Name: modified technique for the use of neonatal murine hearts in the langendorff preparation
Uploaded: 2022-03-04T13:00:00
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NIH/NINDS R01NS112706 (R.L.)

Für alle beschriebenen Methoden wurden die Zulassungen des Institutional Animal Care and Use Committee des Columbia University Medical Center eingeholt. Wildtyp C57Bl/6 männliche postnatale Tag 10 Mäuse wurden für die Studie verwendet.
1. Vorbereitung der Langendorff-Apparatur
<ol><li>Um die Komplexität zu minimieren, verwenden Sie nicht rezirkulierendes oxygeniertes Perfusat innerhalb der Langendorff-Apparatur (siehe Materialtabelle) über kon...

<ol>
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Die vorliegende Arbeit beschreibt eine erfolgreiche Aortenkanülierung und retrograde Perfusion im isolierten neugeborenen Mausherzen. Wichtig ist, dass es den Forschern ermöglicht, die Barrieren zu überwinden, die das Alter junger Mäuse und die geringe Herzgröße zuvor8 dargestellt haben. Obwohl der Ansatz im Design nicht komplex ist, erfordert er ein erhebliches Maß an technischem Können. Schlüsselschritte, die selbst die technisch versiertesten Ermittler unweigerlich herausfordern werden...

Ex-vivo-Herzpräparate sind seit über einem Jahrhundert ein fester Bestandteil physiologischer, pathophysiologischer und pharmakologischer Studien. Ausgehend von der Arbeit von Elias Cyon in den 1860er Jahren passte Oskar Langendorff das isolierte Froschmodell für die retrograde Perfusion an und setzte die Aortenwurzel unter Druck, um den Koronarfluss mit einem sauerstoffhaltigen Perfusat1 zu gewährleisten. Mit seiner Adaption konnte Langendorff einen Zusammenhang zwischen Koronarzirkulation und mechanischer Funktion2 nachweisen. Das ex-vivo retrograde perfundierte Herz, später namensgebend als Langendorff-Technik bezeichnet, ist ein Eckpfeiler der physiologischen Untersuchung geblieben und nutzt seine Einfachheit, um das isolierte Herz in Abwesenheit potenzieller Störfaktoren kraftvoll zu untersuchen. Das Langendorff-Präparat wurde weiter modifiziert, damit das Herz ausstoßen kann (das sogenannte "Arbeitsherz") und das Perfusat rezirkulierenkann 3. Die primären physiologischen Endpunkte von Interesse sind jedoch unverändert geblieben. Zu diesen Endpunkten gehören Messungen der kontraktilen Funktion, der elektrischen Leitung, des Herzstoffwechsels und des Koronarwiderstands4.
Um die Herzfunktion in seiner ursprünglichen Froschherzvorbereitung zu bewerten, maß Langendorff die Spannung, die durch die ventrikuläre Kontraktion in der Längsachse erzeugt wird, mit einer Naht, die zwischen der Herzspitze und einem Kraftaufnehmer verbunden ist. 5 Die isometrische Kontraktion wurde auf diese Weise quantifiziert, wobei die Basalspannung in Abwesenheit einer ventrikulären Füllung auf das Herz ausgeübt wurde. Die Verfeinerung des Ansatzes hat dazu geführt, dass flüssigkeitsgefüllte Ballons über den linken Vorhof in den linken Ventrikel platziert wurden, um die Myokardleistung während der isovonomen Kontraktionzu bewerten 6. Um den Herzrhythmus und die Herzfrequenz zu beurteilen, können Oberflächenleitungen an den Polen des Herzens platziert werden, damit die Forscher das Elektrokardiogramm aufzeichnen können. Angesichts der obligatorischen Denervierung ist jedoch mit einer relativen Bradykardie zu rechnen. Extrinsisches Pacing kann dazu dienen, dies zu überwinden und die Herzfrequenzvariabilität zwischen den Experimentenzu eliminieren 1. Ein weiteres Ergebnismaß, der Myokardstoffwechsel, kann beurteilt werden, indem der Sauerstoff- und Stoffwechselsubstratgehalt im Koronarperfusat und -abwasser gemessen und die Differenz zwischen ihnen berechnetwird 7. Die Laktatquantifizierung im Koronarabwasser kann bei der Charakterisierung von Perioden des anaeroben Stoffwechsels helfen, wie sie bei Hypoxie, Hypoperfusion, Ischämie-Reperfusion oder metabolischen Störungen beobachtetwerden 7.
Langendorffs ursprüngliche Arbeit ermöglichte die Untersuchung des Ex-vivo-Säugetierherzens unter Verwendung von Katzen als Hauptfach5. Die Bewertung des isolierten Rattenherzens gewann Mitte der 1900er Jahre an Popularität bei Howard Morgan, der 1967 das Rattenmodell des "arbeitenden Herzens" detailliertbeschrieb 5. Der Einsatz von Mäusen begann erst vor 25 Jahren aufgrund der technischen Komplexität, der Gewebezerbrechlichkeit und der relativ geringen murinen Herzgröße. Trotz der Herausforderungen, die mit der Untersuchung von Mäusen verbunden sind, haben die niedrigeren Kosten und die Leichtigkeit der genetischen Manipulation die Attraktivität und Nachfrage solcher murinen Ex-vivo-Präparate erhöht. Leider war die Anwendung der Technik auf erwachsene Tiere beschränkt, wobei juvenile 4 Wochen alte Mäuse die jüngsten Probanden waren, die bis vor kurzem für Ex-vivo-Studien verwendet wurden 8,9. Während juvenile Mäuse im Vergleich zu Erwachsenen "relativ unreif" sind, ist ihr Nutzen als Probanden für entwicklungsbiologische Studien begrenzt, da sie im Großen und Ganzen von ihrer Muttermutter entwöhnt wurden und bald in die Pubertätkommen werden 10. Die Adoleszenz tritt weit über den postnatalen Übergang in der myokardialen Substratverwertung von Glukose und Laktat zu Fettsäurenhinaus auf 11. So sind die meisten Informationen über die metabolischen Veränderungen im neonatalen Herzen historisch aus der Ex-vivo-Arbeit bei größeren Arten wie Kaninchen und Meerschweinchenentstanden 11.
Tatsächlich gibt es alternative Ansätze für die Langendorff-Vorbereitung. Dazu gehören In-vitro-Experimente, denen die gesamten funktionellen Daten und der Kontext des Organs fehlen, oder In-vivo-Studien. Dies kann technisch herausfordernd und kompliziert sein, indem Variablen wie die kardiovaskulären und respiratorischen Wirkungen eines erforderlichen Anästhetikums, der Einfluss des neurohumoralen Inputs, die Folgen der Kerntemperatur, der Ernährungszustand des Tieres und die Substratverfügbarkeit12,13 vermischt werden. Da der Langendorff-Ansatz die Untersuchung des isoliert-perfundierten Herzens in einer Ex-vivo-Weise in einer kontrollierteren Weise in Abwesenheit solcher Störfaktoren ermöglicht, wurde und wird er als ein leistungsfähiges Prüfinstrument angesehen. Daher gibt die hier vorgestellte Technik den Forschern einen experimentellen Ansatz für die Ex-vivo-Studie des neugeborenen murinen Herzens und begrenzt die Zeit bis zur Reperfusion.
Die Untersuchung des Herzens in Entwicklungsphasen ist angesichts der weitreichenden biochemischen, physiologischen und anatomischen Übergänge, die während der Myokardreifung auftreten, eine wichtige Überlegung. Verschiebungen vom anaeroben Stoffwechsel zur oxidativen Phosphorylierung, Veränderungen in der Substratverwertung und Progression von der Zellproliferation zur Hypertrophie sind dynamische Prozesse, die einzigartig im unreifen Herzen auftreten11,14. Ein weiterer kritischer Aspekt des sich entwickelnden Herzens ist, dass Stressoren, die während der notwendigen Perioden auftreten, erhöhte Reaktionen im neugeborenen Herzen hervorrufen und die zukünftige Anfälligkeit für Beleidigungen im Erwachsenenalter verändernkönnen 15. Obwohl frühere Arbeiten neugeborene Ratten, Lämmer und Kaninchen zur Untersuchung des Langendorff-perfundierten neonatalen Herzens verwendet haben, sind angesichts der Bedeutung dieser Spezies für die entwicklungsbiologische Forschung16 Fortschritte erforderlich, die die Verwendung von Mäusen ermöglichen. Um diesem Bedürfnis gerecht zu werden, wurde kürzlich das erste murine Langendorff-perfundierte neugeborene Herzmodell mit 10 Tage alten Tieren etabliert6. Hier wird eine Methode vorgestellt, um eine erfolgreiche Aortenkanülierung zu ermöglichen und eine retrograde Perfusion des isolierten neugeborenen murinen Herzens zu etablieren. Dieser Ansatz kann für Pharmakologie, Ischämie-Reperfusion oder Stoffwechselstudien verwendet werden, die sich auf die Funktion des gesamten Organs konzentrieren, oder kann für die Isolierung von Kardiomyozyten angepasst werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Rodent Langendorff Apparatus</td>
			<td>Radnoti</td>
			<td>130102EZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 G catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>381511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 G needle on 1 mL syringe combo</td>
			<td>BD</td>
			<td>309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 G steel needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Silk Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>S1173</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bio Amp</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>FE135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bio Cable</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLA1515</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C4901-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circulating heating water Bath</td>
			<td>Haake</td>
			<td>DC10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>curved iris scissor</td>
			<td>Medline</td>
			<td>MDS10033Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dissecting microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-2B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>find spring scissors</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS600127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Force Transducer</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLT1030/D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sagent</td>
			<td>400-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High pressure tubing</td>
			<td>Edwards Lifesciences</td>
			<td>50P184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iris dressing forceps</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS650915-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jeweler-style curved fine forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>17-307-MLTX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3911-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P0662-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M7506-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roller Pump</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>Minipuls 3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight dissecting scissors</td>
			<td>Kent</td>
			<td>INS600393-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temporary cardiac pacing wire</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>TPW30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide Range Force Transducer</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>MLT1030/A</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified technique for the use of neonatal murine hearts in the langendorff preparation

Die Verwendung des ex-vivo retrograden perfundierten Herzens ist seit seiner Entwicklung durch Oskar Langendorff vor über einem Jahrhundert ein Eckpfeiler der Ischämie-Reperfusionsuntersuchung. Obwohl diese Technik in den letzten 25 Jahren auf Mäuse angewendet wurde, war ihre Verwendung bei dieser Art auf erwachsene Tiere beschränkt. Die Entwicklung einer erfolgreichen Methode zur konsequenten Kanülierung der neonatalen murinen Aorta würde die systematische Untersuchung des isolierten retrograden perfundierten Herzens während einer kritischen Phase der kardialen Entwicklung in einer genetisch veränderbaren und kostengünstigen Spezies ermöglichen. Die Modifikation des Langendorff-Präparats ermöglicht die Kanülierung und Etablierung der Reperfusion im neonatalen murinen Herzen bei gleichzeitiger Minimierung der ischämischen Zeit. Die Optimierung erfordert eine Zwei-Personen-Technik, um eine erfolgreiche Kanülierung der neugeborenen Mausaorta mit einem Seziermikroskop und einer modifizierten handelsüblichen Nadel zu ermöglichen. Die Verwendung dieses Ansatzes wird die retrograde Perfusion innerhalb von 3 Minuten zuverlässig etablieren. Da die Zerbrechlichkeit des neonatalen Mausherzens und der Ventrikelhöhle die direkte Messung des mit einem Ballon erzeugten intraventrikulären Drucks verhindert, ist die Verwendung eines Kraftwandlers erforderlich, der durch eine Naht mit der Spitze des linken Ventrikels verbunden ist, um die kontraktile Längsspannung zu quantifizieren. Diese Methode ermöglicht es den Forschern, erfolgreich eine isolierte retrograde-perfundierte Neugeborenen-Herzvorbereitung für Neugeborene zu etablieren, die das Studium der Entwicklungskardiologie in einer Ex-vivo-Weise ermöglicht. Wichtig ist, dass dieses Modell ein leistungsfähiges Werkzeug sein wird, um die physiologischen und pharmakologischen Reaktionen auf die Ischämie-Reperfusion im neonatalen Herzen zu untersuchen.

P10-Mäuse wurden verwendet, um einen Zeitpunkt im menschlichen Säuglingsalter zu modellieren26,27. Fünfzehn isolierte C57Bl/6 neugeborene Mausherzen wurden erfolgreich geerntet und kanüliert. Die Herzen wurden mit einem kontinuierlichen Fluss von 2,5 ml min-1 erwärmtem sauerstoffhaltigem KHB durchblutet. Metabolische Parameter, einschließlich Glukoseextraktion, Sauerstoffverbrauch, Laktatproduktion und physiologische Parameter wie Herzfrequenz, P...

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Modified Technique for the Use of Neonatal Murine Hearts in the Langendorff Preparation

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Aortenkanülierung und die retrograde Perfusion des ex-vivo neonatalen murinen Herzens. Eine Zwei-Personen-Strategie mit einem Seziermikroskop und einer abgestumpften kleinen Messnadel ermöglicht eine zuverlässige Kanülierung. Die Quantifizierung der longitudinalen kontraktilen Spannung erfolgt mit einem Kraftaufnehmer, der mit der Spitze des linken Ventrikels verbunden ist.

Modifizierte Technik zur Verwendung von neonatalen Murinherzen im Langendorff-Präparat

The use of the ex-vivo retrograde perfused heart has long been a cornerstone of ischemia-reperfusion investigation since its development by Oskar ...

Dieser Ansatz stellt zuverlässig die retrograde Perfusion des neonatalen Ex-vivo-Mausherzens in weniger als drei Minuten her. Dadurch wird das jüngstmögliche Studienalter von mehreren Wochen auf 10 postnatale Tage reduziert. Dieses isolierte retrograde perfundierte Modell ermöglicht die Untersuchung des neonatalen Herzens während einer kritischen Phase der kardialen Entwicklung in einer genetisch veränderbaren und kostengünstigen Spezies.Während sich dieses Modell für die Untersuchung physiologischer und pharmakologischer Reaktionen auf Ischämie-Reperfusion im neonatalen Herzen eignet. Es könnte auch für die Isolierung von Kardiomyozyten verwendet werden. Um die neugeborene Maus-Aortenkanüle herzustellen, verwenden Sie eine scharfe Schere, um die Spitze abzuschneiden und das Ende einer 26-Gauge-Edelstahlnadel abzustumpfen, wobei Sie darauf achten, den Durchmesser des Nadellumens nicht zu crimpen oder einzuschränken.Glätten Sie dann die Schnittkante, um Grate zu entfernen, indem Sie das abgestumpfte Ende auf der Labortischplatte vorsichtig mit einer Hin- und Herbewegung abkratzen. Als nächstes befestigen Sie die hergestellte Kanüle an der Langendorff-Apparatur und beurteilen Strömung und Widerstand. Messen Sie die Durchflussraten durch die Kanüle, indem Sie die Puffermenge über ein Intervall von einer Minute sammeln und messen.Um die Druckdifferenz über die Kanüle zu quantifizieren, während der Krebs-Heneseleit-Puffer fließt, messen Sie den Druck im System mit und ohne angeschlossene Kanüle. Berechnen Sie dann den Kanülenwiderstand mit der folgenden Formel. Als nächstes entfernen Sie die 26-Gauge-Kanüle aus der Langendorff-Apparatur und befestigen einen Hochdruckschlauch an der Verhornungsstelle des Geräts.Befestigen Sie dann die Aortenkanüle am distalen Ende des Schlauches und entlüften Sie den Schlauch und die Kanüle mit sauerstoffreichem Puffer, um sicherzustellen, dass alle Blasen entfernt werden. Um die Bildung von koronaren Mikrothromben zu verhindern, verabreichen Sie einem 10 Tage alten Mäusewelpen eine intraperitoneale Injektion von Heparin mit einer 26-Gauge-Nadel auf einer Ein-Milliliter-Spritze. Lassen Sie das Heparin einige Minuten zirkulieren, bevor Sie mit der Injektion eines Anästhetikums fortfahren.Als nächstes platzieren Sie die betäubte Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen sofort nach Bewusstlosigkeit. Beginnen Sie mit der Ernte, sobald das Tier nicht auf Zehenkneifen reagiert, da das Tier während der ersten Dissektion spontan atmet. Mit einer geraden Sezierschere wird ein quer subxiphoider Schnitt über die Breite des Tieres gemacht, der die Bauchhöhle freilegt.Bitten Sie einen Assistenten, den Xiphoidprozess mit einer Pinzette zu erfassen, schneiden Sie dann den Brustkorb bilateral entlang der mittleren Achsellinie in Kopfhaldenrichtung und reflektieren Sie das Brustbein und die Rippen schädelnd, um die Brustorgane freizulegen. Nachdem Sie das Zwerchfell besser identifiziert haben, schneiden Sie den vorderen Teil vollständig ein. Identifizieren Sie die infradiaphragmatische untere Hohlvene oberhalb der Leber und transektieren Sie sie mit einer gekrümmten Irisschere, während Sie eine leichte innere Kopfschmerzspannung auf dem proximalen Segment mit Iriszange beibehalten.Schneiden Sie dann mit einer gekrümmten Irisschere posterior entlang der inneren Oberfläche der Wirbelsäule, während Sie die untere Hohlvene nach oben und aus der Brusthöhle ziehen. Wenn das Herz mobilisiert wird, winkeln Sie die Schere nach vorne und durchtrennen Sie die großen Gefäße überlegen, um Herz und Lunge vollständig zu entfernen. Tauchen Sie die Probe sofort in eiskalten Krebs-Henseleit-Puffer oder Kochsalzlösung.Das Herz sollte innerhalb von Sekunden aufhören zu schlagen. Legen Sie ein Stück Papiertuch auf den Boden einer flachen Petrischale, um Reibung zu erzeugen, um das Herz während der Kanülierung zu stabilisieren. Befeuchten Sie das Papiertuch mit eiskaltem Krebs-Henseleit-Puffer, um zu verhindern, dass das Herz daran haftet.Legen Sie die vorbereitete Petrischale unter das Seziermikroskop und stellen Sie den Fokus ein. Legen Sie nun die Aortenkanüle, die am Hochdruck-Verlängerungsschlauch befestigt ist, zusammen mit einer 5-0-Seidennaht, die lose um ihre Nabe gebunden ist, unter das Seziermikroskop. Nachdem Sie die ausgeschnittenen Thoraxorgane in die Petrischale gelegt haben, identifizieren Sie den Thymus anhand seines weißen Glanzes und zweier Lappen und richten Sie das Exemplar so aus, dass der Thymus vorderer und überlegener ist.Als nächstes trennen Sie mit einer Pinzette stumpf die Lappen des Thymus und legen die großen Gefäße frei. Identifizieren Sie dann die Aorta, indem Sie unterscheidende Verzweigungsmerkmale des Aortenbogens lokalisieren und sie mit einer feinen scharfen Schere nur proximal zum Start der Arteria subclavia transektieren. Greifen Sie nun vorsichtig die transektorierte Aorta mit fein gebogenen Pinzetten im Juwelierstil und kanülieren Sie die Aorta vorsichtig mit einer stumpfen Nadel mit 26 Gauge, wobei Sie darauf achten, die Aortenklappe nicht zu beschädigen.Greifen Sie mit einer fein gekrümmten Pinzette die Aorta um die Kanüle und leiten Sie eine retrograde Perfusion ein, um die ischämische Zeit zu begrenzen. Bitten Sie den Assistenten, die Enden der locker gebundenen Naht zu greifen und die Aorta vorsichtig um die Kanüle zu wickeln. Drücken Sie die Naht über oder unter die fein gekrümmte Pinzette, ziehen Sie dann die Naht fest und bestätigen Sie die Angemessenheit des Koronarflusses.Trennen Sie den Hochdruckschlauch vom Langendorff-Gerät, greifen Sie die Nabe der Kanüle und trennen Sie die stumpfe Nadel vom Hochdruck-Verlängerungsschlauch. Befestigen Sie dann schnell die Nabe der Kanüle am Gerät. Sobald das Herz in der üblichen Position am Langendorff-Apparat aufgehängt ist, wird eine ausreichende Durchblutung bestätigt.Schneiden Sie Lunge, Thymus und überschüssiges Gewebe vorsichtig ab. Dann schneiden Sie den rechten Vorhof ein, damit das Koronarsinusabwasser frei tropfen kann. Machen Sie einen kleinen Knoten am Ende einer 5-0 Seidennaht, dann durchbohren Sie ein kleines Stück Paraffinfolie mit der Nadel und schieben Sie das Paraffin zum geknoteten Ende.Führen Sie die Nadel vorsichtig durch die Spitze des Ventrikels und ziehen Sie die Naht durch das Herz, bis der Paraffinfilm an der Seitenwand des Ventrikels fest sitzt. Führen Sie die Nadel durch die Öffnung der mit Wasser gefüllten Wärmejacke des Langendorff-Apparates, damit das Herz umhüllt und erwärmt werden kann. Befestigen Sie dann die Nadel am Kraftaufnehmer und vermeiden Sie den Koronarsinustropfen.Passen Sie die Naht an, um ein bis zwei Gramm Basalspannung anzuwenden, wie durch die diastolische Spannung oder die Nadir-Absichtsverfolgung angezeigt. Legen Sie dann Oberflächenelektroden auf die oberen und unteren Pole des Herzens, um das Elektrokardiogramm aufzuzeichnen. Anschließend wird das Koronarsinusabwasser zur Analyse mit einem intravenösen 24-Gauge-Katheter entnommen.Oberflächenelektroden wurden verwendet, um ein kontinuierliches Elektrokardiogramm aufzuzeichnen, das die Bestimmung der intrinsischen Rate und des Rhythmus ermöglichte. Alle ausreichend durchbluteten Herzen schlagen spontan im Sinusrhythmus. Diese Perfusionsstrategie erfüllte die metabolischen Bedürfnisse des neugeborenen Mausherzens, angesichts der vernachlässigbaren Laktatproduktion und der niedrigen prozentualen Sauerstoffextraktion und des Glukoseverbrauchs.Physiologische variable Mittelwerte, wie die mittlere denervierte intrinsische Herzfrequenz und der mittlere beobachtete Aortenperfusionsdruck, wurden ebenfalls aufgezeichnet und berechnet. Einige Ausschlusskriterien wie die für die Einleitung der Reperfusion erforderliche Zeit, die Dauer der Arrhythmie und der Aortenperfusionsdruck müssen berücksichtigt werden, um die Konsistenz des neonatalen Präparats zu gewährleisten. Nach Etablierung der Perfusion können Interventionen wie Arzneimittelabgabe, Induktion von Ischämie-Reperfusionsverletzungen, Veränderungen von Metaboliten oder Abgabe enzymatischer Wirkstoffe zur Kardiomyozytenisolierung auftreten.

Research

JoVE Journal

Medicine

NADH Fluorescence Imaging of Isolated Biventricular Working Rabbit Hearts

NADH Fluoreszenz-Imaging von isolierten biventrikulären Arbeiten Kaninchenherzen

Since its inception by Langendorff1, the isolated perfused heart remains a prominent tool for studying cardiac physiology2. However, it is not well-suited ...

Forschung

Medizin

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Intramyocardial Cell Delivery: Observations in Murine Hearts

Intramyokardiale Zell Lieferung: Beobachtungen im Herzen Murine

Previous studies showed that cell delivery promotes cardiac function amelioration by release of cytokines and factors that increase cardiac tissue ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

Induktion und Beurteilung der Ischämie-Reperfusion Injury in Langendorff-perfundierten Rattenherzen

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

Neonatal Murine Cochlear Explant Technik als<em&gt; In vitro</em&gt; Screening-Tool in der Hörforschung

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Optokardiographie und Elektrophysiologie Studien an Ex Vivo Langendorff-perfundierten Herzen

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Advanced Cardiac Rhythm Management by Applying Optogenetic Multi-Site Photostimulation in Murine Hearts

Fortschrittliches Herzrhythmusmanagement durch Anwendung optogenetischer Multi-Site-Photostimulation bei murinen Herzen

Ventricular tachyarrhythmias are a major cause of mortality and morbidity worldwide. Electrical defibrillation using high-energy electric shocks is ...

Creating Radio-cephalic Arteriovenous Fistula in the Forearm with a Modified No-Touch Technique

Herstellung einer radiozephalen arteriovenösen Fistel im Unterarm mit einer modifizierten No-Touch-Technik

Autologous arteriovenous fistula (AVF) is the primary and best option to obtain vascular access for hemodialysis treatment; other options are ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Eine modifizierte einfache Methode zur Induktion von Myokardinfarkt bei Mäusen

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

Modified Posterior Vertebral Column Resection for Patients with Thoracolumbar Kyphotic Deformity

Modifizierte posteriore Wirbelsäulenresektion bei Patienten mit thorakolumbaler kyphotischer Deformität

Old compression vertebrae fracture or congenital kyphoscoliosis with abnormal vertebral body development and other diseases that invade the spine may ...