Name: a modified surgical technique for kidney transplantation in mice
Uploaded: 2022-07-22T13:15:00
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Wir danken Dr. Tiantian Bai Team für die Hilfe bei der Sprachausgabe, Miss Mian Pao für ihre Hilfe bei der medizinischen Illustration. Diese Arbeit wurde unter anderem von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) zur Förderung internationaler Kooperationen (HO2581/4-1 to AH) und der National Science Foundation of China (NSFC; #81760291 bis FJ) unterstützt.

Alle Tierversuche wurden nach den Richtlinien der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments zum Schutz von Tieren durchgeführt, die für wissenschaftliche Zwecke verwendet werden (Tierethikkarte: Niedersächsisches Ministerium für Lebensmittel- und Arzneimittelsicherheit, #33.9-42502-04-11/0492). Führen Sie Verfahren mit sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien (autoklaviert) durch und versuchen Sie, den Operationsbereich so steril wie möglich zu halten.
HINWE...

<ol>
	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Jiang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+assessment+of+renal+fibrosis+with+magnetization+transfer+MR+imaging:+Validation+and+evaluation+in+murine+renal+artery+stenosis.">Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis.</a> Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).</li><li>Tse, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+kidney+transplantation:+Models+of+allograft+rejection.">Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e52163 (2014).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Costimulatory+blockade-mediated+lung+allograft+acceptance+is+abrogated+by+overexpression+of+Bcl-2+in+the+recipient.">et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient.</a> Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).</li><li>Chuck, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Ultra-short+echo-time+magnetic+resonance+imaging+distinguishes+ischemia/reperfusion+injury+from+acute+rejection+in+a+mouse+lung+transplantation+model.">et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model.</a> Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).</li><li>Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+renal+transplantation+procedure.">Murine renal transplantation procedure.</a> Journal of Visualized Experiments. (29), e1150 (2009).</li><li>Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+kidney+transplant+technique.">Murine kidney transplant technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (104), e52848 (2015).</li><li>Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+arterial+anastomosis+for+improving+murine+kidney+transplant+outcomes.">Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes.</a> Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).</li><li>Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+knotless+technique+for+kidney+transplantation+in+the+mouse.">A knotless technique for kidney transplantation in the mouse.</a> Journal of Transplantation. , 127215 (2012).</li><li>Kreimann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia+reperfusion+injury+triggers+CXCL13+release+and+B-cell+recruitment+after+allogenic+kidney+transplantation.">Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation.</a> Frontiers in Immunology. 11, 1204 (2020).</li><li>Schmidbauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion-Weighted+imaging+and+mapping+of+T1+and+T2+relaxation+time+for+evaluation+of+chronic+renal+allograft+rejection+in+a+translational+mouse+model.">Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model.</a> Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318 (2021).</li><li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model.">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li><li>Haas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+allograft+nephropathy+or+interstitial+fibrosis+and+tubular+atrophy:+what+is+in+a+name.">Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name.</a> Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).</li><li>Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).</li><li>Yin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+circuit+reconstruction+in+an+abdominal+mouse+heart+transplantation+model.">Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model.</a> Journal of Visualized Experiments. (172), e62007 (2021).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+techniques+for+kidney+transplantation+in+mice.">Improved techniques for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).</li><li>Mannon, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection+of+mouse+kidney+allografts.">Chronic rejection of mouse kidney allografts.</a> Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).</li><li>Coffman, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+renal+function+in+mouse+kidney+allografts+lacking+MHC+class+I+antigens.">Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens.</a> Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li></ol>

Während das Hauttransplantationsmodell bei Mäusen einfach und leicht durchzuführen ist, um alloimmune Abstoßungsereignisse zu untersuchen, haben sich die chirurgischen Techniken zur Untersuchung der alloimmunbedingten entzündlichen Veränderungen nach Herz16 und Nierentransplantation10 als komplex und sehr anspruchsvoll erwiesen. Aus Sicht des Transplantationnephrologen hat die Etablierung eines effektiven und langzeitstabilen Mausnierentransplantationsmodells für vie...

Seit Sakowitz et al. 1973 zum ersten Mal Mausmodelle der Nierentransplantation entwickelten 1, hat es sich als wichtiges experimentelles Werkzeug erwiesen, um die Mechanismen der ischämischen Transplantationsverletzung und der alloimmunen Abstoßung zu untersuchen sowie neue Behandlungen zu entwickeln, die darauf abzielen, das Überleben des Allotransplantats zu verlängern und möglicherweise eine immunologische Toleranz zu erreichen. Die Operationstechnik hat sich jedoch als komplex und sehr anspruchsvoll erwiesen und weist manchmal Komplikationen wie vaskuläre anastomotische Strikturen auf, die zu prärenalem nicht-immunologischem Nierentransplantatversagen2 führen, postrenales Versagen durch Ischämie und anschließende Nekrose des transplantierten Harnleiters, Einschränkungen der Anastomose des transplantierten Harnleiters und / oder der Urinblase des Empfängers, die zu einer Störung des Harnabflusses führen. All dies sind Gründe, warum die Nierentransplantation bei Mäusen nicht weiterentwickelt wurde und daher nicht weit verbreitet ist. Die Etablierung eines effektiven und langzeitstabilen Mausnierentransplantationsmodells ohne Gefäß- und Harnwegskomplikationen hat für viele Studien im Transplantationsbereich mit Fokus auf die renalen immunvermittelten aber auch Infektionskrankheiten noch unersetzliche Bedeutung3. Darüber hinaus bietet das Nierentransplantationsmodell der Maus im Vergleich zu anderen Organtransplantationen in murinen Modellen wie Lungen-, Herz- und Darmtransplantation 4,5 eine Chance, das Langzeitüberleben auch unter dem Setzen einer großen Histokompatibilitätsantigendisparitätzu untersuchen 3,6. Es wurde auch gezeigt, dass in der gleichen Umgebung von Spender-Empfänger-Stammkombinationen verschiedene Organtransplantationen wie Herz oder Niere durch unterschiedliche Dynamiken und Auslöser der Allotransplantatabstoßunggekennzeichnet sind 3. Darüber hinaus ist es aus nephrologischer Sicht ein geeigneteres Modell für die Untersuchung parenchymalvermittelter Immunregulationsmechanismen im Kontext akuter und chronischer Abstoßungsereignisse als einfache Hauttransplantationsexperimente.
Auf der Grundlage früherer Berichte über die Operationstechnik der Nierentransplantation bei Mäusen 3,7,8,9 zeigen wir hier die folgenden zuverlässigen Verbesserungen, die in den letzten 10 Jahren in unserer Gruppe 10,11,12 erfolgreich angewendet wurden: Erstens wird die Harnleiterarterie sicher konserviert, da die Nierenarterie en bloc reseziert wird zusammen mit dem jeweiligen Teil der Bauchaorta. Zweitens eine neue, einfache und schnelle Technik einer knotenlosen vaskulären Anastomose, bei der der letzte Stich der Anastomose nicht wie der traditionelle Ansatz mit dem Ende der oberen Bindung verbunden ist, sondern frei bleibt. Diese Technik ermöglicht es, die Größe der Anastomose nach der renalen Reperfusion zu erhöhen oder zu verringern, um Gefäßverengungen und intraabdominale Blutungen zu vermeiden. Drittens wurden 21 G und 30 G Spritzennadeln als zusätzliches Einstichführungswerkzeug verwendet, um den Spenderharnleiter in die Blasenwand des Empfängers zu implantieren, wodurch die Schädigung der Blase des Empfängers verringert und die Bildung einer strikturfreien Anastomose erleichtert wurde.
In diesem Bericht verglichen wir auch die traditionelle, weit verbreitete Technik mit der modifizierten, die in unserem Labor etabliert ist, und fanden keinen signifikanten Unterschied im Grad der renalen tubulären Atrophie und der interstitiellen Gewebefibrose der Nierentransplantation. In früheren Studien haben wir die Ergebnisse dieser neuen Technik zusätzlich mit der herkömmlichen Methode in Bezug auf lokale Blutungen, Thrombosen, Zeit für die Durchführung der Gefäßanastomose und Überlebensrate verglichen. Wir fanden Verbesserungen wie eine signifikante Reduktion lokaler Thromboseereignisse (1,1% gegenüber 6,6%), eine verkürzte Zeit für das Anastomoseverfahren und ein hochgradig reproduzierbares Langzeitüberleben des syngenen Nierentransplantats (95% gegenüber 84% mit dem klassischen Ansatz)10.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>30G-needles</td>
			<td>Braun</td>
			<td>456300</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromazine</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Tranquisol P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 01578675</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn Micro Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11083-07</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box for insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J&#160; mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>Rimadyl 50 mg/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CATHETER-FEP 26G</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>Surflo-W</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Applicator Forceps Style</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14114-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfection</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BODL980365</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dehydrator</td>
			<td>DIAPATH</td>
			<td>Donatello</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrosurgical pen</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>CHANGE-A-TIP</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding machine</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-P5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>100092683</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen platform</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-L5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze pads, cotton swabs</td>
			<td>Lohmann-Rauscher</td>
			<td>13353</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slide</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G6004</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HE dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1003</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating mat</td>
			<td>THERMO MAT PRO 30W</td>
			<td>HTP-30</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostatic sponge</td>
			<td>CuraSpon</td>
			<td>J1276A</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparine-solution</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 03029820</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ice box</td>
			<td>PETZ</td>
			<td>No Catalog Number available</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging system</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon DS-U3</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation anesthesia device</td>
			<td>GROPPLER</td>
			<td>BKGM 0616</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Isofluran CP 1 ml/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1006</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>metamizole</td>
			<td>WDT</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-00,15000-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-06</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICAMZ6</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope light</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>KL2500LED</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral gum</td>
			<td>SCRC</td>
			<td>10004160</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd</td>
			<td>GFL-230</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pathology slicer</td>
			<td>Shanghai Leica Instrument Co., Ltd</td>
			<td>RM2016</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution (NaCl 0.9 %)</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 06178437</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>Peha Instruments</td>
			<td>991083/4</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td></td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small Petri dish</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>8,33,900</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14113-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tape</td>
			<td>BSN</td>
			<td>4120</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps - 10 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18025-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(10-0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>N2540</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(4-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>V4940H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(7-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>1647H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (0,3 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>320801</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue spreader</td>
			<td>Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd</td>
			<td>KD-P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright optical microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon Eclipse E100</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>10023418</td>
			<td>-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified surgical technique for kidney transplantation in mice

Die Nierentransplantation bei Mäusen ist ein kompliziertes und herausforderndes chirurgisches Verfahren. Es gibt nur sehr wenige Publikationen, die die wichtigsten Schritte dieser Operation aufzeigen. Daher stellt dieser Artikel die Technik vor und weist auf die chirurgischen Vorbehalte hin, die mit dieser Operation verbunden sind. Darüber hinaus werden wichtige Modifikationen im Vergleich zum herkömmlichen Verfahren aufgezeigt. Zunächst wird ein Fleck der Bauchaorta geschnitten und so präpariert, dass die proximalen Bifurkationen der Nierenarterie, einschließlich der Harnleiterarterie, zusammen mit der Spenderniere en bloc transktiert werden. Dies reduziert das Risiko einer Harnleiternekrose und vermeidet die Entwicklung eines Harnwegsverschlusses. Zweitens wird eine neue Methode der vaskulären Anastomose demonstriert, die es dem Bediener ermöglicht, die Größe der Anastomose flexibel zu erhöhen oder zu verringern, nachdem die Nierentransplantationsreperfusion bereits eingeleitet wurde. Dies vermeidet die Entwicklung von Gefäßverengungen und intraabdominalen Blutungen. Drittens wird eine Technik gezeigt, die die Anastomose des empfindlichen Spenderharnleiters und der Empfängerblase ermöglicht, die kein Trauma verursacht. Die Einführung dieses Protokolls kann die Operationszeit verkürzen und die Schädigung der Blase des Empfängers reduzieren, wodurch die Operationserfolgsrate für die Empfängermäuse erheblich erhöht wird.

Vier Wochen nach der Transplantation zeigten sowohl die modifizierte Technik als auch die konventionelle Technik moderate Anzeichen einer renalen tubulären Atrophie14,15 im Vergleich zu den kontralateralen Nieren des nativen Empfängers (Abbildung 1). Der Grad der Nierentubuli-Atrophie zeigte keinen signifikanten Unterschied zwischen den beiden verschiedenen Techniken. Masson Goldners trichrome Färbung, die 12 Wochen nach der Trans...

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A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Dieses Protokoll stellt eine neue chirurgische Technik der Nierentransplantation von Mäusen vor, die sich auf eine modifizierte Strategie der arteriellen Anastomose konzentriert. Eine vaskuläre Nahttechnik, einschließlich einer einfachen und sichereren Harnleiter-Blasen-Anastomose-Methode, wird ebenfalls vorgestellt. Diese Modifikationen verkürzen die Operationszeit und verbessern die Erfolgsquote der Nierentransplantation der Maus.

Eine modifizierte Operationstechnik zur Nierentransplantation bei Mäusen

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Die Nierentransplantation bei Mäusen ist für die Untersuchung der Mechanismen der akuten und einer chronischen Allotransplantatabstoßung unerlässlich. Hier stellen wir eine neue Operationstechnik zur Gefäßanastomose und der ureteralen Implantation im abdominalen Nierentransplantationsmodell bei Mäusen vor. In traditionellen Nierentransplantationsmodellen der Maus ist der obere Teil der Aorta ungefähr zu den Nierenarterien ligiert.Die linke Nierenvene des Spenders wird an der Hohlvene durchblutet und die Spenderaorta wird unterhalb der Nierenarterie gleichmäßig geteilt, um später an die Bauchaorta des Empfängers anastomosiert zu werden. Bei dieser modifizierten Technik der Mausnierentransplantation wird die linke Nierenvene des Spenders auch an der Hohlvene transzediert, aber die Spenderaorta wird oberhalb des Nachwuchses der Nierenarterie und ihrer Anastomose zur abdominalen Aorta des Empfängers geschnitten. Während das Spenderende der Aorta ligiert ist, bleibt die Harnleiterarterie bewusst erhalten.Nun beginnen wir mit der Demonstration des chirurgischen Eingriffs. Für die Anästhesie, legen Sie die Maus in die Box zum Einatmen von Isofluran etwa 40 bis 60 Sekunden, um Bewusstlosigkeit zu induzieren. Sobald die Maus betäubt ist, wiegen Sie die Maus.Entsprechend dem Gewicht der Maus wird der betäubten Maus intraperitoneale Injektion von Ketamin, Xylat und Acepromazin verabreicht. Wenn die Anästhesie wirksam geworden ist, schneiden Sie das Bauchfell ab. Beheben und desinfizieren Sie dann die Maus auf dem Operationstisch.Schneiden Sie die Haut mit dem Kreuzbauchschnitt ab. Schneiden Sie die Muskeln der Bauchdecke ab. Als nächstes bedecken Sie vorsichtig die Eingeweide mit einer salzhaltigen Gaze weg.Legen Sie die linke Niere, die Aorta und die Hohlvene inferior frei. Kauterisieren Sie die linken Lendenwirbelvenen, einschließlich ihrer darunter liegenden Äste und andere kleine Gefäße einschließlich des linken Nebennierengefäßes, sorgfältig. Mobilisieren Sie die Aortenregion zwischen den linken und rechten Nierenarterien von etwa zwei Millimetern Länge.Trennen Sie die infrarenale Vena cava inferior und die Aorta. Und passieren Sie gekrümmte Pinzetten unter der Aorta, um eine lose Bindung von 7,06 Naht um dieses Gefäß zu legen. Kreuzklemmen Sie den Bereich der Aorta unterhalb der rechten Nierenarterie und der unteren Hohlvene mit zwei fünf Millimeter Mikrovaskulärklemmen ein.Transsektieren Sie die linke Nierenvene aus der Vena cava. Spülen Sie die Aorta mit einem Milliliter Heparinlösung. Ziehen Sie die Ligatur fest und schneiden Sie die Aorta sowohl unterhalb der Ligatur als auch unterhalb der proximalen Klemme ab.Bereiten Sie sich sorgfältig vor, damit die empfindliche Harnleiterarterie vollständig erhalten bleibt. Befreien Sie die linke Niere und die damit verbundenen Gefäße vollständig, indem Sie vorsichtig alle Gefäße, die das Gewebe umgeben, kauterisieren. Entfernen Sie die Niere und lagern Sie sie in Zelllinienlösung bei vier Grad.Die ersten Operationsschritte ähneln denen, die zuvor für die Spendermaus gezeigt wurden, einschließlich Anästhesie und Desinfektion. Öffnen Sie den Bauch über einen medianen Schnitt und bedecken Sie dann die Bauchorgane mit einer feuchten Gaze mit Kochsalzlösung. Bewahren Sie die infrarenale Aorta sorgfältig auf und stellen Sie sicher, dass jeder große Gefäßzweig kauterisiert ist.Verwenden Sie die elektrische Kauterisation, um den linken Harnleiter vorsichtig an einer Position proximal zum Nierenbecken zu sezieren. Entfernen Sie dann die linke Niere. Legen Sie die untere Hohlvene und die Bauchaorta frei und lösen Sie sie vom umgebenden Fettgewebe mit einer Länge von etwa vier Millimetern.Dann Kreuzklemme jeweils mit zwei mikrovaskulären Klemmen ungefähr und distal von ihnen. Verwenden Sie einen Mikronadelhalter, um eine 10/0 monofile Nahtnadel zu führen, die von proximaler zu distaler Weise durch die Aortenwand gelegt wird. Eine elliptische Arteriotomie von etwa einem Millimeter wird durch sanftes Aufwärtsziehen der Naht erreicht, während mit einer feinen, gebogenen Schere direkt unterhalb der unteren Nadelfläche geschnitten wird.Führen Sie die Spender-Empfänger-Aorta-Anastomose in einer End-to-Side-Weise durch. Stitchen Sie die proximalen und distalen Enden der Anastomose. Letzter Stich mit zwei separaten 10.0-Nähten.Lassen Sie nach dem Binden die beiden langen Nähte, einschließlich der Nadel, an Ort und Stelle. Nähen Sie die linke Seite der Aortenwand der Anastomose kontinuierlich mit zwei gleichmäßig verteilten Stichen in distal-proximaler Richtung. Nach dem letzten Stich führen Sie die Naht durch eine Teildicke der Gefäßwand oberhalb der oberen Schrägnahtbindung und üben gleichzeitig sanfte Traktion bis zum kurzen Ende der unteren Nahtbindung aus.Beachten Sie, dass bei dieser neuen knotenlosen Technik der letzte Stich nicht an das kurze Ende der oberen Bindung gebunden ist. Drehen Sie die transplantierte Niere in ihre normale Position. Nähen Sie nun kontinuierlich die rechte Wand der Aortenanastomose proximal zu distal mit drei Stichen proximal zu distal.Beachten Sie, dass im Vergleich zur herkömmlichen Operationstechnik die letzte Naht mit der distalen Krawatte in der Nähe verschmolzen wird. Binden Sie es nicht an das Ende der unteren Naht, sondern schneiden Sie es ab, um stattdessen eine freie Länge von etwa zwei bis drei Millimetern zu erhalten. Schneiden Sie die untere Hohlvene längs mit einer ausreichenden Länge von ca. 1,5 Millimetern ab.Positionieren Sie diesen Schnitt leicht unter seinem Aortengegenstück. Führen Sie die venöse Anastomose mit dem gleichen Nahtverfahren wie zuvor beschrieben durch, mit dem Unterschied, dass für jede Seite der Anastomose vier bis fünf Stiche erforderlich sind. Der letzte Stich wird als freies Ende von ähnlicher Länge ähnlich der oben beschriebenen Aortenanastomose belassen.Und die neue knotenlose Anastomose-Technik, der letzte Stich wird nicht gebunden, sondern frei gelassen. Dies verkürzt die Operationszeit und ermöglicht es dem Chirurgen, die Größe der Anastomose zu erhöhen oder zu verringern. Diese Verbesserung reduziert die Schwierigkeit und die Komplikationen nach der Operation der vaskulären Anastomose.Nachdem Sie beide Anastomosen abgeschlossen haben, verwenden Sie ein trockenes Tupfer, um etwa 10 bis 20 Sekunden lang sanften Druck auf den vernähten Bereich auszuüben. Danach können beide Klemmen entfernt werden. Dringen Sie mit einer geraden Nadel mit 10.0-Naht durch die Urinblase des Empfängers ein und führen Sie sie zur Orientierung in ein 21-G-Nadellumen ein.Führen Sie nun die 21 G Nadel, um ein Loch an der Stelle der vorherigen Nadelapplikation zu nähen und die Nadel herauszuziehen. Nähen Sie das getrimmte Harnleiterende und perforieren Sie die Blase mit dieser 10.0-Naht erneut an der Stelle ihres Eintritts. Schleppen Sie das 10.0-Filament und den Harnleiter durch das konstruierte Loch in die Urinblase.Anastomose des Harnleiters des Spenders an die Urinblase des Empfängers. Verbinden Sie hier die äußere Membran des Harnleiters mit der äußeren Membran der Blasenwand und führen Sie intermittierende Nähte mit drei bis vier Stichen durch. Ziehen Sie die Traktionsnaht heraus.Legen Sie den Darm zurück in die Bauchhöhle. Führen Sie zweischichtige Nähte durch, zuerst die Bauchmuskeln, gefolgt von der Haut, um die Bauchwunde zu schließen. Legen Sie die transplantierten Mäuse in eine sauerstoff- und temperaturkontrollierte Kammer, um sich nach der Operation zu erholen.Geben Sie eine angemessene postoperative Analgesie vier aufeinanderfolgende Tage nach der Operation. Führen Sie fünf Tage nach der Transplantationsanästhesie eine kontralaterale Nephrektomie der Empfängermaus durch. Heben Sie den Zustand der Maus an und zeichnen Sie ihn auf.Wir verglichen die konventionellen und modifizierten Transplantationstechniken, indem wir histologische Veränderungen der transplantierten Isotransplantatnieren im Vergleich zu den kontralateralen Nieren des nativen Empfängers bewerteten. Sowohl der Grad der Trophäe der Nierentubuli als auch die renale interstitielle Fibrose unterschieden sich vier bzw. 12 Wochen nach der Transplantation nicht signifikant. Zuvor haben wir das Ergebnis dieser neuen knotenlosen Technik untersucht und mit dem klassischen Ansatz in Bezug auf die technischen Aspekte des Verfahrens interoperative und postoperative Komplikationen verglichen.Die modifizierte Technik, die hier gezeigt wird, war mit einem geringeren Auftreten von intratransplantierten arteriellen venösen thrombotischen Ereignissen verbunden. Die Zeit, um die Stenose durchzuführen, war signifikant kürzer und ein ausgezeichnetes Nierenisotransplantat, ein langfristiges Überleben wurde erreicht. Die Nierentransplantation bei Mäusen ist ein kompliziertes und innovatives Verfahren.Dies ist eine neue chirurgische Technik für eine Gefäßanastomose und Nierenimplantation, die die Gesamterfolgsrate verbessern soll, was sie zu einem zuverlässigen Werkzeug für die Untersuchung der Autoimmunreaktion nach einer Nierentransplantation macht.

Research

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