiot de souris de 10 jours à l’aide d’une aiguille de calibre 26 sur une seringue d’un millilitre. Laissez circuler l’héparine pendant plusieurs minutes avant de procéder à l’injection de tout anesthésique.Ensuite, placez la souris anesthésiée en position couchée et fixez les membres immédiatement après la perte de conscience. Commencez la récolte dès que l’animal ne répond pas au pincement des orteils, car il respire spontanément lors de la dissection initiale. À l’aide de ciseaux à dissection droite, faites une incision subxiphoïde transversale sur la largeur des animaux, exposant la cavité abdominale.Demandez à un assistant de saisir le processus xiphoïde avec une pince, puis coupez la cage thoracique bilatéralement le long de la ligne axillaire moyenne dans la direction céphalée et réfléchissez le sternum et les côtes crâniennes pour exposer les organes thoraciques. Après avoir identifié le diaphragme de manière supérieure, inciser complètement la partie antérieure. Identifiez la veine cave inférieure infradiaphragmatique au-dessus du foie et transectez-la avec un ciseau Iris incurvé tout en maintenant une légère tension interne en céphalée sur le segment proximal avec une pince Iris.Ensuite, coupez postérieurement le long de la surface intérieure de la colonne vertébrale à l’aide de ciseaux Iris incurvés tout en tirant la veine cave inférieure vers le haut et hors de la cavité thoracique. Lorsque le cœur est mobilisé, inclinez les ciseaux vers l’avant et coupez les grands vaisseaux de manière supérieure pour éliminer complètement le cœur et les poumons. Immergez immédiatement le spécimen dans un tampon krebs-Henseleit glacé ou une solution saline.Le cœur devrait cesser de battre en quelques secondes. Placez un morceau d’essuie-tout au fond d’une boîte de Petri peu profonde pour fournir une friction afin de stabiliser le cœur pendant la canulation. Humidifiez l’essuie-tout avec un tampon Krebs-Henseleit glacé pour empêcher le cœur d’y adhérer.Placez la boîte de Petri préparée sous le microscope à dissection et ajustez la mise au point. Maintenant, placez la canule aortique attachée au tube d’extension haute pression sous le microscope à dissection, avec une suture de soie 5-0 lâchement attachée autour de son moyeu. Après avoir placé les organes thoraciques excisés dans la boîte de Pétri, identifiez le thymus par son éclat blanc et ses deux lobes et orientez le spécimen de manière à ce que le thymus soit antérieur et supérieur.Ensuite, à l’aide de pinces, séparez brutalement les lobes du thymus exposant les grands vaisseaux. Ensuite, identifiez l’aorte en localisant les caractéristiques de ramification distinctives de l’arc aortique et transectez-la juste proximale au décollage de l’artère sous-clavière à l’aide de ciseaux fins et tranchants. Maintenant, saisissez doucement l’aorte transectée à l’aide de pinces incurvées fines de style bijoutier et canulez soigneusement l’aorte avec une aiguille émoussée de calibre 26, en prenant soin de ne pas endommager la valve aortique.À l’aide de pinces incurvées fines, saisissez l’aorte autour de la canule et initiez une perfusion rétrograde pour limiter le temps ischémique. Demandez à l’assistant de saisir les extrémités de la suture lâchement attachée et de piéger soigneusement l’aorte autour de la canule. Pincez la suture au-dessus ou au-dessous de la pince incurvée fine, puis resserrez la suture et confirmez l’adéquation de l’écoulement coronaire.Débranchez le tube haute pression de l’appareil Langendorff, saisissez le moyeu de la canule et déconnectez l’aiguille émoussée du tube d’extension haute pression. Ensuite, fixez rapidement le moyeu de la canule à l’appareil. Une fois que le cœur est accroché à l’appareil de Langendorff dans la position habituelle, une perfusion adéquate est confirmée.Coupez soigneusement le poumon, le thymus et l’excès de tissu. Ensuite, incisez l’oreillette droite pour permettre à l’effluent des sinus coronaires de s’égoutter librement. Faites un petit nœud à l’extrémité d’une suture de soie 5-0, puis percez un petit morceau de film de paraffine avec l’aiguille et faites glisser la paraffine jusqu’à l’extrémité nouée.Passez soigneusement l’aiguille à travers l’apex du ventricule et tirez la suture à travers le cœur jusqu’à ce que le film de paraffine soit bien ajusté contre la paroi latérale du ventricule. Passez l’aiguille à travers l’ouverture de la veste chauffante remplie d’eau de l’appareil Langendorff afin que le cœur puisse être enfermé et réchauffé. Ensuite, fixez l’aiguille au transducteur de force en évitant l’écoulement du sinus coronaire.Ajustez la suture pour appliquer un à deux grammes de tension basale comme indiqué par la tension diastolique ou le traçage de l’intention du nadir. Placez ensuite des électrodes de surface sur les pôles supérieurs et inférieurs du cœur pour enregistrer l’électrocardiogramme. Enfin, échantillonnez l’effluent des sinus coronaires pour analyse à l’aide d’un cathéter intraveineux de calibre 24.Des électrodes de surface ont été utilisées pour enregistrer un électrocardiogramme continu, ce qui a permis de déterminer le taux intrinsèque et le rythme. Tous les cœurs correctement perfusés battent spontanément au rythme des sinus. Cette stratégie de perfusion répondait aux besoins métaboliques du cœur de souris nouveau-né, compte tenu de la production négligeable de lactate et de la faible pourcentage d’extraction d’oxygène et de consommation de glucose.Des moyennes variables physiologiques, telles que la fréquence cardiaque intrinsèque dénervée moyenne et les pressions moyennes de perfusion aortique observées, ont également été enregistrées et calculées. Certains critères d’exclusion tels que le temps nécessaire pour initier la reperfusion, la durée de l’arythmie et la pression de perfusion aortique doivent être pris en compte pour assurer la cohérence de la préparation néonatale. Après l’établissement de la perfusion, une intervention telle que l’administration de médicaments, l’induction d’une lésion d’ischémie-reperfusion, des altérations des métabolites ou l’administration d’agents enzymatiques pour l’isolement cardiomyocytaire peut survenir.

Research

JoVE Journal

Medicine

NADH Fluorescence Imaging of Isolated Biventricular Working Rabbit Hearts

NADH imagerie par fluorescence de biventriculaire isolé travail coeurs de lapin

Since its inception by Langendorff1, the isolated perfused heart remains a prominent tool for studying cardiac physiology2. However, it is not well-suited ...

Recherche

Médecine

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Murin col de l&#39;utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Intramyocardique cellulaire livraison: Observations aux coeurs murins

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

Induction et de l&#39;évaluation de l&#39;ischémie-reperfusion dans coeurs de rat Langendorff perfusés

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

Technique explosive cochléaire murine néonatale en tant que<em&gt; In Vitro</em&gt; Outil de dépistage dans la recherche auditive

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Optocardiographie et études d'électrophysiologie des coeurs perfusés d'Ex Vivo Langendorff

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Advanced Cardiac Rhythm Management by Applying Optogenetic Multi-Site Photostimulation in Murine Hearts

Gestion avancée du rythme cardiaque par application d’une photostimulation optogénétique multisite dans les cœurs murins

Ventricular tachyarrhythmias are a major cause of mortality and morbidity worldwide. Electrical defibrillation using high-energy electric shocks is ...

Creating Radio-cephalic Arteriovenous Fistula in the Forearm with a Modified No-Touch Technique

Création d’une fistule artérioveineuse radio-céphalique dans l’avant-bras avec une technique modifiée sans contact

Autologous arteriovenous fistula (AVF) is the primary and best option to obtain vascular access for hemodialysis treatment; other options are ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Modified Posterior Vertebral Column Resection for Patients with Thoracolumbar Kyphotic Deformity

Résection modifiée de la colonne vertébrale postérieure pour les patients atteints de déformation cyphotique thoraco-lombaire

Old compression vertebrae fracture or congenital kyphoscoliosis with abnormal vertebral body development and other diseases that invade the spine may ...