Name: repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat
Uploaded: 2022-02-09T15:00:00
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Diese Forschung wurde vom Guangdong Provincial Key Laboratory of Drug Non-clinical Evaluation and Research (Nr. 2018B030323024) und dem Schlüsselprogramm "New Drug Creation" des Guangdong Key Research and Development Plan (Nr. 2019B020202001), dem Guangzhou Fundamental and Application Foundation Research Project (Nr. 202002030249 und Nr. 202002030156) finanziert.

Alle beschriebenen Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Guangdong Lewwin Pharmaceutical Research Institute Co., Ltd. genehmigt. Männliche und weibliche Sprague Dawley (SD) Ratten, ~6-11 Wochen wurden für die Experimente verwendet. Die Ratten wurden nach den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstierenaufgezogen 13.
1. Zubereitung von Tieren
HINWEIS: Alle SD-Ratten, d...

<ol>
	<li>Shravya, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+conference+on+harmonization+of+technical+requirements+for+registration+of+pharmaceuticals+for+human+use.+ICH+M2+EWG.">International conference on harmonization of technical requirements for registration of pharmaceuticals for human use. ICH M2 EWG.</a> Electronic common technical document. , (2014).</li><li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The China Food and Drug Administration (CFDA). , (2015).</li><li>McGuill, M. W., Andrew, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+effects+of+blood+loss:+Implications+for+sampling+volumes+and+techniques.">Biological effects of blood loss: Implications for sampling volumes and techniques.</a> ILAR Journal. 31 (4), 5-20 (1989).</li><li>Aguilar-Mariscal, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oral+pharmacokinetics+of+meloxicam+in+the+rat+using+a+high-performance+liquid+chromatography+method+in+micro-whole-blood+samples.">Oral pharmacokinetics of meloxicam in the rat using a high-performance liquid chromatography method in micro-whole-blood samples.</a> Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 29 (9), 587-592 (2007).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>JoVE. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JoVE+Science+Education+Database.+Blood+Withdrawal+I.">JoVE Science Education Database. Blood Withdrawal I.</a> JoVE. , (2021).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Itziar, F., Arantza, P., Nahia, D., Virginia, P., Juan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+biochemistry+parameters+in+C57BL/6J+mice+after+blood+collection+from+the+submandibular+vein+and+retroorbital+plexus.">Clinical biochemistry parameters in C57BL/6J mice after blood collection from the submandibular vein and retroorbital plexus.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (2), 202-206 (2010).</li><li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice:+A+comparison+of+effects+on+body+weight,+food+consumption+and+tissue+damage.">Sublingual and submandibular blood collection in mice: A comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 352-358 (2010).</li><li>Wren-Dail, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+isoflurane+anesthesia+on+circadian+metabolism+and+physiology+in+rats.">Effect of isoflurane anesthesia on circadian metabolism and physiology in rats.</a> Comparative Medicine. 67 (2), 138-146 (2017).</li><li>National Institute of Health. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edition. , (2011).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Diehl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Casal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+physiological+methods+of+evaluating+median+nerve+regeneration+in+the+rat.">Functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (158), e59767 (2020).</li></ol>

Es gibt bestimmte Vorteile der Blutentnahme aus den Venen subclavia. (1) Da der Ort der Blutentnahme leicht dissoziiert ist und der Venenplexus aufgrund der unterschiedlichen Körperhaltungen der Ratten nicht regelmäßig ist, kann die beschriebene Methode die Position des Venenplexus leicht lokalisieren, während die stabilen und bequemen Körperhaltungen der Ratten beibehalten werden. (2) Die Operation ist einfach und günstig für die schnelle Entwicklung der Fähigkeiten der Techniker und weniger Schmerzen für Tiere...

Gemäß den Richtlinien der Internationalen Konferenz zur Harmonisierung der technischen Anforderungen für die Registrierung von Humanarzneimitteln (ICH)1 und den Richtlinien der National Medical Products Administration (NMPA)2 muss die Anzahl der Blutentnahmezeitpunkte von Ratten in der toxikokinetischen Studie (TK) den Anforderungen der dynamischen Arzneimittelexpositionsbewertung entsprechen. Das ungefähre Gesamtblutvolumen einer Ratte beträgt 55-70 ml/kg Körpergewicht3. Die Entnahmezeitpunkte sind in der Regel innerhalb von 30 Minuten nach der Verabreichung intensiv und nehmen danach ab, und mehr als zehn Blutproben müssen innerhalb von 48 Stunden in Routinetestsentnommen werden 4. Zum Beispiel werden Blutproben zu 12 Zeitpunkten (0 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 45 min, 1 h, 2 h, 3 h, 4 h, 8 h und 12 h) in der TK-Studie von oral verabreichten Medikamenten gesammelt. Forscher müssen wiederholt 200-250 μL Blut bei Ratten sammeln, um qualitativ hochwertiges Plasma für den TK-Testzu erhalten 5.
Die Blutentnahmestellen bei Ratten umfassen Schwanzblutgefäße, retroorbitale Plexusvene, submandibuläre Vene, Herz, Bauchaorta6 und so weiter. Unter ihnen ist die Blutentnahme aus der Schwanzvene von Ratten eine häufig verwendete Methode, die erfahrene und erfahrene Bediener erfordert 7,8. Blut aus der retroorbitalen Plexusvene zu sammeln ist weniger kompliziert; Diese Methode wird jedoch nicht empfohlen, da sie das Sehvermögen der Rattenschädigen kann 9 und Blut aus dem Herzen und der Bauchaorta nur für die endgültige Blutentnahme10 geeignet ist. Es hat sich gezeigt, dass eine andere Methode zur Blutentnahme aus der Vena submandibularis bei einer bewussten Ratte zu mehr Komplikationen führt und eine unzureichende Blutprobenqualität aufzeigt11. Daher können Forscher das Tier betäuben, um die Schwierigkeit der Probenahme zu reduzieren. Dennoch erhöht die Anästhesie auch die Kosten des Experiments, und noch schlimmer ist, dass sie den Stoffwechselzustand von Ratten beeinflusst12. Das vorliegende Protokoll verwendet eine schnelle und unkomplizierte Methode zur Blutentnahme in den Subclavia-Venen von Ratten ohne Anästhesie, die eine genaue Positionierung und eine bilaterale alternierende Blutentnahme ermöglicht, um rechtzeitig und wiederholt qualitativ hochwertige Proben zu erhalten.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.0 mL syringe (with needle, 26 G, 0.45 mm x 15.5 mm)</td>
			<td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Group LTD.(Nanchang, Jiangxi Province, China)</td>
			<td>20210629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% alcohol</td>
			<td>Shandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd. (Dezhou, Shandong Province, China)</td>
			<td>210717</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal source</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd.</td>
			<td>grade: SPF</td>
			<td>laboratory animal production license number: SCXK (Hunan) 2019-0004, laboratory animal quality certificate number: 4307272101972847</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swab</td>
			<td>Caoxian Hualu Sanitary Materials Co., Ltd.(Heze, Shandong Province, China)</td>
			<td>20210301</td>
			<td>Need to be sterilized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td>Shenzhen Codos Electric Appliance Co. , Ltd.(Shenzhen, Guangdong Province, China)</td>
			<td>CP-6800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EP tube, 1.5 mL</td>
			<td>Genetimes ExCell Technology,Inc.(Shanghai, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium (2 mL:12500 IU)</td>
			<td>Tianjin biochem pharmaceutical Co.,Ltd(Tianjing, China)</td>
			<td>51200702</td>
			<td>Prepare 1250 IU/mL heparin sodium solution. Add heparin sodium solution into the EP tube in advance and make it evenly distributed on the wall of the EP tube, and dry it at 60&#176;C for use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labtip (volume range 5-200 &#956;L)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific Oy</td>
			<td>94300120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low speed refrigerated centrifuge</td>
			<td>Hunan Xiangyi Laboratory Instrument Development Co., Ltd.(Changsha, Hunan Province, China)</td>
			<td>L535R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette gun (20-200 &#956;L)</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>12N92305</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats (SD)</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd. (Changsha, Hunan Province, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp tool container</td>
			<td>Taizhou Huangyan Yikang Plastic Factory (Taizhou, Zhejiang Province, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye drop</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>This reagent is not a commodity and the manufacturer requires it to be tested. In the principle of confidentiality, the manufacturer and model cannot be provided.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat

Ratten werden häufig in pharmakokinetischen (PK) und toxikokinetischen (TK) Studien verwendet, bei denen zu bestimmten Zeitpunkten eine bestimmte Menge Blut gesammelt werden muss, um die Arzneimittelexposition nachzuweisen. Die Rattenblutentnahmemethode bestimmt die Qualität des Plasmas und beeinflusst darüber hinaus die Genauigkeit der Testergebnisse. Die in diesem Protokoll beschriebene Blutentnahmemethode der Subclavia-Vene sammelt wiederholt Blutproben im Bewusstseinszustand von Tieren, um die Anforderungen von PK- und TK-Tests zu erfüllen. Die Fähigkeiten der zurückhaltenden Handhabung und das geeignete Verfahren der Nadelstiche gewährleisten die Erfolgsrate der Blutentnahme. Es ist einfach zu bedienen und gewährleistet gleichzeitig die Qualität des Plasmas und trägt gleichzeitig dem Tierwohl Rechnung. Diese Methode erfordert jedoch eine fachmännische Bedienung, und eine unsachgemäße Methode kann Tierschwäche, Schmerzen, Lahmheit und sogar Sterblichkeit verursachen. Die aktuelle Methode wurde in der Testeinrichtung für eine 4-wöchige orale Toxizitätsstudie an Sprague Dawley (SD) Ratten mit TK angewendet. Die maximale Blutmenge, die innerhalb von 24 Stunden entnommen wurde, überstieg 20 % des Gesamtblutes des Tieres nicht. Das Körpergewicht der Tiere betrug mehr als 200 g bei Männchen und Weibchen. Die Daten zeigten, dass das Körpergewicht der Tiere jede Woche stetig zunahm und die klinische Beobachtung nach wiederholter Probenentnahme normal war.

Gute Plasmaproben aus der Vena subclavia waren durchscheinend hellgelb (Abbildung 4, linkes Röhrchen). Eine unsachgemäße Blutentnahme oder -manipulation führte zu einer Hämolyse (Abbildung 4, rechter Schlauch).
Die Daten der Testeinrichtung zeigten, dass in einer 4-wöchigen oralen Toxizitätsstudie eines Augentropfens bei SD-Ratten mit TK zweimal Blutproben zu 9 Zeitpunkten (0 h, 0,167 h, 0,5 h, 1 h, 2 h, 4 h, 8 h, 12 h und 24 h...

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Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Blutentnahme aus der Vena subclavia bei Ratten. Es ermöglicht eine schnelle, zeitnahe und leicht identifizierbare Probenahme ohne Anästhesie und erhält qualitativ hochwertiges Blut durch wiederholte Probenentnahme.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

In Pharmakokinetik- und Toxikokinetik-Studien müssen wir eine bestimmte Menge Blut zu bestimmten Zeitpunkten bei Ratten sammeln, um die Arzneimittelexposition nachzuweisen. Diese Studie beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Blutentnahme aus der Vena subclavia bei Ratten in diesem Protokoll. Diese Technik ermöglicht eine wiederholte, zeitnahe und leicht identifizierbare Probenahme ohne Anästhesie und erhält qualitativ hochwertiges Blut durch wiederholte Probenentnahme.Sie sollten die Anatomie der Vena subclavia, die Fähigkeit zur Rattenzurückhaltung und die Nadelspitze kennen. Die Methode ist riskant und erfordert einen qualifizierten Fachmann. Finden Sie zunächst den tiefsten Punkt der dreieckigen Fossa subclavia zwischen Hals und Vorderbein bei einer Ratte.Bewegen Sie sich etwa zwei bis drei Millimeter in Richtung Kopf und erreichen Sie die Nadelspitze an der Blutentnahmestelle. Entfernen Sie die Haare mit einem elektrischen Rasierer. Um den Kopf, den Hals und die Brust der Ratte aufrecht zu halten, fassen Sie die Haut am Nacken mit einer Hand und legen Sie die Injektionsstelle frei.Begradigen Sie die Vordergliedmaßen an der Seite der Injektionsstelle, um ihre Höhe zu halten. Halten Sie die Spritze mit der anderen Hand parallel zum Kopf der Ratte und neigen Sie die Spritze um fünf bis 10 Grad nach außen, so dass die Spitze in die ventrale Richtung geneigt ist. Führen Sie die Nadel vollständig in die vordere Höhle ein.Ziehen Sie die Spritze zurück, um den Unterdruck mit dem Schlauch aufrechtzuerhalten. Bewegen Sie die Nadel langsam von tief nach flach und gehen Sie den gleichen Weg zurück. Wenn Blut in die Spritzennadel eingedrungen ist, fixieren Sie die Position der Nadel.Abhängig vom Gewicht und der Gesundheit der Ratten ist die maximale Blutmenge zu überwachen, die gemäß den vom Tierpflege- und -verwendungsausschuss der Einrichtung festgelegten Standards festgelegt wird. In Ermangelung anderer Anforderungen dürfen innerhalb von 24 Stunden nicht mehr als 20 % des gesamten Blutvolumens des Tieres entnommen werden. Wenn genügend Blutprobe entnommen ist, ziehen Sie die Spritze sofort heraus und bereiten Sie sich auf die Blutbehandlung vor.Drucken Sie die Injektionsstelle der Ratte für ein bis zwei Minuten, um die Blutung zu stoppen. Da sich die Entnahmestelle im unteren Teil des Halses befindet, drücken Sie die Haut der Vena subclavia zusammen, um die Blutung zu stoppen, indem Sie darauf drücken. Entfernen Sie die Nadel aus der Spritze und entsorgen Sie sie im scharfen Werkzeugbehälter.Übertragen Sie das Blut langsam aus der Spritze in ein 1,5-Milliliter-Röhrchen. Drücken Sie die Spritze gegen die Wand, um Blasenbildung zu vermeiden. Schließen Sie den Deckel des Mikrozentrifugenröhrchens und schnippen Sie vorsichtig daran.Mischen Sie das Blut gründlich mit dem Antikoagulans, indem Sie es mindestens fünfmal auf den Kopf stellen. Innerhalb von 120 Minuten nach dem Sammeln des Plasmas wird die Vollblutprobe bei 2.000 RCF für 10 bis 15 Minuten bei Raumtemperatur zentrifugiert. Verwenden Sie eine Pipettenpistole, um das obere Plasma in ein frisches Mikrozentrifugenröhrchen zu überführen.Berühren Sie den Pipettenkopf nicht mit dem unteren Vollblut. Entsorgen Sie das mit den roten Blutkörperchen kontaminierte Plasma oder zentrifugieren Sie es erneut. Plasmaproben, die genau aus der Vena subclavia entnommen wurden, waren durchscheinend hellgelb.Unsachgemäße Blutentnahme oder Manipulation führte zu Hämolyse. Bei der ersten Probenahme lag das Körpergewicht des männlichen Tieres zwischen 268 und 297 Gramm und bei den Weibchen bei etwa 214 bis 239 Gramm. Bei der letzten Probenahme lag das Körpergewicht des männlichen Tieres zwischen 376 und 462 Gramm und bei den Weibchen bei etwa 254 bis 300 Gramm.Zwischen der toxikokinetischen Blutentnahme lag ein Abstand von 28 Tagen. Das Körpergewicht des Tieres nahm jede Woche stetig zu und die klinische Beobachtung war normal. Die präzise Nadeleinstichmethode und der präzise Nadeleinstichwinkel können eine reibungslose Blutentnahme gewährleisten und Risiken vermeiden.Diese Operation erfordert wiederholtes Üben.

Research

JoVE Journal

Medicine

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Hyperinsulinämische-euglykämische Clamp in der Conscious Rat

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, ...

Forschung

Medizin

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

Blutentnahme durch Subclavian-Vein-Punktion in Mäusen

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Mikrochirurgische Fähigkeiten zur Etablierung einer permanenten Jugularvenenkanülierung bei Ratten zur seriellen Blutentnahme von oral verabreichtem Medikament

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Long-Term Continuous Measurement of Renal Blood Flow in Conscious Rats

Kontinuierliche Langzeitmessung des renalen Blutflusses bei bewussten Ratten

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital ...

Dynamic Continuous Blood Extraction from Rat Heart via Noninvasive Microdialysis Technique

Dynamic Continuous Blood Extraction from Rat Heart via Noninvasive Microdialysis Technique

Dynamische kontinuierliche Blutentnahme aus Rattenherzen mittels nicht-invasiver Mikrodialysetechnik

Dynamic analysis of blood components is of great importance in understanding cardiovascular diseases and their related diseases, such as myocardial ...

Comparative Study of Blood Collection Techniques in Rats

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Context Dependent Blood Collection Methods in Rats (Video) | JoVE

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...