Name: in vivo imaging of biological tissues with combined two-photon fluorescence and stimulated raman scattering microscopy
Uploaded: 2021-12-20T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy at JoVE.com

Dette arbejde blev støttet af Hong Kong Research Grants Council gennem tilskud 16103215, 16148816, 16102518, 16102920, T13-607/12R, T13-706/11-1, T13-605/18W, C6002-17GF, C6001-19E, N_HKUST603/19, Innovation and Technology Commission (ITCPD/17-9), Area of Excellence Scheme fra University Grants Committee (AoE/M-604/16, AOE/M-09/12) og Hong Kong University of Science & Technology (HKUST) gennem tilskud RPC10EG33.

Alle dyreforsøg, der udføres i dette arbejde, udføres i overensstemmelse med retningslinjerne fra Laboratory Animal Facility ved Hong Kong University of Science and Technology (HKUST) og er godkendt af HKUST's dyreetiske komité. Sikkerhedstræning i laserhåndtering er nødvendig for at opsætte og betjene TPEF-SRS-mikroskopet. Brug altid lasersikkerhedsbriller med passende bølgelængdeområde, når du beskæftiger dig med laser.
1. Opsætning af TPEF-SRS-mikroskopet (for opsætning...

I denne protokol beskrives den grundlæggende opsætning af TPEF-SRS-mikroskopet detaljeret. Til SRS-billeddannelse overlappes pumpen og Stokes-strålerne tidsmæssigt og rumligt inde i OPO'en. Denne overlapning kan dog forstyrres efter at have passeret mikroskopsystemet. Derfor er både rumlig og tidsmæssig optimering af colokaliseringen af pumpen og Stokes-bjælkerne nødvendig og kritisk for at opnå optimal SRS-billeddannelse. Den tidsmæssige forsinkelse mellem pumpen og Stokes-strålen er relateret til den optisk...

Ramanmikroskopi1,2 fremstår som en kraftfuld etiketfri metode til at afbilde biologisk væv baseret på de karakteristiske frekvenser af forskellige kemiske bindinger i biomolekyler. På grund af sin ikke-invasive og veladaptive billeddannelsesevne er Raman-mikroskopi i vid udstrækning blevet anvendt til billeddannelse af lipidberigede komponenter i biologiske væv som myelinskede3,4,5, adipocytter6,7 og lipiddråber8,9,10 . Stimuleret Raman scattering (SRS) signal erhvervet som stimuleret Raman gain (SRG) eller stimuleret Raman tab (SRL) er baggrundsfrit, hvilket viser perfekt spektral lighed med spontan Raman spredning11,12. Derudover er SRL og SRG lineært afhængige af analytkoncentrationen, hvilket muliggør kvantitativ analyse af biokemiske komponenter9,11,13. To-foton ophidset fluorescensmikroskopi (TPEF) er blevet anvendt i vid udstrækning til in vivo biologisk billeddannelse på grund af dets iboende optiske sektioneringsevne, dybe penetrationsdybde og lave fototoksicitet14,15,16. Udførelsen af TPEF-billeddannelse afhænger imidlertid af egenskaberne ved fluorescerende tags, og antallet af opløselige farver er begrænset på grund af bredbåndsfluorescensspektrene8,17,18,19. Etiketfri SRS-billeddannelse og fluorescensbaseret TPEF-billeddannelse er to komplementære billeddannelsesmetoder, og deres kombination kan give rigelig biofysisk og biokemisk information om væv. Disse to billeddannelsesmetoder er begge baseret på de ikke-lineære optiske (NLO) processer, som muliggør enkel integration i et mikroskopsystem. Kombinationen af SRS- og TPEF-billeddannelsen, den såkaldte dual-modal imaging, muliggør højdimensionel billeddannelse og profilering af celler og væv, hvilket letter en omfattende forståelse af komplekse biologiske systemer. Specifikt kan picosekund (ps) SRS-mikroskopi opnå kemisk bindingsbilleddannelse med høj spektral opløsning sammenlignet med femtosekund (fs) SRS-teknik11, hvilket gør det muligt at differentiere flere biokemiske komponenter i biologisk væv, især i det overfyldte fingeraftryksområde20,21. Sammenlignet med et andet almindeligt anvendt dobbeltmodalt NLO-mikroskopsystem med integration af sammenhængende anti-Stokes scattering (CARS) mikroskop viser SRS desuden overlegen ydeevne i forhold til CARS med hensyn til spektral- og billedfortolkning samt detektionsfølsomhed11. SRS-TPEF-mikroskopet er blevet brugt som et kraftfuldt værktøj til at studere forskellige biologiske systemer, såsom Caenorhabditis elegans9,22, Xenopus laevis tadpole brain5, musehjerne23,24, rygmarv25,26, perifer nerve27 og fedtvæv7 osv.
Rygmarven udgør sammen med hjernen centralnervesystemet (CNS). Visualisering af cellulære aktiviteter i CNS in vivo under fysiologiske og patologiske tilstande er afgørende for at forstå mekanismerne for CNS-lidelser28,29,30 og for at udvikle tilsvarende terapier31,32,33. Myelinskede, der ombryder og isolerer axoner til højhastighedsvirkende potentiel ledning, spiller en væsentlig rolle i udviklingen af CNS. Demyelination betragtes som et kendetegn ved hvide substansforstyrrelser, såsom multipel sklerose34. Efter rygmarvsskade35 kan myelinaffald desuden modulere makrofagaktivering, hvilket bidrager til kronisk inflammation og sekundær skade36. Derfor er in vivo-billeddannelse af myelinskede sammen med neuroner og gliaceller i levende musemodeller til stor hjælp til at forstå de dynamiske processer i CNS-lidelser.
I denne protokol beskrives de grundlæggende opsætningsprocedurer for et hjemmebygget TPEF-SRS-mikroskop, og de dobbeltmodale in vivo-billeddannelsesmetoder til musens rygmarv introduceres.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#2 Forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>11223-20</td>
			<td>For laminectomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10X objective</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>CFI Plan Apo Lambda 10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25X objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>XLPLN25XSVMP2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Burn cream</td>
			<td>Betadine</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Camera</td>
			<td>Sony</td>
			<td>&#945;6300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Current amplifier</td>
			<td>Stanford research</td>
			<td>SR570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Current photomultiplier modules</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>H11461-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D2 665 nm long-pass dichroic mirror</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF665-Di02-25x36</td>
			<td>For directing epi-fluorescence signal to the detection module</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D3 700 nm short-pass dichroic mirror</td>
			<td>Edmund</td>
			<td>69-206</td>
			<td>For separating SRS from TPEF detection path</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Depilating cream</td>
			<td>Veet</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FS1 975 nm short-pass filter</td>
			<td>Edmund</td>
			<td>86-108</td>
			<td>For blocking stokes beam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FS1 Bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-850/310</td>
			<td>For blocking stokes beam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fs2 Bandpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-525/50</td>
			<td>For selecting YFP signal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fs2 Shortpass filter</td>
			<td>Semrock</td>
			<td>FF01-715/SP-25</td>
			<td>For blocking fs excitation laser beam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Half-wave plate</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SAHWP05M-1700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-speed photodetector</td>
			<td>MenloSystems</td>
			<td>FPD 310-F</td>
			<td>For checking Stokes beam modulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine</td>
			<td>Betadine</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IR Scope</td>
			<td>FJW</td>
			<td>FIND-R-SCOPE Infrared Viewer 2X Kit Model 84499C2X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CPA1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L1</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AC254-060-B-ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L10</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LA4052-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L2</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LA1422-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L3</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AC254-050-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L4</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AC254-060-B-ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L7</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>f=100 mm, AB coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L8</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LA4874-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L9</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>AC254-035-B-ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lock-in amplifier</td>
			<td>APE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mirror</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>PF10-03-P01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized flipper</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>MFF101/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>multifunctional acquisition card</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>PCIe-6363</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscilloscope</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>TDS2012C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photodiode</td>
			<td>APE</td>
			<td></td>
			<td>For detecting SRS signal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Picosecond laser source</td>
			<td>APE</td>
			<td>picoEmerald</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polarizing beam splitter</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>CCM1-PBS252/M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power meter</td>
			<td>Newport</td>
			<td>843-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline</td>
			<td>Braun</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scan lens L5</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SL50-CLS2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning mirror</td>
			<td>Cambridge Technology</td>
			<td>6215H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone gel</td>
			<td>World Precision Inc.</td>
			<td>KWIK-SIL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ti:sapphire fs laser</td>
			<td>Coherent</td>
			<td>Chameleon Ultra II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tube lens L6</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>TTL200-S8</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo imaging of biological tissues with combined two-photon fluorescence and stimulated raman scattering microscopy

Stimuleret Raman scattering (SRS) mikroskopi muliggør etiketfri billeddannelse af det biologiske væv i dets naturlige mikromiljø baseret på iboende molekylær vibration, hvilket giver et perfekt værktøj til in vivo-undersøgelse af biologiske processer ved subcellulær opløsning. Ved at integrere to-foton ophidset fluorescens (TPEF) billeddannelse i SRS-mikroskopet kan den dobbeltmodale in vivo-billeddannelse af væv erhverve kritisk biokemisk og biofysisk information fra flere perspektiver, som hjælper med at forstå de dynamiske processer, der er involveret i cellulær metabolisme, immunrespons og vævsombygning osv. I denne videoprotokol introduceres opsætningen af et TPEF-SRS-mikroskopsystem samt in vivo-billeddannelsesmetoden for dyrets rygmarv. Rygmarven, som en del af centralnervesystemet, spiller en kritisk rolle i kommunikationen mellem hjernen og det perifere nervesystem. Myelinskede, der er rigelig i phospholipider, omgiver og isolerer axonen for at tillade saltholdig ledning af aktionspotentialer. In vivo-billeddannelse af myelinskeder i rygmarven er vigtig for at studere progressionen af neurodegenerative sygdomme og rygmarvsskade. Protokollen beskriver også dyrepræparationer og in vivo TPEF-SRS-billeddannelsesmetoder til at erhverve biologiske billeder i høj opløsning.

In vivo dual-modal billeddannelse af spinal axoner såvel som myelinskeder udføres ved hjælp af Thy1-YFPH transgene mus, som udtrykker EYFP i dorsale rodganglion afferente neuroner (figur 3). Disse mærkede afferente neuroner videresender den sensoriske information fra den perifere nerve til rygmarven, med den centrale gren placeret i rygmarven dorsal søjle. Med TPEF-SRS-mikroskopet kan tæt distribueret myelinskede tydeligt visualiseres ved hjælp af etiketfri SRS-billeddannelse...

Watch this Scientific Journal Video about In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy at JoVE.com

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Stimuleret Raman scattering (SRS) mikroskopi tillader etiketfri billeddannelse af biomolekyler baseret på deres iboende vibration af specifikke kemiske bindinger. I denne protokol beskrives den instrumentelle opsætning af et integreret SRS og to-fotonfluorescensmikroskop for at visualisere cellulære strukturer i rygmarven hos levende mus.

In vivo Billeddannelse af biologisk væv med kombineret to-fotonfluorescens og stimuleret Raman-spredningsmikroskopi

Stimulated Raman scattering (SRS) microscopy enables label-free imaging of the biological tissues in its natural microenvironment based on intrinsic ...

In Vivo billeddannelse af biologisk væv med subcellulær opløsning og kemisk specificitet er et kraftfuldt værktøj til at forstå de dynamiske processer, der er involveret i cellulær metabolisme, immunrespons og vævsombygning. Med kombineret to-fotonfluorescens og stimuleret Raman-spredningsmikroskopi kan kritisk biokemisk og biofysisk information om biologisk væv erhverves fra flere perspektiver med subcellulær opløsning. Specifikt kan denne dobbeltmodale mikroskopi bruges til at afbilde cellulær dynamik og interaktioner i musens rygmarv for at studere progressionen af neurodegenerative sygdomme og rygmarvsskade.Til at begynde med skal du tænde for titanium safirlaseren ved at skifte nøglekontakten fra standby til tændt position og vente i 30 minutter på, at laseren varmer op. Tænd derefter OPO'en ved at klikke på startknappen på OPO-kontrolpanelet, og vent i 20 minutter på, at laseren varmer op. Når picosekundlaseren er varmet op, skal du kontrollere modulationsdybden af Stokes-strålen ved at sænke Stokes-strålens effekt til ca. 20 milliwatt, åbne laserlukkeren for Stokes-strålen og placere en højhastighedsfotodetektor ved OPO-udgangen for at detektere strålen.Tilslut derefter fotodetektorens udgangsport til indgangsporten på et oscilloskop ved hjælp af et koaksialkabel med et BNC-stik for at overvåge laserpulsen. Åbn derefter EOM-kontrolvinduet i OPO-styringssoftwaren, og juster EOM-effekten og -fasen i henhold til pulsintensitetsdiagrammet vist på oscilloskopet for at opnå maksimal moduleringsdybde ved 20 megahertz. I OPO-styringssoftwaren skal du åbne pumpens laserlukker, mens du stopper Stokes-udgangen.Klik derefter på det indstillede signalfelt for at indstille pumpestrålens bølgelængde til 796 nanometer, klik derefter på den indstillede OPO-strømboks og indtast 20 for at indstille dens effekt til minimum for optisk justering. Placer derefter justeringspladen P1 bag den polariserende strålesplitter på ca. 10 centimeter og læg pladen P2 bag P1 på cirka 30 centimeter på den optiske vej. Når du har åbnet mikroskoplukkeren for picosekundlaserstrålen, skal du justere spejlet M1 for at lokalisere picosekundlaserstrålecentret ved det gennemgående hul i P1. Brug et infrarødt område til at observere strålepunktets position ved P1, når du justerer spejlet M1. På samme måde skal du justere spejlet M2 for at lokalisere picosekundlaserstrålecentret ved det gennemgående hul i P2. Brug det infrarøde område til at observere strålepunktets position ved P2, når du justerer spejlet M2. Efter justering af spejlene, indtil picosekundstrålecentret lokaliserer sig ved det gennemgående hul i begge justeringsplader, skal du lukke lukkeren på picosekundstrålen i mikroskopstyringssoftwaren.Åbn derefter mikroskoplukkeren til femtosekundlaserstrålen. Juster spejlet M3 for at lokalisere femtosekundlaserstrålens spotcenter ved det gennemgående hul i P1, og juster derefter spejl M4 for at lokalisere femtosekundlaserstrålens spotcenter ved det gennemgående hul i P2. Efter justering af spejlene, indtil femtosekundlaserstrålecentret lokaliserer ved de gennemgående huller i de to justeringsplader, skal du lukke mikroskoplukkeren for femtosekundstrålen. Placer derefter et kamera på målets position for at visualisere placeringen af de to strålepunkter og markere pumpestrålens position på kameraskærmen som reference.Anbring derefter en justeringsplade P0 foran linsen L3, og juster det optiske spejl ved hjælp af en hex-nøgle, så Stokes-strålecentret passerer det gennemgående hul i justeringspladen ved laserudgangsporten. Brug det infrarøde område til at bekræfte strålepunktets position ved P0 under justering. Fjern derefter justeringspladen P0 og brug hex-tasten til at justere det optiske spejl to, så midten af Stokes-strålen co-lokaliseres med referencemærket for pumpestrålen på kameraet.Fortsæt med at justere spejlene, indtil Stokes-strålen strengt overlapper med pumpestrålen på både P0 og kameraplanerne. Åbn låseforstærkerens styringssoftware, og indstil pumpelaserens bølgelængde til 796 nanometer og pumpens og Stokes-strålens effekt til henholdsvis 50 og 70 milliwatt svarende til henholdsvis 15 og 25 milliwatt på prøven. Brug derefter olivenolie til optimering af forstærkerfasen.Olivenolien forsegles i et dias med silkepapir fastgjort til bunden for at forbedre signalets rygspredning eller EPI-SRS-detektion. Anbring olivenolieprøven på scenen, og juster fokus for 25X-målet på prøven. Brug mikroskopstyringssoftwaren til at indstille billeddannelsesparametrene som nævnt i tekstmanuskriptet.Brug derefter låseforstærkerens styringssoftware til at indstille tidskonstantværdien til 10 mikrosekunder. Scan derefter laserstrålen over prøven, og ind stil fasen med en trinstørrelse på 22,5 grader, indtil SRS-signalintensiteten når maksimum. Scan derefter prøven med laserlukkeren lukket, og ind stil forskydningsværdien med en trinstørrelse på en millivolt, indtil det gennemsnitlige SRS-signal er tæt på nul.Åbn derefter forsinkelseshåndteringsdialogen i OPO-kontrolsoftwaren og scan olivenolien, indstil forsinkelsestrinnet, indtil olivenolie SRS-signalet når sit maksimum. Stop derefter scanningen, og klik på knappen Tilføj data i dialogboksen Forsinkelseshåndtering for at registrere de aktuelle forsinkelsesdata. Efter på samme måde at have erhvervet forsinkelsesdata ved forskellige Raman-skift ved at afbilde forskellige kemiske prøver, skal du vælge datatilpasningen i rækkefølge fem i forsinkelsesstyringsdialogen, så de passer til de aktuelle datapunkter med den femte ordens polynomiske funktion.Anvend derefter de monterede data ved at klikke på knappen Brug som brugerdefineret og markere afkrydsningsfeltet. Forsinkelsestrinnet justeres automatisk ved forskellige bølgelængder i henhold til den monterede forsinkelseskurve. Til in vivo-billeddannelse skal musen fastgøres på stabiliseringstrinnet med rygmarven udsat og nedsænket i saltvand.Monter nu stabiliseringstrinnet på et femakset trin under TPEF-SRS-mikroskopet. Fastgør derefter musehovedet med to hovedstænger, og sænk holdepladen for at give plads nok til brystbevægelse under vejrtrækning, hvilket lindrer bevægelsesartefakter. Juster derefter Z-translationelt stadium for at indstille fokus, indtil Brightfield-billedet af rygmarvsvaskulaturen kan observeres under et 10X-mål.Find rygmarven dorsal vene i midten af synsfeltet ved at indstille det toaksede translationelle stadium af det femaksede stadium. Indstil derefter rulle- og stigningsvinklerne på det femaksede trin for at justere rygmarvens dorsale overflade vinkelret på målaksen baseret på Brightfield-billedet. Udskift derefter 10X med et 25X vandnedsænkningsmål til TPEF-SRS-billeddannelse.Til SRS-billeddannelse skal du vælge den polariserende strålesplitter over målet ved at trykke på kontaktknappen, der er tilsluttet den motoriserede flipper. Til TPEF-billeddannelse skal du vælge det dikroiske spejl D2 over målet ved at trykke på kontaktknappen, der er tilsluttet den motoriserede flipper. Til sidst skal du indstille billeddannelsesparametrene som beskrevet i tekstmanuskriptet og begynde at scanne prøven.In vivo dual-modal billeddannelse af sparsomt mærkede YFP-axoner og myelinskeder i musens rygmarv afslørede, at axonerne er tæt indpakket af et tykt lag myelinskeder. Som det kan ses i TPEF-SRS rygmarvsbilledet, har Ranviers knuder nedsat aksonal diameter, og axilemmaet er direkte udsat for den ekstracellulære matrix. Kombineret med nye sonder til fluorescens og SRS-billeddannelse kan to-foton-ophidset fluorescens SRS-mikroskopi opnå samtidig strukturel og funktionel billeddannelse af forskellige biomolekyler, hvilket letter vores forståelse af komplekse biologiske processer.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

In vivo Imaging of Biological Tissues with Combined Two-Photon Fluorescence and Stimulated Raman Scattering Microscopy

Rejection of Fluorescence Background in Resonance and Spontaneous Raman Microspectroscopy

Raman spectroscopy is often plagued by a strong fluorescent background, particularly for biological samples. If a sample is excited with a train of ...

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Small and Wide Angle X-Ray Scattering Studies of Biological Macromolecules in Solution

Små og Wide Angle X-ray scattering Undersøgelser af biologiske makromolekyler i opløsning

In this paper, Small and Wide Angle X-ray Scattering (SWAXS) analysis of macromolecules is demonstrated through experimentation. SWAXS is a technique ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Oprettelse Lim og Opløseligt Gradienter for Imaging Cell Migration med Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Imaging of Biological Tissues by Desorption Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Imaging af biologisk væv ved Desorption elektrosprayionisering massespektrometri

Mass spectrometry imaging (MSI) provides untargeted molecular information with the highest specificity and spatial resolution for investigating biological ...

Long-term Intravital Immunofluorescence Imaging of Tissue Matrix Components with Epifluorescence and Two-photon Microscopy

Langsigtet Intravital Immunofluorescens Imaging af Tissue Matrix Komponenter med epifluorescens og to-foton mikroskopi

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue ...

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Høj opløsning Spatiotemporal Analyse af receptor Dynamics ved Single-molekyle fluorescensmikroskopi

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

3D Orbital Tracking i en modificeret to-foton mikroskop: en ansøgning til sporing af intracellulære vesikler

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Fluorescence-quenching of a Liposomal-encapsulated Near-infrared Fluorophore as a Tool for In Vivo Optical Imaging

Fluorescens-quenching af et liposomalt indkapslet Near-infrarøde fluorofor som et værktøj til<em&gt; In Vivo</em&gt; Optisk Imaging

Optical imaging offers a wide range of diagnostic modalities and has attracted a lot of interest as a tool for biomedical imaging. Despite the enormous ...

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Gennemføre flere Imaging tilstande med et fluorescens mikroskop

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...