Name: topical application bioassay to quantify insecticide toxicity for mosquitoes and fruit flies
Uploaded: 2022-01-19T15:00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies at JoVE.com

Denne forskning blev støttet af en CAREER-pris fra National Science Foundation til SH under prisnummer 2047572. Vi takker Damien Rivera for hans hjælp til opdræt af bananfluer og forberedelse til topisk applikationsanalyse, Dr. Ganetzky ved University of Wisconsin-Madison for at dele sin Canton-S-bananfluestamme, Centers for Disease Control and Prevention for at dele Rockefeller-stammen og United States Department of Agriculture Center for Medical Agricultural and Veterinary Entomology for at dele IICC-isolinstammen. Figur 1 blev oprettet med BioRender.com.

Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.

Dette papir præsenterer en tilpasset protokol til det aktuelle applikationsassay for myg og frugtfluer. Denne procedure kunne let tilpasses til at blive brugt i marken og med andre organismer, da det kræver minimalt specialudstyr. Nedenfor er behandlet denne protokols kritiske trin, potentielle ændringer, fejlfindingsrådgivning, begrænsninger af metoden og betydningen af denne metode.
Kritiske trin i protokollen: Der er tre kritiske trin i protokollen, der, hvis de udfyldes forkert, kan påvirke resultaterne af bioassayet drastisk: insekticidkoncentrationsnøjagtighed, prøvenedslag og dødelighedsvurdering.
Insekticid koncentration nøjagtighed: Det er ekstremt vigtigt at have nøjagtige insekticidopløsninger for at opnå replikerbare dosis-responskurver og meningsfulde resultater. Den volumetriske tilgang til insekticidopløsningspræparat er mere almindelig inden for litteraturen for både CDC-flaskebioassay7 og topiske anvendelser 13,14,43. Den gravimetriske tilgang, der er beskrevet her, er imidlertid i sagens natur mere nøjagtig på grund af overvejelsen af temperatur gennem inkludering af (temperaturspecifik) densitet, hvilket fører til mere nøjagtig formuleringsforberedelse.
Prøve knockdown: At slå prøverne ned er en kritisk komponent i denne metode og muliggør nøjagtig administration af insekticidet og vægtmålingerne. At slå organismer ned indeholder dog uundgåeligt risikoen for fysisk stress og skade, som tidligere påvist30. Vær derfor forsigtig og opmærksom, når du slår prøverne ned for at sikre, at i) hver prøve slås ned i en lignende varighed, ii) længden af knockdown holdes på et minimum, og iii) metoden til knockdown holdes konsistent på tværs af alle prøver. Derudover anbefales det at teste knockdown-metoden separat inden påføring af insekticid for at sikre, at metoden er vellykket og ikke inducerer kontroldødelighed på mere end 10%. Den indledende test kan tage længere tid for en uerfaren bruger, hvilket fører til længere knockdown-tider. Vær derfor forsigtig, når du fortolker resultater fra de første assays.
Vurdering af dødelighed: Vurdering af dødelighed kan være udfordrende, især når insekticidet ikke dræber fuldstændigt, men kun slår ned eller lemlæster myggen eller fluen. Derfor er det vigtigt at være opmærksom på, hvordan insekticidet påvirker målorganismen og have en klar definition af "døde" (eller væltede) organismer, inden det påbegyndes. Derudover anbefales det at få den samme person til at vurdere dødeligheden mellem doser og replikater for at reducere variationen.
Protokolændringer: Flere ændringer beskrevet nedenfor kan anvendes på denne protokol for at forbedre dens alsidighed og tilgængelighed.
Tilpasning af assayet til mindre eller større insekter: Ved anvendelse af mindre eller større prøver anbefales det at anvende henholdsvis et mindre eller større dosisvolumen insekticid. Som et eksempel tilpassede vi myggeprotokollen til bananfluer ved at reducere dosis på 0,5 μL til en dosis på 0,2 μL. Sørg for, at den korrekte sprøjtestørrelse er valgt for det valgte dosisvolumen.
Tilpasning af assayet til feltinsekter: Ved brug af markinsekter kan der være større variation i insektstørrelsen. Derfor vil det anbefales at veje insekterne i mindre grupper (f.eks. pr. kop) i stedet for som en stor gruppe (f.eks. Alle insekter, der anvendes til et forsøg). Dette kan hjælpe med at fange den potentielle variation i insekticidmodtagelighed forbundet med forskellene i feltinsektmasse.
Ændringer af udstyr: Insekthåndteringstelt: Dosering af prøven kan gennemføres under et insekthåndteringstelt, der simpelthen er konstrueret med PVC-rør og myggenet. Dette kan være et alternativ til et lukket rum (f.eks. Insekt) og hjælpe med at eliminere potentiel insekticidforurening i områder, hvor insektopdræt kan forekomme. Dette insekthåndteringstelt er let at konstruere og billigt (~ $ 70). Alternativt kan et insekthåndteringsbur købes (~ $ 425).
Kølebord: Ispakninger eller bakker med is kan bruges til at slå prøven ned og/eller holde prøven slået ned.
Inkubator: Inkubatorer anbefales til opdræt af prøven og opbevaring af prøven i 24 timer efter insekticidbehandling. Hvis en inkubator ikke er tilgængelig, kan den konstrueres. Udstyr, der er nødvendigt for at bygge inkubatoren, omfatter en isoleret beholder, luftfugter, varmekabler, fugtigheds- og temperaturregulator og et lys, der skal tilføje op til en samlet pris på ~ $ 170, efter og udvidelse efter tidligere metoder44.
Holdekopper: Selvom plastikkopper bruges til at sortere og holde den behandlede prøve, ville voksforede papirkopper eller glasbeholdere være egnede alternativer.
Ændring af organisme og livsstadium: Denne metode er meget tilpasningsdygtig til brug med andre vektorer, insekter og / eller leddyr som Culex quinquefasciatus myg32, husfluer32 og kakerlakker45 samt ikke-voksne livsstadier, såsom myglarver46.
Aktuel ændring af applikationsplacering: Denne metode beskriver anvendelse af insekticidet på den ventrale thorax og maveregionen for myg (og dorsum for frugtfluer). Andre applikationssteder kan dog bruges, så længe eksponeringsstedet er konsistent. Konsistens er vigtig, fordi insekticidfølsomheden kan variere afhængigt af applikationsplacering32.
Rådgivning til fejlfinding: Denne metode har flere trin, der oprindeligt er udfordrende. Nedenfor er beskrevet nogle af de mest almindelige problemer, man kan støde på.
Lækkende/fordampende insekticidopløsninger: Insekticider opløses almindeligvis i acetone, en meget flygtig forbindelse. Det betyder, at acetone fordamper hurtigt ved stuetemperatur, hvilket øger insekticidkoncentrationerne over tid. Hvis insekticidopløsningerne ser ud til at lække eller fordampe, skal du genskabe opløsningerne, sikre, at rørets låg er tæt på, og dobbelttjekke, at opbevaringsprotokollerne følges korrekt (f.eks. Parafilm bruges, og rørene opbevares oprejst). Hvis lækage vedvarer, kan du prøve at fylde rørene med et lavere volumen for at give mere plads til den ændring i volumen, acetonen oplever ved forskellige temperaturer. Derudover, hvis du bruger acetone som opløsningsmiddel, skal du sikre dig, at rørene er klassificeret til acetonelagring (f.eks. FEP, TFE og PFA-plast). Hvis du bruger hydrofobe insekticider, skal du opbevare opløsningerne i glashætteglas (da hydrofobe insekticider klæber til glas mindre end plast). Det er også god praksis at markere opløsningens menisk inden opbevaring for at overvåge fordampningen.
Vægtdrift på mikrobalance ved vejning af organismer: Hvis vægtaflæsningen på vægten driver (langsomt går op eller ned), kan dette skyldes statisk. Drift forekommer oftest ved vejning af organismer i plastemner, da plast let kan holde en statisk ladning. For at undgå dette kan et vejepapir placeres under den plastbeholder, der vejes, eller der kan anvendes en ikke-plastisk beholder som glas.
Unormal dødelighed resultater: Der er mange måder, hvorpå dødelighedsresultaterne kan virke unormale, såsom at observere høj dødelighed i kontrollerne eller høj / lav dødelighed gennem alle insekticiddoser. Gennemgå følgende tilfælde for fejlfinding af hvert scenarie.
Høj kontroldødelighed Hvis der er høj dødelighed i kontrolgruppen (10% eller derover), skal du evaluere knockdown-metoden og den tid, prøverne slås ned. Hvis det er muligt, forkort den tid, hvor prøverne er slået ned. Andre potentielle faktorer, der skal overvejes for høj dødelighed i kontrollerne, omfatter i) kontrol af, om inkubatorindstillingerne er korrekte - unormale temperaturer og / eller fugtighed kan føre til øget dødelighed. Temperatur og fugtighed skal kontrolleres med en uafhængig datalogger. ii) Vurdering af insekthåndtering. Håndtering af insekter for meget eller for groft kan føre til høj dødelighed. iii) Kontrol af, om der ikke er nogen insekticidforurening i den 100 % acetone, der anvendes til behandling af kontrolgruppen, eller på instrumenteringen. Udskift acetone og rengør alle instrumenter med acetone eller ethanol. Undgå forurening ved ofte at udskifte handsker, forhindre spild og rengøringsinstrumenter. Bemærk, at i Supplerende fil 3 døde maksimalt to myg inden for kontrolkopperne (kun acetone). Dette dødelighedsniveau betragtes ikke som højt (det er mindre end 10%), og derfor var der ingen grund til bekymring.
Høj dødelighed i alle eksponerede grupper (men ikke i kontrolgrupper) Brug lavere insekticidkoncentrationer eller mindre dosisvolumener til testning. De anvendte doser kan være over den mindste dosis, der ikke vil fremkalde dødelighed. Brug flere 10 gange fortyndinger til at identificere det korrekte dosisområde, og udelukke forurening. For at undgå forurening skal du begynde at dosere med den laveste koncentration og arbejde hen imod den højeste koncentration. Sørg desuden for, at alt anvendt udstyr rengøres regelmæssigt med acetone og / eller ethanol, de doser, der påføres prøven, er meget små, og selv den mindste krydskontaminering kan påvirke resultaterne.
Lav dødelighed i alle udsatte grupper Brug højere insekticidkoncentrationer. De anvendte doser kan alle være for lave til at forårsage dødelighed i befolkningen. For at identificere det korrekte dosisområde skal du udsætte prøverne for flere flere 10 gange koncentrerede doser. Sørg for, at insekticidopløsningerne ikke er udløbet eller nedbrudt (muligvis på grund af høj temperatur eller lyseksponering). Hvis opløsningerne er udløbet eller mistænkes for at være nedbrudt, skal du genskabe opløsningerne og sikre, at de korrekte opbevaringsforhold følges.
Inkonsekvent dødelighed mellem replikater/dage Det tidspunkt på dagen, hvor insekter udsættes for insekticidet, kan påvirke det udtrykte resistensniveau, især for metabolisk resistens34. Gentag denne protokol i det samme tidsvindue hver dag for at undgå tid på dagen som en potentiel variabel, der bidrager til ændringer i dødeligheden. Andre potentielle faktorer, der bidrager til inkonsekvent dødelighed mellem replikater, omfatter i) prøver, der opdrættes forskelligt mellem eksperimenter. Sørg for, at alle prøver er af samme aldersgruppe, opdrættet ved samme temperatur og lignende tætheder og fødetilgængelighed. ii) insekticidkoncentrationer, der nedbrydes over tid eller bliver mere koncentrerede på grund af acetonefordampning. Genindspil løsningerne og sørg for korrekte opbevaringsforhold. iii) Inkonsekvent dødelighedsscore. Sørg for, at den samme person scorer dødelighed eller udvikle en klar protokol, der skal bruges konsekvent på tværs af holdet. Brug blind scoring til at reducere bias i dødelighedsscoring.
Insekter, der klæber til overfladen af sorteringsbakken: Acetone reagerer på plast, der anvendes i denne protokol, såsom petriskåle. Prøven vil sandsynligvis klæbe til overfladen, hvis der anvendes acetone på petriskåle eller lignende plastoverflader. Denne vedhæftning kan undgås ved at beklæde sorteringsbakken med vejepapir eller ved hjælp af en ikke-plastisk sorteringsbakke. Derudover kan kondens på overfladen af plast i sorteringsbakken eller holdekopper føre til, at insekter klæber til kondensen, eller prøven kan være for kold og potentielt fryse til overfladen. Juster knockdown-metoden for at reducere kondens og samtidig forhindre, at prøverne bliver for kolde/frosne (f.eks. Anbring vejepapir mellem prøverne og plastsorteringsbakken).
R-analysefejl: Når dødelighedsdataene er indsamlet, kan der opstå en række komplikationer under analysen. Den mest almindelige årsag til, at en R-kode ikke kan fuldføre handlingerne for datafilen, er, at dataformatet ikke stemmer overens med koden (f.eks. kolonneoverskrifter og/eller tomme celler). Hvis der opstår mere alvorlige komplikationer, skal du se de R-hjælpesider, der er indbygget i Rstudio35.
Begrænsninger af den ovenfor beskrevne aktuelle anvendelsesmetode: Insekticidabsorption via topisk påføringsmetode efterligner ikke naturlig eksponering: Aktuel anvendelse på den primære krop er ikke den naturlige måde at absorbere insekticider på. I marken absorberer insekter for det meste insekticider gennem deres ben i løbet af den tid, de er i kontakt med den insekticidbehandlede overflade eller på deres vinger gennem små aerosolpartikler47,48, snarere end en hurtig eksponering på den ventrale overflade. Den direkte anvendelse af en kendt insekticiddosis vil imidlertid nøjagtigt fastslå et fænotypisk respons på insekticider, der er nødvendige for genetiske og evolutionære undersøgelser eller sammenligninger af insekticidmodtagelighed på tværs af rum eller tid. Denne tilgang er derfor gavnlig for test af teknisk resistens, men vil ikke direkte måle praktisk resistens (effektiviteten af det faktiske interventionsværktøj i en feltindstilling15). Det er dog vigtigt at bemærke, at de nuværende standardmetoder (f.eks. WHO-rørprøver og CDC-flaskebioassays) heller ikke kan fange eller efterligne aerosoleksponering (dvs. ved tåge) insekticideksponering i marken.
Aktuelle applikationsassays kan kun vurdere kontaktabsorptionsinsekticider: Denne metode er beregnet til insekticider, der virker ved kontakt med og absorption af insekticidet og ikke til brug sammen med orale insekticider, såsom borsyre, der almindeligvis anvendes i attraktive giftige sukkerlokkemad49.
Betydningen af metoden: Den aktuelle anvendelsesmetode udvider veletablerede standarder for insekticidbioassays ved at beregne den dødelige dosis (ikke koncentration) og måle teknisk (ikke praktisk) resistens15. Nedenfor er fordelene og ulemperne ved denne metode i forhold til eksisterende insekticidmodtagelighedsassays.
Beregning af dødelig dosis: Denne metode bestemmer den dødelige dosis af insekticidet snarere end den dødelige koncentration, som CDC og WHO bioassays bruger til at etablere den diskriminerende dosis11. Den dødelige dosis er mere meningsfuld, fordi det er en kvantificeret mængde insekticid, der vides at fremkalde dødelighed. I modsætning hertil overvejer den dødelige koncentration ikke, hvor meget insekticid organismen faktisk erhverver. Ved brug af den dødelige dosisberegning kan forskelle mellem køns- eller størrelsesafhængige modtagelighedsprofiler observeres og kvantificeres mere præcist, hvilket gør denne måling endnu mere alsidig.
Teknisk modstand: Denne metode vurderer teknisk modstand, som er modstand som målt under standardiserede, kontrollerede miljøer. Sådanne målinger er egnede til overvågning af spredningen af insekticidresistens og sammenkædning af fænotypisk resistens med potentielle markører15. På grund af den faldende variation i dødeligheden som følge af bioassay med topisk anvendelse giver det mulighed for bedre identifikation af nye resistensmarkører. På grund af den unaturlige eksponering af insekticider for myggen er dette assay imidlertid ikke egnet til estimering af effektiviteten af en bestemt intervention i en bestemt population. Andre assays er nødvendige til målinger af en sådan praktisk resistens15.
Prøvens tilpasningsevne: Denne metode kan praktiseres på andre vigtige leddyr såsom afgrødeskadedyr (f.eks. Colorado kartoffelbille), husskadedyr (f.eks. Kakerlakker og sengebugs) eller bestøvere (f.eks. Bier) med enkle ændringer i knockdown-tilgangen og / eller insekticiddosis, volumen og / eller koncentration (som beskrevet ovenfor). Den lette tilpasningsevne kan hjælpe med at analogisere insekticidresistensforskning på tværs af forskellige forskningsområder. Anvendelsen af en LD50-værdi i stedet for en dødelig koncentration, der dræber 50% af prøverne (LC50), muliggør nøjagtig sammenligning på tværs af arter.
Koste: I lighed med CDC-flaskebioassays og WHO-rørprøver er omkostningerne til at køre det aktuelle applikationsassay minimale (se materialetabellen). De væsentlige stykker udstyr er sprøjten (ca. $ 70) og dispenseren (ca. $ 100), som kan genbruges på tværs af assays.
Antal nødvendige prøver: Der skal anvendes mindst 20-25 prøver pr. Topisk applikationsanalysekop. Det anbefales, at mindst fem insekticidkoncentrationer testes pr. forsøg, og mindst tre replikater anbefales til proceduren. Samlet set resulterer dette i mindst 300-375 prøver, der er nødvendige for en komplet test, der kan sammenlignes med antallet af prøver, der er nødvendige for at udføre resistensintensitetstest ved hjælp af WHO-rørprøver eller CDC-flaskebioassays. Men hvis der opnås reduceret variabilitet med bioassay med topisk anvendelse, kan det samme antal prøver føre til mere statistisk magt til at sammenligne modtagelighedsdata på tværs af rum eller tid.

Myg er ansvarlige for over 700.000 dødsfald hvert år på grund af de sygdomme, de overfører til mennesker, med over halvdelen af disse dødsfald på grund af malaria alene1. Den vigtigste forebyggende metode mod overførsel af malaria og andre vektorbårne sygdomme er brugen af insekticider, ofte i form af langvarige insekticidnet eller indendørs restsprøjtning2. Insekticidresistens er imidlertid udbredt blandt myg og andre insektvektorer samt landbrugsskadedyr 3,4. For effektivt at håndtere modstanden er overvågning af afgørende betydning5. Til dette er der behov for meget nøjagtige metoder til detektion af modstand med høj gennemstrømning. I øjeblikket er de mest udbredte værktøjer til overvågning af insekticidresistens for myg WHO-rørtest6 og CDC-flaskebioassay7. For bananfluer er den resterende kontaktpåføringsmetode (svarende til CDC-flaskebioassay) et almindeligt anvendt insekticidbioassay 8,9,10. Imidlertid er variabiliteten i data fra disse metoder typisk høj, med målinger af den samme laboratoriemygstamme, der spænder fra ~ 20-70% dødelighed i CDC-flaskeassays og 0-50% i WHO-rørprøver, når de udsættes for subletale doser11. En sådan variation er overraskende, fordi den begrænsede genetiske variation i de fleste laboratoriestammer forventes at føre til begrænset variation i insekticidfølsomheden i befolkningen. Ikke desto mindre er der stadig en høj grad af variation observeret i bioassayresultaterne.
Potentielle kilder til denne variation kan være et resultat af heterogen eksponering for insekticider mellem prøver i bioassayet på grund af indirekte eksponering for insekticider via overfladen, heterogene miljøvirkninger, normal biologisk variation mellem individer af samme genotype og variation i massen af prøver af samme population12 . En sjældent anvendt metode med højere replikabilitet er det aktuelle applikationsbioassay. I dette assay påføres insekticidet direkte på hvert insekt13,14, hvilket fjerner faktoren for heterogen eksponering af forskellige prøver inden for samme assay. På grund af denne metodes langsomme gennemstrømning anvendes den imidlertid ikke rutinemæssigt som et værktøj til overvågning af insekticidmodtagelighed for mygpopulationer. Dette papir præsenterer en modificeret protokol for det aktuelle applikationsbioassay, der giver mulighed for eksponeringer med højere gennemstrømning, samtidig med at der korrigeres for variation i insektmasse, en parameter, der korrelerer med ændringer i insekticidmodtagelighed12. En reduktion i støj og masserelateret variation i dødelighedsdata fra variabel eksponering for insekticider ville muliggøre en mere nøjagtig teknisk resistensovervågning11,15. Sådanne data kan bruges til mere præcist at forbinde fænotypisk resistens med genetiske markører, fitnessparametre og/eller vektorkompetence. Derudover demonstrerer vi, hvordan dette assay let kunne tilpasses andre insektarter ved at bruge det aktuelle applikationsbioassay på bananfluer, en mindre kropslig insektart.
Hovedbegrænsningen ved ovennævnte restkontaktanvendelser er, at eksponeringen for insekticider kan variere fra prøve til prøve inden for samme assay. I tilfælde af CDC-flaskebioassays og kontaktmetoden kan insekticideksponering variere mellem replikater af det samme assay. Insekterne udsættes for insekticid, der enten fordeles på indersiden af en glasflaske (CDC-flaskebioassay og kontaktmetode) eller på imprægneret papir (WHO-rørtest). Koncentrationen af insekticid på begge overflader (glas og papir) er kendt og forudbestemt ved screening af forskellige arter af kendte genotyper. Den mængde, der potentielt kan absorberes af insektet, kan dog variere meget afhængigt af den anvendte overflade, insekticidblandingskomponenterne, og hvor homogent insekticidet fordeles over overfladematerialet16,17. I CDC-flaskebioassayet er insekticidbelægningen på indersiden af flasken afhængig af procedurer, der anvendes af hvert laboratorium og bruger. I WHO's rørprøve er de insekticidbehandlede papirer centralt produceret og dermed højst sandsynligt ret homogene på tværs af laboratorier. I WHO-rørtesten tillader eksponeringsrøret imidlertid prøver at lande og hvile på ikke-insekticideksponeret metalnet, hvilket fører til potentiel heterogen insekticideksponering blandt prøverne inden for hver test. Den faktiske mængde insekticid, der opfanges og absorberes af prøver via hver metode, skal stadig undersøges yderligere18.
Derudover anvendes CDC-flaskebioassay, WHO-rørtest og kontaktmetode mest som tærskelassays, der kun tester en forudbestemt insekticidkoncentration. Denne fremgangsmåde kan nøjagtigt registrere tilstedeværelsen af resistens og er værdifuld til resistensovervågning (især når modstanden spredes). Tærskelassays kan imidlertid ikke kvantificere resistensens styrke, hvilket kan være mere forudsigende for interventionsværktøjernes effektivitet. Hvis der anvendes flere insekticidkoncentrationer med disse metoder, kan de bruges som intensitetsassays. Intensitetsassays for CDC-flaskebioassay og WHO-rørtesten er blevet introduceret ved at teste 5x og 10x de forudbestemte diskriminerende doser for at løse dette hul i overvågning 6,19. Samtidig med at det giver større evne til at skelne mellem resistente populationer, giver 3-5 (forudbestemte) doser begrænset opløsning til beregning af dødelige koncentrationer. Derudover anvendes myg i forskellige størrelser i sådanne assays. Alligevel er massen vigtig at måle, da større prøver muligvis har brug for en højere dosis for at blive dræbt, da den effektive dosis pr. Masseenhed vil være meget lavere end for en mindre organisme12. Beregning af en masserelativiseret dødelig dosis (mængde insekticid pr. Insektmasse) ville være en mere nyttig metrik end den mere almindelige dødelige koncentration (f.eks. Mængden af insekticid pr. Overfladeareal), da den overvejer variationen i insektmasse mellem køn, populationer og genotyper. Sådanne data vil bidrage til at udfylde kløften mellem genotypisk og fænotypisk resistens i laboratoriet og i marken og kan også give en nem måde at beregne den nødvendige anvendelseskoncentration til behandling af en population af insekter med en kendt gennemsnitsmasse.
Anvendelsen af masserelativiserede dødelige doser, der dræber 50% af prøverne (LD50), indeholder også flere andre fordele. Vurdering af toksiciteten af en specifik forbindelse i mg/kg (= ng/mg) er standard i human- og veterinærtoksikologi14, og LD50-værdier findes på sikkerhedsdatablade for materialer. Dødelige doser tillader også direkte sammenligning af toksicitet mellem forskellige kemikalier mod en bestemt art eller det samme kemikalie mod forskellige arter20 samt evaluering af høj kvalitet af nye insekticider og kemikalier13. Derudover kan LD50 give mere meningsfulde og nøjagtige resistensforhold end dem, der stammer fra diagnostiske dosisdødelighedsresultater, hvilket kan resultere i en overvurdering af resistensniveauet i en population. Derfor ville dette assay være egnet til rutinemæssige overvågningsprogrammer ved at tilvejebringe strengere resistensovervågning baseret på masserelativiserede dødelige doser afledt af flere prøver end anbefalet til andre bioassays21.
Den aktuelle anvendelsesmetode er blevet anvendt til overvågning af insekticidmodtagelighed for myg og fluer som et alternativ til standard bioassays for insekticidmodtagelighed, når resistens allerede er kendt eller mistænkt22,23, samt til overvågning af nogle skadedyrsinsekter24 for mere præcist at vurdere resistensprofiler og insekticid iboende toksicitet21 . I bioassays med topisk anvendelse påføres insekticidet på hver organisme, hvilket resulterer i minimal variation i insekticideksponering. Dette papir præsenterer en let tilpasset og forbedret metode, der gør det muligt at anvende insekticideksponering på et stort antal insekter på kort tid, samtidig med at der kontrolleres for insektmasse22. Denne metode med højere gennemstrømning med gode niveauer af replikabilitet kan være et nyttigt ekstra værktøj til rutinemæssig overvågning af insekticidmodtagelighed.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>20A00L068</td>
			<td>Acetone aliquot storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL screw cap tubes</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>1182K23</td>
			<td>Insecticide dilution storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL conical tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>339651</td>
			<td>Insecticide dilution storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 mL glass scintillation vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0334125D</td>
			<td>Fruit fly weighing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 &#956;L syringe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14815288</td>
			<td>Topical applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AC423240040</td>
			<td>ACS 99.6%, 4 L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aedes aegypti (IICC strain)</td>
			<td>USDA CMAVE</td>
			<td>NA</td>
			<td>Insecticide resistant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aedes aegypti (Rockefeller strain)</td>
			<td>CDC</td>
			<td>NA</td>
			<td>Insecticide susceptible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analytical scale</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-557-409</td>
			<td>Precision up to 0.1 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirator</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>6.49986E+11</td>
			<td>Mosquito collection device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench paper</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89126-794</td>
			<td>Place under workspace</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B092S8JVQN</td>
			<td>Use for sorting insects</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool balls</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B0769MKZWT</td>
			<td>Use for sucrose solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispenser</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>1482225</td>
			<td>Repeater pipettor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila melanogaster (Canton-S strain)</td>
			<td>University of Wisconsin-Madison</td>
			<td>NA</td>
			<td>Insecticide susceptible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine-tipped paint brushes</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07KT2X1BK</td>
			<td>Use for sorting insects</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fruit fly stock bottles</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AS355</td>
			<td>Use for rearing and sorting fruit flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand-held CO2 dispenser</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1710679</td>
			<td>Use for knocking down insects</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Holding cups</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B08DXG7V1S</td>
			<td>Clear plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice pack</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B08QDWMMW5</td>
			<td>Use for knocking down fruit flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice trays</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>9301085269</td>
			<td>Use for knocking down insects</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insect forceps</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07B4767WR</td>
			<td>Insect forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insecticide</td>
			<td>Sigma-Aldrich Inc</td>
			<td>45423-250MG</td>
			<td>Deltamethrin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeling stickers</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07Q4X9GWX</td>
			<td>3/4&#34; Color dot stickers</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeling tape</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B00X6A1GYK</td>
			<td>White tape</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Netting</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07F2PHHWV</td>
			<td>Use for covering holding cups and insect handling tent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FB0875712H371</td>
			<td>100 mm x 15 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC Pipe</td>
			<td>Lowe&#8217;s</td>
			<td>23971</td>
			<td>Insect handling tent materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber bands</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B00006IBRU</td>
			<td>Use for securing mesh/net on cups</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B01J78INO0</td>
			<td>Granulated White Sugar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weighing paper</td>
			<td>VWR</td>
			<td>12578-165</td>
			<td>4&#34; x 4&#34;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

topical application bioassay to quantify insecticide toxicity for mosquitoes and fruit flies

Den fortsatte anvendelse af insekticider til folkesundhed og landbrug har ført til udbredt insekticidresistens og hæmning af kontrolmetoder. Insekticidresistensovervågning af mygpopulationer udføres typisk gennem Centers for Disease Control and Prevention (CDC) flaskebioassays eller Verdenssundhedsorganisationens (WHO) rørprøver. Disse metoder kan imidlertid resultere i en høj grad af variation i dødelighedsdata på grund af variabel insekticidkontakt med insektet, det relativt lille antal testede organismer, omfattende variation i masse mellem populationer og konstant skiftende miljøforhold, hvilket fører til variable resultater. Dette papir præsenterer den aktuelle applikation bioassay, tilpasset som et fænotypisk bioassay med høj gennemstrømning til både myg og bananfluer, for at teste et stort antal insekter langs en række insekticidkoncentrationer.
Dette assay 1) sikrer ensartet behandling og insekticidkontakt med hver organisme, 2) producerer meget specifikke dosis-responskurver, der tegner sig for forskelle i gennemsnitlig masse mellem stammer og køn (hvilket er særligt vigtigt for feltindsamlede organismer), og 3) giver mulighed for beregning af statistisk strenge mediane dødelige doser (LD50 ), som er nødvendige for sammenligninger af resistensforhold - en alternativ overvågningsmetode fra diagnostisk dosisdødelighed, som også anvendes til overvågning af larvicidresistens. Dette assay vil være et supplerende værktøj til nøjagtig fænotyping mygpopulationer og, som illustreret ved hjælp af frugtfluer, er let at tilpasse til brug med andre insekter. Vi hævder, at dette assay vil hjælpe med at udfylde kløften mellem genotypisk og fænotypisk insekticidresistens i flere insektarter.

Disse repræsentative resultater har to forskellige stammer af Ae. aegypti, Rockefeller (ROCK) og en isoleret feltstamme fra Florida med kendte knockdown-resistensmutationer F1534C og V1016I (IICC-genotype). Derudover er Drosophila melanogaster (Canton: S-stamme) vist.
Figur 2 og figur 3 illustrerer dosisresponset for hver organisme efter stamme og køn, der er testet efter ovenstående protokol. Da der ikke blev observeret forskelle mellem dosis-responskurverne for mandlige og kvindelige myg inden for hver stamme (t = 1,70, p = 0,098 for ROCK og t = 0,64, p = 0,527 for IICC), blev data fra begge køn inden for hver myggestamme samlet. Den masserelativiserede LD50 for ROCK og IICC er henholdsvis 0,008 ng/mg (95% CI: 0-0,104) og 0,336 ng/mg (95% CI: 0,235-0,438). De 95 % AF DISSE værdier overlapper ikke hinanden, hvilket indikerer signifikant forskellige dosisresponser for stammerne. RR for IICC-stammen (i forhold til ROCK-stammen) er 41,7, som ifølge WHO betragtes som meget resistent5. For Canton-S-bananfluerne er den masserelativiserede LD50 0,213 ng/mg (95% CI: 0-0,490).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63391/63391fig02.jpg"> Figur 2: Repræsentative data for myg ved hjælp af bioassay med topisk anvendelse. Repræsentative dosis-respons-data fra bioassay med topisk anvendelse efter ovennævnte protokol ved anvendelse af deltamethrin og myg: (A) hun Ae. aegypti ROCK (n = 880) og IICC (n = 550) stammer, (B) mandlige Ae. aegypti ROCK (n = 880) og IICC (n = 569) stammer. Deltamethrin-testkoncentrationerne varierede fra 0,00075 ng/μL til 9,68705 ng/μL, og den påførte dosis deltamethrin (ng) pr. gennemsnitlig myggemasse (mg) afspejles på x-aksen. Dødeligheden vises som en andel på y-aksen. Den sorte linje gennem hver datapunktklynge repræsenterer stammen og kønsspecifik lineær regression. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/63391fig02large.jpg" target="_blank">Klik her for at se en større version af denne figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63391/63391fig03.jpg"> Figur 3: Repræsentative data for bananfluer ved hjælp af bioassay med topisk anvendelse. Repræsentative dosis-respons-data fra bioassay med topisk anvendelse efter ovennævnte protokol ved anvendelse af deltamethrin og bananfluer: D. melanogaster Canton-S-stamme (n = 1014). Deltamethrin-testkoncentrationerne varierede fra 0,00499 til 5,02876 ng/μL, og den påførte dosis deltamethrin (ng) pr. gennemsnitlig bananfluemasse (mg) afspejles på x-aksen. Dødeligheden vises som en andel på y-aksen. Den sorte linje repræsenterer den lineære regression. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/63391fig03large.jpg" target="_blank">Klik her for at se en større version af denne figur.</a>
Supplerende figur S1: Stationært insekthåndteringstelt. Benchtop insekthåndteringstelt bruges til lettere fangst af undslippe myg eller fluer under det aktuelle applikationsassay. Strukturen er lukket i A og åben i B. Denne struktur blev bygget med PVC-rør og finmasket stof. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_Figure1.Final.V1.pdf" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>
Supplerende figur S2: Sprøjte- og repeaterapplikatorenhed. Sprøjte- og repeaterapplikatorenhed, der anvendes til dosering af insekter. Hoveddelene omfatter 1) nål, 2) sprøjtetønde, 3) stempel, 4) repeater og 5) repeaterknap. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_Figure2.Final.V1.pdf" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>
Supplerende fil 1: Randomiseringsscript: Randomiseringsscript til at oprette ikke-partiske etiketter til alle kopper i hvert eksperiment. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_File1_Randomization.Script.Final.V1.docx" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>
Supplerende fil 2: Dødelighedsscoreark: Dødelighedsscoreark for at hjælpe med dødelighedsvurdering. Arket indeholder også steder til registrering af alle andre vigtige oplysninger, der skal registreres, som der henvises til i protokollen, såsom insekticidapplikationens start- og sluttidspunktet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_File2_Mortality.Score.Sheet.Final.V1%20(1).docx" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>
Supplerende fil 3: Eksempel på dødelighedsdata: Eksempel datafil bruges til at oprette figur 2. Beskrivelserne af kolonneoverskriften er som følger: "id" = identifikationskoden for hvert datapunkt; "arter" = artsnavn (f.eks. Aedes aegypti) "insekticid" = navnet på insekticid, der anvendes topisk (f.eks. Deltamethrin); "stamme" = navnet på myggestamme (f.eks. ROCK); "dato" = startdato aktuel anvendelse; "sex" = køn af myg; "alder" = myggenes alder (ung = 3-5 dage gammel; gammel = 4 uger gammel); "total.mosq" = det samlede antal myg vejet i batch; "vægt" = vægt (mg) af alle myg inden for batch; "koncentration" = koncentration af insekticid (μg/ml) "sprøjte" = dråbevolumen (ml) af sprøjte; "dosis" = mængde insekticid aktiv ingrediens påført hver myg (ng); "total" = antal myg i hver kop; "død" = antal døde myg i hver kop. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_File3_Example.Data.Final.V1%20(1).txt" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>
Supplerende fil 4: R-analysekode: Eksempel på R-kode, der kan bruges til at fuldføre Probit-analysen (som beskrevet i trin 8 i protokollen). De repræsentative resultater (tilgængelige via den supplerende eksempeldatafil) kan bruges med denne R-kode. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63391/Supplemental_File4.Final.V3%20(1).R" target="_blank">Klik her for at downloade denne fil.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies at JoVE.com

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

Vi beskriver metoden og vigtigheden af det aktuelle applikationsbioassay til måling af insekticidmodtagelighed hos myg og bananfluer. Det præsenterede assay er højt gennemstrømning, anvender insektmasse - hvilket gør det muligt at beregne en masserelativiseret dødelig dosis i stedet for koncentration - og har sandsynligvis lavere variabilitet end andre lignende metoder.

Aktuel anvendelse Bioassay til kvantificering af insekticidtoksicitet for myg og bananfluer

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Ved direkte at anvende insekticid på insektet i stedet for gennem overfladekontakt er der minimal variation i insekticideksponering, og dette giver os mulighed for at måle modtagelighedsprofilen for myggepopulationer mere præcist. Den største fordel ved denne teknik er, at den giver os mulighed for at beregne masserelativiserede dødelige doser af et insekticid snarere end dødelige koncentrationer, hvilket i høj grad forbedrer sammenligninger af resistensforhold. Vær forsigtig med at opbevare insekticiderne korrekt, undgå at forurene dine værktøjer, og sørg for, at sprøjtedelene er i god form.Dette vil hjælpe dig med at opnå konsistente resultater. Til at begynde med skal du fjerne de nødvendige insekticidopløsninger fra fryseren. Hvirvel straks opløsningen eller omvendt fem gange, og læg den i en lysbestandig beholder ved stuetemperatur for at lade insekticiderne varme op til stuetemperatur inden brug.Sæt fem mikrocentrifugerør ud med 0,5 ml acetone hver. Fyld sprøjtetønden helt med acetone fra det første rør. Udvis derefter acetonen i en affaldsbeholder ved hurtigt at skubbe ned på stemplet, og gentag fire gange mere for at fuldføre i alt fem acetonevasker fra den samme acetone-alikvote.Fyld derefter sprøjtetønden helt med luft, og udvis luften og potentielle acetonrester i affaldsbeholderen. Gentag yderligere to gange for at gennemføre tre vaske med luft. Opret en luftlomme i tønden mellem sprøjtestemplet og toppen af nålen ved at trække stemplet op cirka fem millimeter ind i tønden.Mærk plastikbæerne med det tilfældige ID til vurdering af blind dødelighed. Brug en aspirator drevet af sugning fra indånding, aspirere det ønskede antal tre til fem dage gamle voksne myg. Placer spidsen af aspiratoren i røret med bomuld viklet rundt om spidsen.Ånd forsigtigt ud, og tryk på aspiratoren for at overføre myggene til et konisk rør. Brug bomulden til at tilslutte røret, når aspiratorspidsen fjernes, og hætte derefter med låget. Slå kortvarigt myggene ned i rørene ved at placere dem i mindst 10 minutter ved fire grader Celsius eller begrave dem under isen i en isbakke.Overfør de væltede myg til insekthåndteringsteltet. Tip forsigtigt myggene ud på en plastikbakke placeret på isen, og hæld omkring 50 myg ad gangen for at sikre, at hver rører ved den kølige bakke under den og forbliver slået ned. Sorter myggene efter køn ved forsigtigt at samle dem op ved benene eller vingerne med tang, efterfulgt af at placere hvert køn i en separat holdekop, og stop, når det ønskede antal er nået.Under sorteringen skal du fjerne eventuelle myg, der er skadet eller er ekstra store eller små. For at registrere vægten af myggekoppen skal du placere en tom kop med en petriskål som låg på skalaen og tare skalaen. Hæld myggene i beholderen, og læg låget ovenpå.Placer beholderen på skalaen, og registrer den endelige vægt sammen med antallet af myg. Anbring straks koppen med prøver tilbage på isen for at holde dem immobiliserede, indtil alle kopper af prøven er vejet. Opdel de tilberedte myg i fem til 10 separate kopper placeret på is, mærket med tilfældige id'er.Brug pincet og en håndholdt tæller for at opnå 20 til 25 myg pr. Kop. For at sortere frugtfluerne skal du anæstesiere fluerne ved hjælp af kuldioxid i syv sekunder. Hæld fluerne på en ispose pakket ind i bænkpapir.Brug en fintippet pensel til at adskille og tælle mænd og kvinder. Brug penslen til forsigtigt at samle de valgte fluer op, og læg dem i en ren, tom lagerflaske. Når du har valgt lige mange mandlige og kvindelige bananfluer, skal du mærke lagerflaskerne med stammenavnet og bananfluen i alt.Anæstesi flasken med frugtfluer ved hjælp af kuldioxid i syv sekunder. Hæld bananfluerne på vejepapir, og brug papiret som en tragt til at introducere fluerne i et tjæret hætteglas mærket med et tilfældigt ID.Når du har lagt petriskålslåget oven på hætteglasset med bananfluer, skal du placere det på skalaen. Registrer den kombinerede vægt og antallet af prøver på scorearket.Placer straks hætteglasset med bananfluer i en bakke med is med låget stadig ovenpå for at forhindre fluerne i at undslippe. Læg sprøjten med den korrekte insekticidkoncentration, begyndende med den mindst koncentrerede dosis og arbejd hen imod den mest koncentrerede dosis med hver gruppe organismer. Tip prøverne på vejepapir placeret oven på en bakke på isen.Adskil prøverne, der er tæt på hinanden, ved hjælp af en ren insekticidfri pensel eller vatpind for at give nem adgang til hver prøve til dosering. Brug sprøjten til at anvende en dråbe insekticidopløsning på det ventrale thorax- og maveområde for myg og dorsum for frugtfluer. Hæld straks prøverne tilbage i den mærkede plastikkop.Dæk koppen med net og et gummibånd. Bemærk et opdateret prøveantal på koppen, hvis nogen prøver blev dræbt, beskadiget eller undsluppet i denne proces. Læg den færdige kop i en holdebakke.For den første kop skal du registrere det tidspunkt, hvor doseringen er afsluttet. Gentag doseringen for hver kop, indtil alle prøver er blevet doseret med de korrekte insekticidkoncentrationer, og registrer sluttidspunktet, når alle prøver er blevet doseret. Giv 10% saccharoseopløsning til hver kop via en våd vatpind, og opbevar myg og bananfluer ved den ønskede temperatur og fugtighed.Registrer prøvedødelighed 24 timer efter starten af insekticideksponering. Klassificer myg som levende, hvis de kan flyve og holde sig oprejst og døde, hvis de er immobile eller ataxiske, som beskrevet af WHO. Følg den samme dødelighedsvurdering for bananfluer.Efter at have udført bioassay blev der opnået dosisresponsdata med to stammer, der er Rockefeller og IICC genotype for den mandlige og kvindelige Aedes aegypti. Den masserelativiserede mediane dødelige dosis for Rockefeller og IICC var henholdsvis 0,008 og 0,336 nanogram pr. Milligram. Resultaterne afslørede ingen forskelle mellem dosisresponskurverne for kvindelige og mandlige myg inden for hver stamme.Derfor blev data fra begge køn kombineret for at beregne de mediane dødelige dosisværdier. Da 95 % konfidensintervallerne for den mediane dødelige dosis af disse to stammer ikke overlappede hinanden, blev disse værdier betragtet som signifikant forskellige. Derudover var IICC-stammen ved beregning af de resistente forhold over 40 gange mere modstandsdygtig end den modtagelige Rockefeller-stamme.Dosisresponsdata for bananflue, Drosophila melanogaster, Canton-S-stamme, blev også opnået, og den masserelativiserede mediane dødelige dosis viste sig at være 0,213 nanogram pr. Milligram. Konsistens er kritisk, især ved opbevaring og anvendelse af insekticidet og vurdering af dødelighed. Pas også på, når du håndterer prøven for at undgå skade eller død, der ikke induceres af insekticidet.Med denne metode kan vi nu nøjagtigt bestemme den tekniske modstand hos en mygpopulation, og hvordan miljøforhold påvirker modstanden, eller hvordan teknisk modstand forudsiger praktisk modstand.

Research

JoVE Journal

Biology

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

Isolering og Biofysisk Undersøgelse af Frugt neglebånd

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

En Multi-påvisningsassay for Malaria Fremsendende Myg

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Techniques to Induce and Quantify Cellular Senescence

Teknikker til at fremkalde og kvantificere cellesenescens

In response to cellular stress or damage, proliferating cells can induce a specific program that initiates a state of long-term cell-cycle arrest, termed ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Laboratoriet opdræt af stabil fluer og andre Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

Protokoller for afprøvning toksicitet af roman insektbekæmpelsesmidler kemi til myg

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...

Nasal Potential Difference to Quantify Trans-epithelial Ion Transport in Mice

Nasal potentielle forskel at kvantificere Trans-epitelial Ion Transport i mus

The nasal potential difference test has been used for almost three decades to assist in the diagnosis of cystic fibrosis (CF). It has proven to be helpful ...

Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes

Tvunget spytsekretion som en metode til at analysere vektor kompetence af myg

Vector competence is defined as the potential of a mosquito species to transmit a mosquito-borne virus (mobovirus) to a vertebrate host. Viable virus ...