Name: repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat
Uploaded: 2022-02-09T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat at JoVE.com

Denna forskning finansierades av Guangdong Provincial Key Laboratory of Drug Non-clinical Evaluation and Research (No.2018B030323024) och Key Program "New Drug Creation" av Guangdong Key Research and Development Plan (No.2019B020202001), Guangzhou Fundamental and Application Foundation Research Project (No.202002030249 och No.202002030156).

Alla djurförsök som beskrivs godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) i Guangdong Lewwin Pharmaceutical Research Institute Co., Ltd. Manliga och kvinnliga Sprague Dawley (SD) råttor, ~ 6-11 veckor användes för experimenten. Råttorna föddes upp enligt riktlinjerna för skötsel och användning av försöksdjur13.
1. Beredning av djur
OBS: Alla SD-råttor som användes i denna studie var vakna och ...

<ol>
	<li>Shravya, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+conference+on+harmonization+of+technical+requirements+for+registration+of+pharmaceuticals+for+human+use.+ICH+M2+EWG.">International conference on harmonization of technical requirements for registration of pharmaceuticals for human use. ICH M2 EWG.</a> Electronic common technical document. , (2014).</li><li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The China Food and Drug Administration (CFDA). , (2015).</li><li>McGuill, M. W., Andrew, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+effects+of+blood+loss:+Implications+for+sampling+volumes+and+techniques.">Biological effects of blood loss: Implications for sampling volumes and techniques.</a> ILAR Journal. 31 (4), 5-20 (1989).</li><li>Aguilar-Mariscal, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oral+pharmacokinetics+of+meloxicam+in+the+rat+using+a+high-performance+liquid+chromatography+method+in+micro-whole-blood+samples.">Oral pharmacokinetics of meloxicam in the rat using a high-performance liquid chromatography method in micro-whole-blood samples.</a> Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 29 (9), 587-592 (2007).</li><li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies:+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling.">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li><li>JoVE. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JoVE+Science+Education+Database.+Blood+Withdrawal+I.">JoVE Science Education Database. Blood Withdrawal I.</a> JoVE. , (2021).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+vein+puncture+as+an+alternative+method+of+blood+sample+collection+in+rats.">Subclavian vein puncture as an alternative method of blood sample collection in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), e58499 (2018).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+blood+collection+from+tail+vein+of+non-anesthetized+rats+with+a+vacuum+blood+collection+system.">Repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), e55852 (2017).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Itziar, F., Arantza, P., Nahia, D., Virginia, P., Juan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+biochemistry+parameters+in+C57BL/6J+mice+after+blood+collection+from+the+submandibular+vein+and+retroorbital+plexus.">Clinical biochemistry parameters in C57BL/6J mice after blood collection from the submandibular vein and retroorbital plexus.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (2), 202-206 (2010).</li><li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice:+A+comparison+of+effects+on+body+weight,+food+consumption+and+tissue+damage.">Sublingual and submandibular blood collection in mice: A comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 352-358 (2010).</li><li>Wren-Dail, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+isoflurane+anesthesia+on+circadian+metabolism+and+physiology+in+rats.">Effect of isoflurane anesthesia on circadian metabolism and physiology in rats.</a> Comparative Medicine. 67 (2), 138-146 (2017).</li><li>National Institute of Health. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th edition. , (2011).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Diehl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Casal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+and+physiological+methods+of+evaluating+median+nerve+regeneration+in+the+rat.">Functional and physiological methods of evaluating median nerve regeneration in the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (158), e59767 (2020).</li></ol>

Det finns vissa fördelar med att samla blod från de subklaviska venerna. (1) Eftersom platsen för bloduppsamlingen lätt dissocieras och venös plexus inte är regelbunden på grund av råttornas olika ställningar, kan den beskrivna metoden enkelt lokalisera positionen för venös plexus samtidigt som råttornas stabila och bekväma ställningar bibehålls. (2) Operationen är enkel och gynnsam för snabb utveckling av teknikers färdigheter och mindre smärta för djur. (3) Ett driftläge för att göra djuret bekv?...

Enligtriktlinjerna 1 från International Conference on Harmonization of Technical Requirements for Registration of Pharmaceuticals for Human Use (ICH) och National Medical Products Administration (NMPA) Guidelines2 måste antalet blodinsamlingstidpunkter för råttor i den toxikokinetiska (TK) studien uppfylla kraven i den dynamiska bedömningen av läkemedelsexponering. Den ungefärliga totala blodvolymen hos en råtta är 55-70 ml / kg kroppsvikt3. Insamlingstiderna är i allmänhet intensiva inom 30 minuter efter dosering och minskar efter det, och mer än tio blodprover måste samlas in inom 48 timmar vid rutintestning4. Till exempel samlas blodprover vid 12-tidpunkter (0 min, 5 min, 10 min, 15 min, 30 min, 45 min, 1 h, 2 h, 3 h, 4 h, 8 h och 12 h) i TK-studie av oralt administrerade läkemedel. Forskare måste upprepade gånger samla 200-250 μL blod hos råttor för att få högkvalitativ plasma för TK-testning5.
Bloduppsamlingsställena hos råttor inkluderar svansblodkärl, retroorbital plexusven, submandibulär ven, hjärta, bukaorta6 och så vidare. Bland dem är blodinsamling från den kaudala venen hos råttor en ofta använd metod, vilket kräver erfarna och skickliga operatörer 7,8. Att samla blod från retro-orbital plexusvenen är mindre komplicerat; Denna metod rekommenderas dock inte eftersom den kan skada råttornas syn9, och blod från hjärtat och bukaortan är endast lämpligt för slutlig blodprovstagning10. En annan metod för att samla blod från den submandibulära venen i en medveten råtta har visat sig resultera i fler komplikationer och avslöjade otillräcklig blodprovskvalitet11. Därför kan forskare bedöva djuret för att minska svårigheten att provta. Ändå ökar anestesin också kostnaden för experimentet, och mer allvarligt kommer det att påverka det metaboliska tillståndet hos råttor12. Det nuvarande protokollet använder en snabb och enkel metod för att samla blod i de subklaviska venerna hos råttor utan anestesi, vilket möjliggör noggrann positionering och bilateral alternerande blodinsamling för att erhålla högkvalitativa prover i tid och upprepat.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.0 mL syringe (with needle, 26 G, 0.45 mm x 15.5 mm)</td>
			<td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Group LTD.(Nanchang, Jiangxi Province, China)</td>
			<td>20210629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% alcohol</td>
			<td>Shandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd. (Dezhou, Shandong Province, China)</td>
			<td>210717</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal source</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd.</td>
			<td>grade: SPF</td>
			<td>laboratory animal production license number: SCXK (Hunan) 2019-0004, laboratory animal quality certificate number: 4307272101972847</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swab</td>
			<td>Caoxian Hualu Sanitary Materials Co., Ltd.(Heze, Shandong Province, China)</td>
			<td>20210301</td>
			<td>Need to be sterilized.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric shaver</td>
			<td>Shenzhen Codos Electric Appliance Co. , Ltd.(Shenzhen, Guangdong Province, China)</td>
			<td>CP-6800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EP tube, 1.5 mL</td>
			<td>Genetimes ExCell Technology,Inc.(Shanghai, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin sodium (2 mL:12500 IU)</td>
			<td>Tianjin biochem pharmaceutical Co.,Ltd(Tianjing, China)</td>
			<td>51200702</td>
			<td>Prepare 1250 IU/mL heparin sodium solution. Add heparin sodium solution into the EP tube in advance and make it evenly distributed on the wall of the EP tube, and dry it at 60&#176;C for use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labtip (volume range 5-200 &#956;L)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific Oy</td>
			<td>94300120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low speed refrigerated centrifuge</td>
			<td>Hunan Xiangyi Laboratory Instrument Development Co., Ltd.(Changsha, Hunan Province, China)</td>
			<td>L535R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette gun (20-200 &#956;L)</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>12N92305</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats (SD)</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd. (Changsha, Hunan Province, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp tool container</td>
			<td>Taizhou Huangyan Yikang Plastic Factory (Taizhou, Zhejiang Province, China)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye drop</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>This reagent is not a commodity and the manufacturer requires it to be tested. In the principle of confidentiality, the manufacturer and model cannot be provided.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat

Råttor används ofta i farmakokinetiska (PK) och toxikokinetiska (TK) studier som behöver samla en viss mängd blod vid specifika tidpunkter för att upptäcka läkemedelsexponering. Provtagningsmetoden för råttblod bestämmer plasmans kvalitet och påverkar ytterligare testresultatens precision. Den subklaviska blodinsamlingsmetoden som beskrivs i detta protokoll samlar blodprover upprepade gånger i djurens medvetna tillstånd för att möta behoven hos PK- och TK-test. Färdigheterna i fasthållningshantering och lämplig procedur för nålsnitt säkerställer framgångsgraden för blodinsamling. Det är lätt att använda samtidigt som kvaliteten på plasma säkerställs och samtidigt tillgodoser djurens välbefinnande. Denna metod kräver emellertid skicklig drift, och en felaktig kan orsaka djursvaghet, smärta, lameness och till och med dödlighet. Den nuvarande metoden har använts i testanläggningen för en 4-veckors oral toxicitetsstudie på Sprague Dawley (SD) råttor med TK. Den maximala mängden blod som samlades in inom 24 timmar översteg inte 20% av djurets totala blod. Djurens kroppsvikt var mer än 200 g för män och kvinnor. Data visade att djurens kroppsvikt ökade stadigt varje vecka, och den kliniska observationen var normal efter upprepad provtagning.

Bra plasmaprover från den subklaviska venen var genomskinliga blekgula (figur 4, vänster rör). Felaktig blodinsamling eller manipulation resulterade i hemolys (figur 4, höger rör).
Testanläggningens data visade att i en 4-veckors oral toxicitetsstudie av en ögondroppe hos SD-råttor med TK samlades blodprover två gånger vid 9-tidpunkter (0 timmar, 0,167 timmar, 0,5 timmar, 1 timmar, 2 timmar, 4 timmar, 8 timmar, 12 timmar och...

Watch this Scientific Journal Video about Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat at JoVE.com

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Detta protokoll beskriver en enkel och effektiv metod för att samla blod från den subklaviska venen hos råttor. Det möjliggör snabb, snabb och lätt identifierbar provtagning utan anestesi och erhåller högkvalitativt blod genom repetitiv provinsamling.

Repetitiv blodprovtagning från den subklaviska venen hos medveten råtta

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

I farmakokinetiska och toxikokinetiska studier måste vi samla in en viss mängd blod vid specifika tidpunkter hos råttor för att upptäcka läkemedelsexponering. Denna studie beskriver en enkel och effektiv metod för att samla blod från den subklaviska venen hos råttor i detta protokoll. Denna teknik möjliggör upprepad, snabb och lätt identifierbar provtagning utan anestesi och erhåller högkvalitativt blod genom repetitiv provinsamling.Du bör känna till anatomin hos den subklaviska venen, kapabel råttfasthållning och nålpunkten. Metoden är riskabel och kräver en kvalificerad professionell. Börja med att hitta den lägsta punkten i den subklaviska triangulära fossan mellan nacken och frambenet i en råtta.Flytta ungefär två till tre millimeter mot huvudet och nå nålpunkten vid bloduppsamlingsplatsen. Ta bort håret med en elektrisk rakapparat. För att hålla råttans huvud, nacke och bröst upprätt, ta tag i huden på baksidan av nacken med en hand och exponera injektionsstället.Räta ut frambenet på sidan av injektionsstället för att bibehålla dess nivå. Håll sprutan parallellt med råttans huvud med den andra handen och luta sprutan utåt fem till 10 grader, så att spetsen lutas mot ventralriktningen. För in nålen helt i den främre håligheten.Dra tillbaka sprutan för att bibehålla undertrycket med röret. Flytta långsamt nålen från djup till grund och tillbaka samma väg. När blod har kommit in i sprutnålen, fixa nålens position.Beroende på råttornas vikt och hälsa, övervaka den maximala blodmängden som ska dras i enlighet med de standarder som fastställts av institutionens djurvårds- och användningskommitté. I avsaknad av andra krav, ta inte bort mer än 20% av djurets totala blodvolym inom 24 timmar. När tillräckligt blodprov har samlats in, dra omedelbart ut sprutan och förbered dig för blodbehandling.Tryck på råttans injektionsställe i en till två minuter för att stoppa blödningen. Eftersom uppsamlingsstället ligger i nedre delen av nacken, kläm fast huden på den subklaviska venen för att stoppa blödningen genom att trycka på den. Ta bort nålen från sprutan och kasta den i den vassa verktygsbehållaren.Överför långsamt blodet från sprutan till ett 1,5 ml rör. Tryck sprutan mot väggen för att undvika bubbelbildningar. Stäng locket på mikrocentrifugröret och vrid det försiktigt.Blanda blodet med antikoagulanten noggrant genom att vända det upp och ner minst fem gånger. Inom 120 minuter efter insamling av plasma, centrifugera hela blodprovet vid 2 000 RCF i 10 till 15 minuter vid rumstemperatur. Använd en pipettpistol för att överföra den övre plasman till ett nytt mikrocentrifugrör.Rör inte pipetthuvudet med det nedre helblodet. Kassera eller centrifugera plasma som är förorenad med de röda blodkropparna. Plasmaprover som noggrant samlats in från den subklaviska venen var genomskinliga blekgula.Felaktig blodinsamling eller manipulation resulterade i hemolys. Under den första provtagningen var handjurets kroppsvikt mellan 268 och 297 gram och cirka 214 till 239 gram för honorna. Under den sista provtagningen var handjurets kroppsvikt mellan 376 och 462 gram och cirka 254 till 300 gram för honorna.Det var ett gap på 28 dagar mellan den toxikokinetiska blodinsamlingen. Djurets kroppsvikt ökade stadigt varje vecka och den kliniska observationen var normal. Den exakta nålinsättningsmetoden och vinkeln kan säkerställa smidig blodinsamling och undvika risker.Denna operation kräver upprepad övning.

Research

JoVE Journal

Medicine

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp in the Conscious Rat

Hyperinsulinemic-Euglycemic Clamp i det medvetna Rat

Type 2 diabetes (T2D) is rapidly rising in prevalence. Characterized by either inadequate insulin production or the inability to utilize insulin produced, ...

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Femoral arteriell och venös Kateterisering för Blodprovstagning, Drug Administration och medvetna Blodtryck och hjärta Mått Rate

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Kateterisering av halspulsådern och halsvenen att utföra Hemodynamiska Åtgärder, infusioner och Blodprovstagning på ett medvetet Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Upprepade blodinsamling från svans åder av icke-sövda råttor med ett System för insamling av vakuum blod

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Subclavia ven punktering som en alternativ metod för blod provtagning hos råttor

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

Blod insamling genom subclavia vein punktering hos möss

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Mikrokirurgiska färdigheter för att etablera permanent jugulär venkanylering hos råttor för seriell blodprovtagning av oralt administrerat läkemedel

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Long-Term Continuous Measurement of Renal Blood Flow in Conscious Rats

Långsiktig kontinuerlig mätning av njurblodflödet hos medvetna råttor

The kidneys play a crucial role in maintaining the homeostasis of body fluids. The regulation of renal blood flow (RBF) is essential to the vital ...

Dynamic Continuous Blood Extraction from Rat Heart via Noninvasive Microdialysis Technique

Dynamic Continuous Blood Extraction from Rat Heart via Noninvasive Microdialysis Technique

Dynamisk kontinuerlig blodextraktion från råtthjärta via icke-invasiv mikrodialysteknik

Dynamic analysis of blood components is of great importance in understanding cardiovascular diseases and their related diseases, such as myocardial ...

Comparative Study of Blood Collection Techniques in Rats

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Context Dependent Blood Collection Methods in Rats (Video) | JoVE

Modifierad svansven- och penisvenpunktion för blodprovtagning i råttmodellen

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...