Name: a modified surgical technique for kidney transplantation in mice
Uploaded: 2022-07-22T13:15:00
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Ringraziamo il team del Dr. Tiantian Bai per l'aiuto con la voce fuori campo, Miss Mian Pao per il suo aiuto nell'illustrazione medica. Questo lavoro è stato sostenuto in parte dalla German Research Foundation (DFG) per promuovere collaborazioni internazionali (HO2581/4-1 a AH) e dalla National Science Foundation of China (NSFC; #81760291 a FJ).

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti secondo le linee guida della direttiva 2010/63/UE del Parlamento europeo sulla protezione degli animali utilizzati a fini scientifici (Carta etica degli animali: Ministero della sicurezza alimentare e farmaceutica della Bassa Sassonia, #33.9-42502-04-11/0492). Eseguire procedure utilizzando strumenti chirurgici sterili e materiali di consumo (autoclavati) e cercare di mantenere l'area operatoria il più sterile possibile.
NOTA: I topi mas...

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	<li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 721-725 (1973).</li><li>Jiang, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+assessment+of+renal+fibrosis+with+magnetization+transfer+MR+imaging:+Validation+and+evaluation+in+murine+renal+artery+stenosis.">Noninvasive assessment of renal fibrosis with magnetization transfer MR imaging: Validation and evaluation in murine renal artery stenosis.</a> Radiology. 283 (1), 77-86 (2017).</li><li>Tse, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+kidney+transplantation:+Models+of+allograft+rejection.">Mouse kidney transplantation: Models of allograft rejection.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e52163 (2014).</li><li>Okazaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Costimulatory+blockade-mediated+lung+allograft+acceptance+is+abrogated+by+overexpression+of+Bcl-2+in+the+recipient.">et al.Costimulatory blockade-mediated lung allograft acceptance is abrogated by overexpression of Bcl-2 in the recipient.</a> Transplantation Proceedings. 41 (1), 385-387 (2009).</li><li>Chuck, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=et+al.Ultra-short+echo-time+magnetic+resonance+imaging+distinguishes+ischemia/reperfusion+injury+from+acute+rejection+in+a+mouse+lung+transplantation+model.">et al.Ultra-short echo-time magnetic resonance imaging distinguishes ischemia/reperfusion injury from acute rejection in a mouse lung transplantation model.</a> Transplant International. 29 (1), 108-118 (2016).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62 (9), 1267-1272 (1996).</li><li>Wang, J., Hockenheimer, S., Bickerstaff, A. A., Hadley, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+renal+transplantation+procedure.">Murine renal transplantation procedure.</a> Journal of Visualized Experiments. (29), e1150 (2009).</li><li>Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+kidney+transplant+technique.">Murine kidney transplant technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (104), e52848 (2015).</li><li>Plenter, R. J., Jain, S., Nydam, T. L., Jani, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+arterial+anastomosis+for+improving+murine+kidney+transplant+outcomes.">Revised arterial anastomosis for improving murine kidney transplant outcomes.</a> Journal of Investigative Surgery. 28 (4), 208-214 (2015).</li><li>Rong, S., Lewis, A. G., Kunter, U., Haller, H., Gueler, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+knotless+technique+for+kidney+transplantation+in+the+mouse.">A knotless technique for kidney transplantation in the mouse.</a> Journal of Transplantation. , 127215 (2012).</li><li>Kreimann, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia+reperfusion+injury+triggers+CXCL13+release+and+B-cell+recruitment+after+allogenic+kidney+transplantation.">Ischemia reperfusion injury triggers CXCL13 release and B-cell recruitment after allogenic kidney transplantation.</a> Frontiers in Immunology. 11, 1204 (2020).</li><li>Schmidbauer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diffusion-Weighted+imaging+and+mapping+of+T1+and+T2+relaxation+time+for+evaluation+of+chronic+renal+allograft+rejection+in+a+translational+mouse+model.">Diffusion-Weighted imaging and mapping of T1 and T2 relaxation time for evaluation of chronic renal allograft rejection in a translational mouse model.</a> Journal of Clinical Medicine. 10 (19), 4318 (2021).</li><li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model.">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li><li>Haas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+allograft+nephropathy+or+interstitial+fibrosis+and+tubular+atrophy:+what+is+in+a+name.">Chronic allograft nephropathy or interstitial fibrosis and tubular atrophy: what is in a name.</a> Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 23 (3), 245-250 (2014).</li><li>Dang, Z., MacKinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93 (5), 477-484 (2012).</li><li>Yin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+circuit+reconstruction+in+an+abdominal+mouse+heart+transplantation+model.">Blood circuit reconstruction in an abdominal mouse heart transplantation model.</a> Journal of Visualized Experiments. (172), e62007 (2021).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+techniques+for+kidney+transplantation+in+mice.">Improved techniques for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 16 (2), 103-109 (1995).</li><li>Mannon, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+rejection+of+mouse+kidney+allografts.">Chronic rejection of mouse kidney allografts.</a> Kidney International. 55 (5), 1935-1944 (1999).</li><li>Coffman, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+renal+function+in+mouse+kidney+allografts+lacking+MHC+class+I+antigens.">Improved renal function in mouse kidney allografts lacking MHC class I antigens.</a> Journal of Immunology. 151 (1), 425-435 (1993).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning+curve,+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice.">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li></ol>

Mentre il modello di trapianto di pelle nei topi è semplice e facile da eseguire per studiare gli eventi di rigetto alloimmune, le tecniche chirurgiche per indagare più specificamente le alterazioni infiammatorie correlate all'alloimmune dopo il cuore16 e il trapianto di rene10 si sono dimostrate complesse e molto impegnative. Dal punto di vista del nefrologo dei trapianti, l'istituzione di un modello di trapianto renale di topo efficace e stabile a lungo termine ha ancor...

Da quando Sakowitz et al. hanno sviluppato modelli murini di trapianto di rene nel 1973 per la prima volta1, si è dimostrato un importante strumento sperimentale per studiare i meccanismi del danno ischemico da trapianto e del rigetto alloimmune, nonché per lo sviluppo di nuovi trattamenti volti a prolungare la sopravvivenza dell'allotrapianto e possibilmente a raggiungere la tolleranza immunologica. Tuttavia, la tecnica chirurgica si è dimostrata complessa e molto impegnativa, a volte con complicazioni come stenosi anastomotiche vascolari che portano a fallimento del trapianto di rene prerenale non immunologico2, insufficienza postrenale causata da ischemia e successiva necrosi dell'uretere trapiantato, stenosi dell'anastomosi dell'uretere trapiantato e / o della vescica urinaria del ricevente che porta a un'interruzione del deflusso urinario. Tutti questi sono i motivi per cui il trapianto renale nei topi non è stato ulteriormente sviluppato e quindi non è ampiamente utilizzato. Stabilire un modello di trapianto di rene di topo efficace e stabile a lungo termine senza complicazioni del tratto vascolare e urinario ha ancora un significato insostituibile per molti studi nel campo dei trapianti con particolare attenzione alle malattie immunitarie renali mediate ma anche infettive3. Inoltre, rispetto ad altri trapianti di organi in modelli murini come il trapianto di polmone, cuore e intestino 4,5, il modello di trapianto di rene di topo offre la possibilità di studiare la sopravvivenza a lungo termine anche nel contesto della maggiore disparità antigenica di istocompatibilità 3,6. È stato anche dimostrato che nello stesso contesto di combinazioni di ceppi donatore-ricevente diversi trapianti di organi come cuore o rene sono caratterizzati da diverse dinamiche e insorgenze di rigetto dell'allotrapianto3. Inoltre, dal punto di vista nefrologico, è un modello più adatto per lo studio dei meccanismi di immunoregolazione mediata parenchimale nel contesto di eventi di rigetto acuto e cronico rispetto ai semplici esperimenti di trapianto cutaneo.
Sulla base di precedenti rapporti sulla tecnica chirurgica del trapianto di rene nei topi 3,7,8,9, dimostriamo qui i seguenti miglioramenti affidabili che sono stati applicati con successo negli ultimi 10 anni all'interno del nostro gruppo 10,11,12: In primo luogo, l'arteria ureterale è conservata in modo sicuro poiché l'arteria renale viene resecata in blocco insieme alla rispettiva parte dell'aorta addominale. In secondo luogo, una nuova, semplice e rapida tecnica di un'anastomosi vascolare senza nodi in cui il punto finale dell'anastomosi non è legato alla fine della cravatta superiore come l'approccio tradizionale, ma rimane libero. Questa tecnica consente di aumentare o diminuire le dimensioni dell'anastomosi dopo riperfusione renale per evitare la stenosi vascolare e il sanguinamento intraaddominale. In terzo luogo, gli aghi per siringhe da 21 G e 30 G sono stati utilizzati come strumento ausiliario di guida della puntura al fine di impiantare l'uretere donatore nella parete della vescica del ricevente riducendo il danno alla vescica del ricevente e facilitando la formazione di anastomosi libera da stenosi.
In questo rapporto, abbiamo anche confrontato la tecnica tradizionale ampiamente utilizzata con quella modificata che è stabilita nel nostro laboratorio e non abbiamo trovato differenze significative nel grado di atrofia tubulare renale e fibrosi del tessuto interstiziale del trapianto di rene. In studi precedenti, abbiamo inoltre confrontato i risultati di questa nuova tecnica con il metodo convenzionale in termini di sanguinamento locale, trombosi, tempo per l'esecuzione dell'anastomosi vascolare e tasso di sopravvivenza. Abbiamo riscontrato miglioramenti come riduzioni significative degli eventi di trombosi locale (1,1% contro 6,6%), un tempo ridotto per la procedura di anastomosi e una sopravvivenza a lungo termine dell'innesto singenico renale altamente riproducibile (95% contro 84% con l'approccio classico)10.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>30G-needles</td>
			<td>Braun</td>
			<td>456300</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>acepromazine</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Tranquisol P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bepanthen eye ointment</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 01578675</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bonn Micro Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11083-07</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Box for insulation and oxygen supply device</td>
			<td>RUSKINN</td>
			<td>INVIV</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J&#160; mice</td>
			<td>Charles River. Germany</td>
			<td>no catalog number</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>Rimadyl 50 mg/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CATHETER-FEP 26G</td>
			<td>TERUMO</td>
			<td>Surflo-W</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Applicator Forceps Style</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14114-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutasept skin disinfection</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BODL980365</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dehydrator</td>
			<td>DIAPATH</td>
			<td>Donatello</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrosurgical pen</td>
			<td>Bovie</td>
			<td>CHANGE-A-TIP</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Embedding machine</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-P5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>100092683</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen platform</td>
			<td>Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd</td>
			<td>JB-L5</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze pads, cotton swabs</td>
			<td>Lohmann-Rauscher</td>
			<td>13353</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slide</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G6004</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HE dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1003</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating mat</td>
			<td>THERMO MAT PRO 30W</td>
			<td>HTP-30</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostatic sponge</td>
			<td>CuraSpon</td>
			<td>J1276A</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heparine-solution</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 03029820</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ice box</td>
			<td>PETZ</td>
			<td>No Catalog Number available</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging system</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon DS-U3</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inhalation anesthesia device</td>
			<td>GROPPLER</td>
			<td>BKGM 0616</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane</td>
			<td>CP Pharma</td>
			<td>Isofluran CP 1 ml/ml</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson dye solution set</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td>G1006</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>metamizole</td>
			<td>WDT</td>
			<td>no catalog numer</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>FST</td>
			<td>15000-00,15000-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-06</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICAMZ6</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope light</td>
			<td>SCHOTT</td>
			<td>KL2500LED</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral gum</td>
			<td>SCRC</td>
			<td>10004160</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd</td>
			<td>GFL-230</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pathology slicer</td>
			<td>Shanghai Leica Instrument Co., Ltd</td>
			<td>RM2016</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution (NaCl 0.9 %)</td>
			<td>Haus-Apotheke</td>
			<td>PZN 06178437</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>Peha Instruments</td>
			<td>991083/4</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Slides</td>
			<td>Servicebio</td>
			<td></td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small Petri dish</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>8,33,900</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>14113-G</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tape</td>
			<td>BSN</td>
			<td>4120</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture Tying Forceps - 10 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>18025-10</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(10-0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>N2540</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(4-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>V4940H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sutures(7-0)</td>
			<td>ETHILON</td>
			<td>1647H</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (0,3 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe (1 mL)</td>
			<td>BD</td>
			<td>320801</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue spreader</td>
			<td>Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd</td>
			<td>KD-P</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Upright optical microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon Eclipse E100</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>Rompun</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD</td>
			<td>10023418</td>
			<td>-</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified surgical technique for kidney transplantation in mice

Il trapianto di rene nei topi è una procedura chirurgica complicata e impegnativa. Ci sono pochissime pubblicazioni che dimostrano i passaggi chiave di questa operazione. Pertanto, questo articolo introduce la tecnica e sottolinea gli avvertimenti chirurgici associati a questa operazione. Inoltre, vengono dimostrate importanti modifiche rispetto alla procedura convenzionale. In primo luogo, una patch dell'aorta addominale viene tagliata e preparata in modo che le biforcazioni prossimali dell'arteria renale, compresa l'arteria ureterale, vengano transettate insieme al rene donatore in blocco. Ciò riduce il rischio di necrosi dell'uretere ed evita lo sviluppo di un'occlusione delle vie urinarie. In secondo luogo, viene dimostrato un nuovo metodo di anastomosi vascolare che consente all'operatore di aumentare o diminuire in modo flessibile le dimensioni dell'anastomosi dopo che la riperfusione del trapianto renale è già stata avviata. Ciò evita lo sviluppo di stenosi dei vasi e sanguinamento intraaddominale. In terzo luogo, viene mostrata una tecnica che consente l'anastomosi del delicato uretere donatore e della vescica ricevente che non causa un trauma. L'adozione di questo protocollo può ridurre i tempi di operazione e ridurre il danno alla vescica del ricevente, aumentando così significativamente il tasso di successo dell'operazione per i topi riceventi.

Quattro settimane dopo il trapianto, sia la tecnica modificata che la tecnica convenzionale hanno mostrato segni moderati di atrofia tubulare renale14,15 rispetto ai reni controlaterali riceventi nativi (Figura 1). Il grado di atrofia dei tubuli renali non ha dimostrato alcuna differenza significativa tra le due diverse tecniche. La colorazione tricroma di Masson Goldnerin 14,15</s...

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A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Questo protocollo presenta una nuova tecnica chirurgica di trapianto di rene di topo incentrata su una strategia di anastomosi arteriosa modificata. Viene anche presentata una tecnica di sutura vascolare che include un metodo di anastomosi uretere-vescica semplice e più sicuro. Queste modifiche riducono i tempi di operazione e migliorano il tasso di successo della procedura di trapianto di rene di topo.

Una tecnica chirurgica modificata per il trapianto di rene nei topi

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Il trapianto di rene nei topi è essenziale per lo studio dei meccanismi di rigetto acuto e cronico dell'allotrapianto. Qui introduciamo una nuova tecnica chirurgica per l'anastomosi vascolare e l'impianto ureterale nel modello di trapianto di rene addominale nei topi. Nei modelli tradizionali di trapianto di rene di topo, la parte superiore dell'aorta è legata approssimativamente alle arterie renali.La vena renale sinistra del donatore viene transettata nella vena cava e l'aorta del donatore è divisa equamente al di sotto dell'arteria renale per essere successivamente anastomosi all'aorta addominale del ricevente. In questa tecnica modificata del trapianto di rene di topo, la vena renale sinistra del donatore viene anche transettata alla vena cava, ma l'aorta del donatore viene tagliata sopra la prole dell'arteria renale e la sua anastomosi all'aorta addominale ricevente. Mentre l'estremità donatrice dell'aorta è legata, l'arteria ureterale viene deliberatamente preservata.Ora iniziamo la dimostrazione della procedura chirurgica. Per l'anestesia, posizionare il mouse nella scatola per inalazione di isoflurano circa 40-60 secondi al fine di indurre perdita di coscienza. Una volta che il mouse è anestetizzato, pesare il mouse.Secondo il peso del topo, l'iniezione intraperitoneale di ketamina, xilazina, acepromazina viene somministrata al topo anestetizzato. Quando l'anestesia ha avuto effetto, tagliare la pelliccia addominale. Quindi, fissare e disinfettare il mouse sul tavolo operatorio.Tagliare la pelle usando l'incisione addominale incrociata. Tagliare i muscoli della parete addominale. Quindi, coprire con cautela allontanare i visceri con una garza salina assorbita.Esporre il rene sinistro, l'aorta e la vena cava inferiore. Cauterizzare attentamente le vene lombari sinistre, compresi i rami sottostanti e altri piccoli vasi, incluso il vaso surrenale sinistro. Mobilitare la regione aortica tra le arterie renali sinistra e destra di circa due millimetri di lunghezza.Separare la vena cava inferiore infrarenale e l'aorta. E passa una pinza curva sotto l'aorta per posizionare una cravatta sciolta di sutura 7.06 attorno a questa nave. Cross clamp l'area dell'aorta sotto l'arteria renale destra e la vena cava inferiore utilizzando due morsetti microvascolari da cinque millimetri.Trasmettere la vena renale sinistra dalla vena cava. Lavare l'aorta con un millilitro di soluzione di eparina. Stringere la legatura e tagliare l'aorta sotto la legatura e sotto il morsetto prossimale.Preparare con cura, in modo che la delicata arteria ureterale sia completamente conservata. liberare completamente il rene sinistro e i vasi associati cauterizzando con cautela tutti i vasi che circondano il tessuto. Rimuovere il rene e conservarlo in soluzione di linea cellulare a quattro gradi.Le fasi iniziali dell'operazione sono simili a quelle precedentemente mostrate per il topo donatore, tra cui anestesia e disinfezione. Aprire l'addome tramite incisione mediana, quindi coprire gli organi addominali con una garza bagnata usando una soluzione salina. Conservare con cura l'aorta infrarenale e assicurarsi che ogni ramo di vaso di grandi dimensioni sia cauterizzato.Utilizzare la cauterizzazione elettrica per sezionare attentamente l'uretere sinistro in una posizione prossimale al bacino renale. Quindi, rimuovere il rene sinistro. Esporre la vena cava inferiore e l'aorta addominale e staccarle dal tessuto adiposo circostante di circa quattro millimetri di lunghezza.Quindi cross clamp ciascuno con due morsetti microvascolari approssimativamente e distalmente di loro. Utilizzare un supporto per micro ago per guidare un ago di sutura monofilamento 10/0, che viene posizionato attraverso la parete dell'aorta dal modo prossimale a quello distale. Un'arteriotomia ellittica di circa un millimetro si ottiene con una leggera trazione verso l'alto della sutura, mentre si taglia direttamente sotto la faccia inferiore dell'ago con forbici sottili e curve.Eseguire l'anastomosi dell'aorta donatore-ricevente in modo end-to-side. Cucire le estremità prossimali e distali dell'anastomosi. Ultimo punto utilizzando due suture 10.0 separate.Dopo aver legato, lasciare le due lunghe suture, compreso l'ago, in posizione. Cucire continuamente il lato sinistro della parete aortale dell'anastomosi con due punti uniformemente distanziati in direzione distale-prossimale. Dopo l'ultimo punto, guidare la sutura attraverso uno spessore parziale della parete del vaso sopra la cravatta di sutura del fodero superiore e contemporaneamente esercitare una leggera trazione fino all'estremità corta della cravatta di sutura inferiore.Nota, in questa nuova tecnica senza nodi, l'ultimo punto non è legato all'estremità corta della cravatta superiore. Capovolgere il rene trapiantato nella sua posizione normale. Ora cuci continuamente la parete destra dell'anastomosi aortale in modo prossimale a distale usando tre punti in modo prossimale a distale.Nota, rispetto alla tecnica chirurgica convenzionale, l'ultima sutura viene fusa con la cravatta distale nelle vicinanze. Non legarlo all'estremità della sutura inferiore, tagliarlo per lasciare una lunghezza libera di circa due o tre millimetri. Tagliare la vena cava inferiore longitudinale con una lunghezza sufficiente di circa 1,5 millimetri.Posizionare questa incisione leggermente al di sotto della sua controparte aortica. Eseguire l'anastomosi venosa utilizzando la stessa procedura di sutura precedentemente descritta con la differenza che sono necessari da quattro a cinque punti per ciascun lato dell'anastomosi. Il punto finale viene lasciato come un'estremità libera di lunghezza simile all'anastomosi aortale sopra descritta.E la nuova tecnica dell'anastomosi senza nodi, l'ultimo punto non è legato ma lasciato libero. Ciò riduce i tempi dell'operazione e consente al chirurgo di aumentare o diminuire le dimensioni dell'anastomosi. Questo miglioramento riduce la difficoltà e le complicanze post-operatorie dell'anastomosi vascolare.Dopo aver completato entrambe le anastomosi, utilizzare un tampone asciutto per esercitare una leggera pressione verso l'area suturata per circa 10-20 secondi. Successivamente, entrambi i morsetti possono essere rimossi. Penetrare attraverso la vescica urinaria del ricevente usando un ago dritto con sutura 10.0 e inserirlo in un lume dell'ago da 21 G per la guida.Ora guida l'ago da 21 G per cucire un foro nel punto della precedente applicazione dell'ago ed estrarre l'ago. Cucire l'estremità dell'uretere tagliata e perforare nuovamente la vescica con questa sutura 10.0 nel punto di ingresso. Trainare il filamento 10.0 e l'uretere nella vescica urinaria attraverso il foro costruito.Anastomosi dell'uretere del donatore nella vescica urinaria del ricevente. Qui, collegare la membrana esterna dell'uretere alla membrana esterna della parete della vescica ed eseguire suture intermittenti con tre o quattro punti. Estrarre la sutura di trazione.Riposizionare l'intestino nella cavità addominale. Eseguire suture a due strati, prima i muscoli addominali seguiti dalla pelle per chiudere la ferita addominale. Posizionare i topi trapiantati in una camera a ossigeno e temperatura controllata per il recupero dopo l'intervento chirurgico.Somministrare un'adeguata analgesia postoperatoria quattro giorni consecutivi dopo l'operazione. Eseguire la nefrectomia controlaterale del topo ricevente cinque giorni dopo l'anestesia del trapianto. Aumentare e registrare lo stato del mouse.Abbiamo confrontato le tecniche di trapianto convenzionali e modificate valutando i cambiamenti istologici dei reni isotrapiantati trapiantati rispetto ai reni controlaterali del ricevente nativo. Sia il grado del trofeo dei tubuli renali che la fibrosi interstiziale renale non sono risultati significativamente diversi rispettivamente quattro e 12 settimane dopo il trapianto. In precedenza abbiamo studiato l'esito di questa nuova tecnica senza nodi e l'abbiamo confrontata con l'approccio classico in termini di aspetti tecnici della procedura interoperatoria e complicanze post-operatorie.La tecnica modificata che viene mostrata qui è stata associata a una minore incidenza di eventi trombotici venosi arteriosi intrainnesto. Il tempo per eseguire la stenosi era significativamente inferiore e si è raggiunto un eccellente isotrapianto renale, sopravvivenza a lungo termine. Il trapianto di rene nei topi è una procedura complicata e all'avanguardia.Questa è una nuova tecnica chirurgica per un'anastomosi vascolare e l'impianto renale impegnata a migliorare il tasso di successo complessivo, rendendolo uno strumento affidabile per studiare la risposta autoimmune dopo il trapianto di rene.

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