Name: a modified surgical technique for kidney transplantation in mice
Uploaded: 2022-07-22T13:15:00
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Nous remercions l’équipe du Dr Tiantian Bai pour son aide en voix off, Mlle Mian Pao pour son aide dans l’illustration médicale. Ce travail a été soutenu en partie par la Fondation allemande pour la recherche (DFG) pour promouvoir les collaborations internationales (HO2581/4-1 à AH) et la Fondation nationale de la science de Chine (NSFC; #81760291 à FJ).

Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément aux lignes directrices de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (Carte d’éthique animale: Ministère de la sécurité des aliments et des médicaments de Basse-Saxe, n ° 33.9-42502-04-11/0492). Effectuez des procédures à l’aide d’instruments chirurgicaux stériles et de consommables (autoclavés) et essayez de garder la zone opératoire aussi stérile que possible.</...

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	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Jiang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+assessment+of+renal+fibrosis+with+magnetization+transfer+MR+imaging:+Validation+and+evaluation+in+murine+renal+artery+stenosis.">Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis.</a> Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).</li><li>Tse, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+kidney+transplantation:+Models+of+allograft+rejection.">Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e52163 (2014).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Costimulatory+blockade-mediated+lung+allograft+acceptance+is+abrogated+by+overexpression+of+Bcl-2+in+the+recipient.">et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient.</a> Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).</li><li>Chuck, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Ultra-short+echo-time+magnetic+resonance+imaging+distinguishes+ischemia/reperfusion+injury+from+acute+rejection+in+a+mouse+lung+transplantation+model.">et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model.</a> Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).</li><li>Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+renal+transplantation+procedure.">Murine renal transplantation procedure.</a> Journal of Visualized Experiments. (29), e1150 (2009).</li><li>Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+kidney+transplant+technique.">Murine kidney transplant technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (104), e52848 (2015).</li><li>Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+arterial+anastomosis+for+improving+murine+kidney+transplant+outcomes.">Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes.</a> Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).</li><li>Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+knotless+technique+for+kidney+transplantation+in+the+mouse.">A knotless technique for kidney transplantation in the mouse.</a> Journal of Transplantation. , 127215 (2012).</li><li>Kreimann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia+reperfusion+injury+triggers+CXCL13+release+and+B-cell+recruitment+after+allogenic+kidney+transplantation.">Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation.</a> Frontiers in Immunology. 11, 1204 (2020).</li><li>Schmidbauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion-Weighted+imaging+and+mapping+of+T1+and+T2+relaxation+time+for+evaluation+of+chronic+renal+allograft+rejection+in+a+translational+mouse+model.">Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model.</a> Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318 (2021).</li><li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model.">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li><li>Haas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+allograft+nephropathy+or+interstitial+fibrosis+and+tubular+atrophy:+what+is+in+a+name.">Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name.</a> Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).</li><li>Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).</li><li>Yin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+circuit+reconstruction+in+an+abdominal+mouse+heart+transplantation+model.">Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model.</a> Journal of Visualized Experiments. (172), e62007 (2021).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+techniques+for+kidney+transplantation+in+mice.">Improved techniques for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).</li><li>Mannon, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection+of+mouse+kidney+allografts.">Chronic rejection of mouse kidney allografts.</a> Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).</li><li>Coffman, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+renal+function+in+mouse+kidney+allografts+lacking+MHC+class+I+antigens.">Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens.</a> Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li></ol>

Alors que le modèle de transplantation cutanée chez la souris est simple et facile à réaliser pour étudier les événements de rejet alloimmun, les techniques chirurgicales pour étudier plus spécifiquement les altérations inflammatoires liées à l’alloimmune après le cœur16 et la transplantation rénale10 se sont avérées complexes et très exigeantes. Du point de vue du néphrologue de transplantation, l’établissement d’un modèle de transplantation rén...

Depuis que Sakowitz et al. ont développé des modèles murins de transplantation rénale en 1973 pour la première fois1, il s’est avéré être un outil expérimental important pour étudier les mécanismes de lésion ischémique de transplantation et de rejet allo-immun ainsi que pour développer de nouveaux traitements visant à prolonger la survie de l’allogreffe et éventuellement à atteindre une tolérance immunologique. Cependant, la technique chirurgicale s’est avérée complexe et très exigeante, présentant parfois des complications telles que des sténoses anastomotiques vasculaires entraînant une insuffisance rénale non immunologiqueprérénale 2, une insuffisance postrénale causée par une ischémie et une nécrose subséquente de l’uretère transplanté, des sténoses de l’anastomose de l’uretère transplanté et / ou de la vessie urinaire du receveur entraînant une perturbation de l’écoulement urinaire. Toutes ces raisons sont les raisons pour lesquelles la transplantation rénale chez la souris n’a pas été développée et n’est donc pas largement utilisée. L’établissement d’un modèle de transplantation rénale de souris efficace et stable à long terme sans complications vasculaires et urinaires a encore une importance irremplaçable pour de nombreuses études dans le domaine de la transplantation axées sur les maladies rénales à médiation immunitaire mais aussi infectieuses3. En outre, par rapport à d’autres transplantations d’organes dans des modèles murins tels que la transplantation pulmonaire, cardiaque et intestinale 4,5, le modèle de transplantation rénale de souris offre une chance d’étudier la survie à long terme, même dans le contexte d’une disparité majeure de l’antigène d’histocompatibilité 3,6. Il a également été démontré que dans le même contexte de combinaisons de souches donneur-receveur, différentes transplantations d’organes telles que le cœur ou le rein sont caractérisées par des dynamiques et des débuts différents de rejet d’allogreffe3. En outre, du point de vue néphrologique, il s’agit d’un modèle plus approprié pour étudier les mécanismes de régulation immunitaire à médiation parenchymateuse dans le contexte d’événements de rejet aigus et chroniques que de simples expériences de greffe de peau.
Sur la base de rapports précédents sur la technique chirurgicale de transplantation rénale chez la souris 3,7,8,9, nous démontrons ici les améliorations fiables suivantes qui ont été appliquées avec succès au cours des 10 dernières années au sein de notre groupe 10,11,12: Tout d’abord, l’artère urétérale est conservée en toute sécurité lorsque l’artère rénale est réséquée en bloc avec la partie respective de l’aorte abdominale. Deuxièmement, une nouvelle technique simple et rapide d’anastomose vasculaire sans nœuds dans laquelle le point final de l’anastomose n’est pas lié à l’extrémité de la cravate supérieure comme l’approche traditionnelle, mais reste libre. Cette technique permet d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose après une reperfusion rénale pour éviter la sténose des vaisseaux et les saignements intraabdominaux. Troisièmement, des aiguilles de seringue de 21 G et 30 G ont été utilisées comme outil auxiliaire de guidage de ponction afin d’implanter l’uretère du donneur dans la paroi de la vessie du receveur, réduisant ainsi les dommages à la vessie du receveur et facilitant la formation d’anastomose sans sténose.
Dans ce rapport, nous avons également comparé la technique traditionnelle largement utilisée avec la technique modifiée établie dans notre laboratoire et n’avons trouvé aucune différence significative dans le degré d’atrophie tubulaire rénale et de fibrose du tissu interstitiel de transplantation rénale. Dans des études antérieures, nous avons également comparé les résultats de cette nouvelle technique avec la méthode conventionnelle en termes de saignement local, de thrombose, de temps pour effectuer l’anastomose du vaisseau et de taux de survie. Nous avons constaté des améliorations telles que des réductions significatives des événements de thrombose locale (1,1 % contre 6,6 %), une réduction du temps pour la procédure d’anastomose et une survie à long terme du greffon syngénique rénal hautement reproductible (95 % contre 84 % avec l’approche classique)10.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>30G-needles</td>
			<td>Braun</td>
			<td>456300</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromazine</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Tranquisol P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 01578675</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn Micro Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11083-07</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box for insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J&#160; mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>Rimadyl 50 mg/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CATHETER-FEP 26G</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>Surflo-W</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Applicator Forceps Style</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14114-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfection</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BODL980365</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dehydrator</td>
			<td>DIAPATH</td>
			<td>Donatello</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrosurgical pen</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>CHANGE-A-TIP</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding machine</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-P5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>100092683</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen platform</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-L5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze pads, cotton swabs</td>
			<td>Lohmann-Rauscher</td>
			<td>13353</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slide</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G6004</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HE dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1003</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating mat</td>
			<td>THERMO MAT PRO 30W</td>
			<td>HTP-30</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostatic sponge</td>
			<td>CuraSpon</td>
			<td>J1276A</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparine-solution</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 03029820</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ice box</td>
			<td>PETZ</td>
			<td>No Catalog Number available</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging system</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon DS-U3</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation anesthesia device</td>
			<td>GROPPLER</td>
			<td>BKGM 0616</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Isofluran CP 1 ml/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1006</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>metamizole</td>
			<td>WDT</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-00,15000-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-06</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICAMZ6</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope light</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>KL2500LED</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral gum</td>
			<td>SCRC</td>
			<td>10004160</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd</td>
			<td>GFL-230</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pathology slicer</td>
			<td>Shanghai Leica Instrument Co., Ltd</td>
			<td>RM2016</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution (NaCl 0.9 %)</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 06178437</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>Peha Instruments</td>
			<td>991083/4</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td></td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small Petri dish</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>8,33,900</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14113-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tape</td>
			<td>BSN</td>
			<td>4120</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps - 10 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18025-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(10-0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>N2540</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(4-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>V4940H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(7-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>1647H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (0,3 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>320801</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue spreader</td>
			<td>Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd</td>
			<td>KD-P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright optical microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon Eclipse E100</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>10023418</td>
			<td>-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified surgical technique for kidney transplantation in mice

La transplantation rénale chez la souris est une procédure chirurgicale compliquée et difficile. Il existe très peu de publications démontrant les étapes clés de cette opération. Par conséquent, cet article présente la technique et souligne les mises en garde chirurgicales associées à cette opération. En outre, des modifications importantes par rapport à la procédure conventionnelle sont démontrées. Tout d’abord, une plaque de l’aorte abdominale est coupée et préparée de sorte que les bifurcations proximales de l’artère rénale, y compris l’artère urétérale, soient transectées avec le rein du donneur en bloc. Cela réduit le risque de nécrose de l’uretère et évite le développement d’une occlusion des voies urinaires. Deuxièmement, une nouvelle méthode d’anastomose vasculaire est démontrée qui permet à l’opérateur d’augmenter ou de diminuer de manière flexible la taille de l’anastomose après que la reperfusion de transplantation rénale a déjà été initiée. Cela évite le développement de sténoses vasculaires et de saignements intraabdominaux. Troisièmement, une technique qui permet l’anastomose de l’uretère donneur délicat et de la vessie receveuse qui ne provoque pas de traumatisme est montrée. L’adoption de ce protocole peut raccourcir le temps d’opération et réduire les dommages à la vessie du receveur, augmentant ainsi considérablement le taux de réussite de l’opération pour les souris receveuses.

Quatre semaines après la transplantation, la technique modifiée ainsi que la technique conventionnelle présentaient des signes modérés d’atrophie tubulaire rénale14,15 par rapport aux reins controlatéraux du receveur natif (figure 1). Le degré d’atrophie des tubules rénaux n’a démontré aucune différence significative entre les deux techniques différentes. La coloration trichrome de Masson Goldners...

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A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Ce protocole présente une nouvelle technique chirurgicale de transplantation rénale de souris axée sur une stratégie d’anastomose artérielle modifiée. Une technique de suture vasculaire comprenant une méthode d’anastomose uretère-vessie simple et plus sûre est également présentée. Ces modifications raccourcissent le temps d’opération et améliorent le taux de réussite de la procédure de transplantation rénale de souris.

Une technique chirurgicale modifiée pour la transplantation rénale chez la souris

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

La transplantation rénale chez la souris est essentielle pour l’étude des mécanismes de rejet aigu et chronique de l’allogreffe. Nous présentons ici une nouvelle technique chirurgicale pour l’anastomose des vaisseaux et l’implantation urétérale dans le modèle de transplantation rénale abdominale chez la souris. Dans les modèles traditionnels de transplantation rénale de souris, la partie supérieure de l’aorte est ligaturée approximativement aux artères rénales.La veine rénale gauche du donneur est transectée au niveau de la veine cave et l’aorte du donneur est divisée également sous l’artère rénale pour être ensuite anastomose à l’aorte abdominale du receveur. Dans cette technique modifiée de transplantation rénale de souris, la veine rénale gauche du donneur est également transectée au niveau de la veine cave, mais l’aorte du donneur est coupée au-dessus de la progéniture de l’artère rénale et de son anastomose à l’aorte abdominale receveuse. Alors que l’extrémité donneuse de l’aorte est ligaturée, l’artère urétérale est délibérément préservée.Maintenant, nous commençons la démonstration de la procédure chirurgicale. Pour l’anesthésie, placez la souris dans la boîte pour inhalation d’isoflurane environ 40 à 60 secondes afin d’induire une perte de conscience. Une fois la souris anesthésiée, pesez la souris.Selon le poids de la souris, l’injection intrapéritonéale de kétamine, de xylazine, d’acépromazine est administrée à la souris anesthésiée. Lorsque l’anesthésie a pris effet, coupez la fourrure abdominale. Ensuite, fixez et désinfectez la souris sur la table d’opération.Coupez la peau à l’aide de l’incision abdominale croisée. Couper les muscles de la paroi abdominale. Ensuite, couvrez prudemment les viscères avec une gaze saline imbibée.Exposez le rein gauche, l’aorte et la veine cave inférieure. Cautériser soigneusement les veines lombaires gauches, y compris leurs branches sous-jacentes et d’autres petits vaisseaux, y compris le vaisseau surrénalien gauche. Mobiliser la région aortique entre les artères rénales gauche et droite d’environ deux millimètres de longueur.Séparer la veine cave inférieure infrarénale et l’aorte. Et passez des pinces incurvées sous l’aorte pour placer une attache lâche de suture de 7,06 autour de ce vaisseau. Serrez transversalement la zone de l’aorte sous l’artère rénale droite et la veine cave inférieure à l’aide de deux pinces microvasculaires de cinq millimètres.Transectez la veine rénale gauche de la veine cave. Rincer l’aorte avec un millilitre de solution d’héparine. Serrez la ligature et coupez l’aorte sous la ligature ainsi qu’en dessous de la pince proximale.Préparez soigneusement, de sorte que l’artère urétérale délicate soit complètement préservée. libérer complètement le rein gauche et les vaisseaux associés en cautérisant prudemment tous les vaisseaux entourant les tissus. Retirez le rein et conservez-le dans une solution de lignée cellulaire à quatre degrés.Les étapes initiales de l’opération sont similaires à celles précédemment montrées pour la souris donneuse, y compris l’anesthésie et la désinfection. Ouvrez l’abdomen par une incision médiane, puis couvrez les organes abdominaux avec une gaze humide à l’aide d’une solution saline. Préservez soigneusement l’aorte infrarénale et assurez-vous que chaque grande branche du vaisseau est cautérisée.Utilisez la cautérisation électrique pour disséquer soigneusement l’uretère gauche à une position proximale du bassin rénal. Ensuite, retirez le rein gauche. Exposez la veine cave inférieure et l’aorte abdominale et détachez-les du tissu adipeux environnant d’environ plus de quatre millimètres de long.Ensuite, serrez-les avec chacune deux pinces microvasculaires approximativement et distalement d’entre elles. Utilisez un porte-micro-aiguille pour guider une aiguille de suture monofilament 10/0, qui est placée à travers la paroi de l’aorte de manière proximale à distale. Une artériotomie elliptique d’environ un millimètre est obtenue par une légère traction vers le haut de la suture, tout en coupant directement sous la face inférieure de l’aiguille avec de fins ciseaux incurvés.Effectuer l’anastomose de l’aorte donneur-receveur de bout en bout. Coudre les extrémités proximales et distales de l’anastomose. Dernier point à l’aide de deux sutures 10.0 séparées.Après avoir attaché, laissez les deux longues sutures, y compris l’aiguille, en place. Coudre le côté gauche de la paroi aortale de l’anastomose en continu avec deux points de suture uniformément espacés dans une direction distale-proximale. Après le dernier point, guidez la suture à travers une épaisseur partielle de la paroi du vaisseau au-dessus de l’attache de suture du hauban supérieur et exercez simultanément une traction douce jusqu’à l’extrémité courte de l’attache de suture inférieure.Notez que dans cette nouvelle technique sans nœud, le dernier point n’est pas attaché à l’extrémité courte de la cravate supérieure. Remettez le rein transplanté dans sa position normale. Maintenant, cousez continuellement la paroi droite de l’anastomose aortale de manière proximale à distale à l’aide de trois points de suture de manière proximale à distale.Notez que, par rapport à la technique chirurgicale conventionnelle, la dernière suture est fusionnée avec la cravate distale à proximité. Ne l’attachez pas à l’extrémité de la suture inférieure, coupez-la pour laisser une longueur libre d’environ deux à trois millimètres à la place. Couper la veine cave inférieure longitudinale avec une longueur suffisante d’environ 1,5 millimètre.Placez cette incision légèrement en dessous de son homologue aortique. Effectuez l’anastomose veineuse en utilisant la même procédure de suture que celle décrite précédemment, à la différence que quatre à cinq points de suture sont nécessaires pour chaque côté de l’anastomose. Le point final est laissé comme une extrémité libre de longueur similaire à l’anastomose aortale décrite ci-dessus.Et la nouvelle technique d’anastomose sans nœud, le dernier point n’est pas attaché mais laissé libre. Cela raccourcit le temps d’opération et permet au chirurgien d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose. Cette amélioration réduit la difficulté et les complications postopératoires de l’anastomose vasculaire.Après avoir terminé les deux anastomoses, utilisez un écouvillon sec pour exercer une légère pression vers la zone suturée pendant environ 10 à 20 secondes. Après cela, les deux pinces peuvent être retirées. Pénètrez à travers la vessie urinaire du receveur à l’aide d’une aiguille droite avec suture 10,0 et insérez-la dans une lumière d’aiguille de 21 G pour le guidage.Maintenant, guidez l’aiguille 21 G pour coudre un trou à l’endroit de l’application précédente de l’aiguille et retirez l’aiguille. Coudre l’extrémité de l’uretère taillée et perforer la vessie avec cette suture 10.0 à nouveau à l’endroit de son entrée. Remorquez le filament 10.0 et l’uretère dans la vessie urinaire à travers le trou construit.Anastomose l’uretère du donneur à la vessie urinaire du receveur. Ici, connectez la membrane externe de l’uretère à la membrane externe de la paroi de la vessie et effectuez des sutures intermittentes avec trois à quatre points de suture. Retirez la suture de traction.Replacez les intestins dans la cavité abdominale. Effectuez des sutures à deux couches, d’abord les muscles abdominaux suivis de la peau pour fermer la plaie abdominale. Placez les souris transplantées dans une chambre à oxygène et à température contrôlée pour récupérer après la chirurgie.Administrer une analgésie postopératoire adéquate quatre jours consécutifs après l’opération. Effectuer une néphrectomie controlatérale de la souris receveuse cinq jours après l’anesthésie de transplantation. Levez et enregistrez l’état de la souris.Nous avons comparé les techniques de transplantation conventionnelles et modifiées en évaluant les changements histologiques des reins d’isogreffe transplantés par rapport aux reins controlatéraux du receveur natif. Le degré du trophée des tubules rénaux et la fibrose interstitielle rénale ne se sont pas révélés significativement différents quatre et 12 semaines après la transplantation respectivement. Nous avons précédemment étudié le résultat de cette nouvelle technique sans nœuds et l’avons comparé à l’approche classique en termes d’aspects techniques de la procédure interopérative et des complications postopératoires.La technique modifiée présentée ici a été associée à une occurrence plus faible d’événements thrombotiques veineux artériels intragreffe. Le temps nécessaire pour effectuer la sténose était significativement inférieur et une excellente isogreffe rénale, une survie à long terme a été obtenue. La transplantation rénale chez la souris est une procédure compliquée et de pointe.Il s’agit d’une nouvelle technique chirurgicale pour l’anastomose d’un vaisseau et l’implantation rénale engagée à améliorer le taux de réussite global, ce qui en fait un outil fiable pour étudier la réponse auto-immune après une transplantation rénale.

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