Name: three-dimensional characterization of interorganelle contact sites in hepatocytes using serial section electron microscopy
Uploaded: 2022-06-09T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy at JoVE.com

Vi takker Joanna Hanley, Rebecca Fiadeiro og Ania Straatman-Iwanowska for ekspert teknisk assistanse. Vi takker også Stefan lab medlemmer og Ian J. White for nyttige diskusjoner. J.J.B. støttes av MRC-finansiering til MRC Laboratory of Molecular Cell Biology ved UCL, priskode MC_U12266B. C.J.S. støttes av MRC-finansiering til MRC Laboratory of Molecular Cell Biology University Unit ved UCL, priskode MC_UU_00012/6. P.G. er finansiert av Det europeiske forskningsrådet, tilskuddskode ERC-2013-StG-337057.

Alle dyrene ble plassert i samsvar med uk Home Office retningslinjer, og vev høsting ble utført i samsvar med UK Animal (Scientific Procedures) Act 1986.
1. Prøvefiksering og forberedelse
<ol><li>Disseker levervevet i passende størrelsesstykker, ca. 8 mm x 8 mm x 3 mm, og legg bitene i varm fosfatbufret saltvann (PBS, 37 °C).</li>
	<li>Injiser romtemperatur (20-25 °C) fikseringsmiddel (1,5% glutaraldehyd i 1% sukrose, 0,1 M natriumkakroktylat) i leverbitene og overfør...

En tilgjengelig vEM-teknikk for visualisering av organellstruktur og interaksjoner i 3D er beskrevet i denne protokollen. Morfologien til interorganelle kontakter i hepatocytter presenteres som en casestudie her. Imidlertid har denne tilnærmingen også blitt brukt til å undersøke en rekke andre prøver og forskningsområder, inkludert Schwann celle-endotelinteraksjoner i perifere nerver45, Weibel Palade Body biogenese i endotelceller46, lastsekresjon i nyreceller<sup cla...

Siden oppfinnelsen på 1930-tallet har elektronmikroskoper gjort det mulig for forskere å visualisere strukturkomponentene i celler og vev 1,2. De fleste undersøkelser har gitt 2D-informasjon, da bygging av 3D-modeller krever omhyggelig seriell seksjonsinnsamling, manuell fotografering, negativ behandling, manuell sporing og opprettelse og montering av 3D-modeller fra glassplater, plast eller Styrofoam 3,4. Nesten 70 år senere har det vært betydelige fremskritt i mange aspekter av prosessen, fra mikroskopytelse, seriell seksjonssamling, automatisert digital bildebehandling, sofistikert programvare og maskinvare for 3D-rekonstruksjon, visualisering og analyse til alternative tilnærminger for det som nå kalles samlet volum EM (vEM). Disse vEM-teknikkene vurderes generelt å gi 3D ultrastrukturell informasjon ved nanometeroppløsninger på tvers av mikronvekter og omfatter transmisjonselektronmikroskopi (TEM) og nyere skanningselektronmikroskopiteknikker (SEM). se anmeldelser 5,6,7,8.
For eksempel bruker fokusert ionstråle SEM (FIB-SEM) en fokusert ionstråle inne i en SEM for å frese bort overflaten av blokken mellom sekvensielle SEM-bildeskanninger av blokkens overflate, slik at den gjentatte automatiserte fresingen / avbildningen av en prøve og bygge opp et 3D-datasett for rekonstruksjon 9,10. I motsetning bruker serieblokkflaten SEM (SBF-SEM) en ultramikrotomi inne i SEM for å fjerne materiale fra blokkflaten før bildebehandling11,12, mens matrisetomografi er en ikke-ødeleggende prosess som krever innsamling av serielle seksjoner, på coverlips, wafers eller tape, før du setter opp en automatisert arbeidsflyt for avbildning av interesseområdet i sekvensielle seksjoner i SEM for å generere 3D-datasettet13 . I likhet med matrisetomografi krever seriell seksjon TEM (ssTEM) at fysiske seksjoner samles inn før avbildning. Disse seksjonene samles imidlertid inn på TEM-rutenett og avbildet i en TEM 14,15,16. ssTEM kan utvides ved å utføre tilt tomografi 17,18,19. Seriell vippetomografi gir den beste oppløsningen i x, y og z, og selv om den har blitt brukt til å rekonstruere hele celler20, er det rimelig utfordrende. Denne protokollen fokuserer på de praktiske aspektene ved ssTEM som den mest tilgjengelige vEM-teknikken som er tilgjengelig for mange EM-laboratorier som for øyeblikket ikke har tilgang til spesialiserte seksjonerings- eller vEM-instrumenter, men som vil ha nytte av å generere 3D vEM-data.
Seriell ultramikrotomi for 3D-rekonstruksjon har tidligere vært ansett som utfordrende. Det var vanskelig å kutte rette bånd av jevn seksjonstykkelse, kunne ordne og plukke opp bånd av riktig størrelse, i riktig rekkefølge, på rutenett med tilstrekkelig støtte, men uten rutenettstenger som skjuler interesseområder, og viktigst av alt, uten å miste seksjoner, da en ufullstendig serie kan forhindre full 3D-rekonstruksjon21. Forbedringer av kommersielle ultramikrotomer, diamantskjæring og trimming av kniver 22,23, elektron lucent støttefilmer på rutenett21,24, og lim for å hjelpe seksjonsadhesjon og båndbevaring13,21 er bare noen av de inkrementelle fremskrittene gjennom årene som har gjort teknikken mer rutinemessig i mange laboratorier. Når serielle seksjoner er samlet inn, er seriell bildebehandling i TEM grei og kan gi EM-bilder med subnanometer px størrelser i x og y, slik at høyoppløselig avhør av subcellulære strukturer -et potensielt krav for mange forskningsspørsmål. Casestudien som presenteres her viser bruk av ssTEM og 3D-rekonstruksjon i studiet av endoplasmatisk retikulum (ER)-organelle kontakter i lever hepatocytter, hvor ER-organelle kontakter først ble observert 25,26.
Mens den er sammenhengende med atomkonvolutten, tar ER også nær kontakt med mange andre celleorganeller, inkludert lysosomer, mitokondrier, lipiddråper og plasmamembranen27. ER-organelle kontakter har vært involvert i lipidmetabolisme28, fosfoinositid og kalsiumsignalering29, autofagiregulering og stressrespons30,31. ER-organelle kontakter og andre interorganelle kontakter er svært dynamiske strukturer som reagerer på cellulære metabolske behov og ekstracellulære signaler. De har vist seg å variere morfologisk i størrelse og form og avstandene mellom organellemembraner32,33. Det antas at disse ultrastrukturelle forskjellene sannsynligvis vil gjenspeile deres forskjellige protein / lipidsammensetninger og funksjon34,35. Det er imidlertid fortsatt en utfordrende oppgave å definere interorganelle kontakter og analysere dem36. Derfor er det nødvendig med en pålitelig, men enkel protokoll for å undersøke og karakterisere interorganelle kontakter for videre undersøkelser.
Siden ER-organelle kontakter kan variere fra 10 til 30 nm i membran-til-membran separasjon, har gullstandarden for identifikasjon historisk vært TEM. Tynnseksjon TEM har avdekket spesifikk lokalisering av underdomene for residente ER-proteiner ved distinkte membrankontakter37. Tradisjonelt har dette avdekket ER-organelle kontakter med NM-oppløsning, men ofte bare presentert en 2D-visning av disse interaksjonene. VEM-tilnærminger avslører imidlertid den ultrastrukturelle presentasjonen og konteksten til disse kontaktsidene i 3D, noe som muliggjør full rekonstruksjon av kontakter og mer nøyaktig klassifisering av kontakter (punkt vs. rørformet vs. cisternal-lignende) og kvantifisering38,39. I tillegg til å være den første celletypen der ER-organelle kontakter ble observert25,26, har hepatocytter et omfattende system av andre interorganelle kontakter som tjener viktige roller i deres arkitektur og fysiologi28,40. Imidlertid mangler fortsatt grundig morfologisk karakterisering av ER-organelle og andre interorganelle kontakter i hepatocytter. Følgelig er hvordan interorganelle kontakter dannes og omdanner under regenerering og reparasjon spesielt relevant for hepatocyt biologi og leverfunksjon.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.22 &#181;m syringe filter</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.1826.001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum trays</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>AGG3912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amira v6</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td></td>
			<td>https://www.thermofisher.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>C/4960/PB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DDSA/Dodecenyl Succinic Anhydride</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T027</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond knife</td>
			<td>DiaTOME</td>
			<td>ultra 45&#176;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMP-30/2,4,6-tri (Dimethylaminomethyl) phenol</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>D032</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Tweezers N5</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>AGT5293</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>https://imagej.net/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji TrakEM2 plugin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>https://imagej.net/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde 36% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>F003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formvar coated slot grid</td>
			<td>Homemade</td>
			<td></td>
			<td>Alternative: EMS diasum (FF2010-Cu)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottle with applicator rod</td>
			<td>Medisca</td>
			<td>6258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15364769</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gluteraldehyde 25% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>G011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MNA/Methyl Nadic Anhydride</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>M011</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium Tetroxide 2% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>O005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Ferricyanide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P-8131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene oxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E/0050/PB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reuseable adhesive</td>
			<td>Blue Tack</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reynolds Lead Citrate</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>L037</td>
			<td>Section stain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C-0250</td>
			<td>to make 0.1 M Caco buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Glue</td>
			<td>RS Components</td>
			<td>918-6872</td>
			<td>Cyanoacrylate glue, Step 1.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TAAB 812 Resin</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T023</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tannic acid</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T9284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two part Epoxy Resin</td>
			<td>RS Components</td>
			<td>132-605</td>
			<td>Alternative: Step 2.13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>UC7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibrating microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>100 &#181;m thick slices, 0.16 mm/s cutting at 1 mm amplitude .</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weldwood Original Contact cement</td>
			<td>DAP</td>
			<td>107</td>
			<td>Contact adhesive: Step 3.1.4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

three-dimensional characterization of interorganelle contact sites in hepatocytes using serial section electron microscopy

Transmisjonselektronmikroskopi har lenge vært ansett for å være gullstandarden for visualisering av cellulær ultrastruktur. Imidlertid er analysen ofte begrenset til to dimensjoner, noe som hemmer evnen til å beskrive den tredimensjonale (3D) ultrastrukturelle og funksjonelle forholdet mellom organeller fullt ut. Volumelektronmikroskopi (vEM) beskriver en samling teknikker som muliggjør forhør av cellulær ultrastruktur i 3D ved mesoskala, mikroskala og nanoskala oppløsninger. 
Denne protokollen gir en tilgjengelig og robust metode for å skaffe vEM-data ved hjelp av seriell seksjonsoverføring EM (TEM) og dekker de tekniske aspektene ved prøvebehandling til digital 3D-rekonstruksjon i en enkelt, grei arbeidsflyt. For å demonstrere nytten av denne teknikken presenteres 3D ultrastrukturelle forholdet mellom endoplasmisk retikulum og mitokondrier og deres kontaktsteder i lever hepatocytter. Interorganelle kontakter tjener viktige roller i overføringen av ioner, lipider, næringsstoffer og andre små molekyler mellom organeller. Til tross for deres første oppdagelse i hepatocytter, er det imidlertid fortsatt mye å lære om deres fysiske egenskaper, dynamikk og funksjoner. 
Interorganelle kontakter kan vise en rekke morfologier, varierende i nærheten av de to organellene til hverandre (vanligvis ~ 10-30 nm) og omfanget av kontaktstedet (fra punktering av kontakter til større 3D-cisternal-lignende kontakter). Undersøkelsen av nære kontakter krever høyoppløselig avbildning, og seriell seksjon TEM er godt egnet til å visualisere 3D ultrastrukturell interorganelle kontakter under hepatocytdifferensiering, samt endringer i hepatocyttarkitektur forbundet med metabolske sykdommer.

For denne teknikken velges interesseområder basert på det biologiske forskningsmålet og identifiseres før trimning og seksjonering av innebygd vev. På samme måte kan størrelsen på blokkflaten dikteres av forskningsspørsmålet; I dette tilfellet ble prøven trimmet for å etterlate en blokkskive på ca. 0,3 mm x 0,15 mm (figur 4A). Dette tillot to gitter på 9 serielle seksjoner per rutenett, noe som gir 18 serielle seksjoner og inkorporerer et volum levervev på et volum på ca. 62 ...

Watch this Scientific Journal Video about Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy at JoVE.com

Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy

En enkel og omfattende protokoll for å skaffe tredimensjonale detaljer om membrankontaktsteder mellom organeller i hepatocytter fra leveren eller cellene i andre vev.

Tredimensjonal karakterisering av Interorganelle kontaktsteder i Hepatocytter ved hjelp av seriell seksjon elektronmikroskopi

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is ...

Denne protokollen tillater 3D-rekonstruksjon av organeller på en enkel og robust måte, samtidig som den er tilgjengelig for laboratorier som for tiden ikke har spesialiserte volumelektronmikroskoper. Denne teknikken er ekstremt fleksibel, og gir utmerket X / Y-oppløsning, samtidig som den kan ta bilder på nytt om nødvendig. Den er også kompatibel med vippetomografi når det kreves veldig høy Z-oppløsning.Denne teknikken tillater avhør av organelle morfologi i interorganell kontekst. Derfor kan det utvides til å undersøke eventuelle patologiske forhold med organelle defekter. Denne tilnærmingen kan gi innsikt i organelle interaksjoner og cellulære trafficking hendelser.Denne metoden kan også brukes på andre vev, organoidmodeller og cellekultursystemer, i tillegg til hepatocytter. Førstegangsbrukere kan synes seriell seksjonering og henting er utfordrende uten tap. Det anbefales å være dyktig ved vanlig ultratynn seksjonering før du bruker denne protokollen på en dyrebar prøve.Begynn med å forsiktig trimme det harpiks-innebygde vevet ved hjelp av et barberblad med prøven låst i trimningsadapteren. Overfør prøvearken sammen med chucken og prøven til prøvearmen på mikrotomen og plasser prøvearken slik at arkens reiseområde går fra topp til bunn. Plasser og lås diamantkniven i knivholderen, og pass på at knivens skjærevinkel er stilt inn på riktig måte.Lås knivholderen godt inn i scenen. Slå av scenen og slå på scenen, beveg forsiktig kniven mot prøven, juster knivens sidevinkel, prøvevinkel og prøverotasjon kontinuerlig ved å justere de aktuelle knottene til blokkflaten er justert etter knivens kant. Sett toppen og bunnen av skjærevinduet på prøvearmen og la prøven ligge like under knivkanten.Fyll knivbåten med rent, dobbeltdestillert vann og sørg for at vannoverflaten er i vater med knivens kant og litt konkav. Begynn deretter å kutte seksjoner. Stopp skjæret rett etter at prøven har passert knivens kant.Bruk et tomt sporrutenett til å beregne antall seksjoner som skal samles inn i hvert rutenett. Bruk en øyenvippe i hver hånd til å bryte båndet forsiktig inn i mindre bånd som får plass i lengden på sporrutenettet. Noter deg deres relative posisjoner i utvalget.Bruk en glassapplikatorstang til å sveve en dråpe kloroform over seksjonene for å flate dem ut. Plukk opp det første tomme sporgitteret med de første nummererte tangene og dypp det forsiktig i Triton X-100 og deretter to ganger i destillert vann. Bruk et stykke filterpapir for å fjerne overflødig vann fra tangkanten.Bruk tang til å senke forsiktig ca. 2/3 av det formvarbelagte sporgitteret ned i vannet i knivbåten. Påse at formvarsiden vender ned og at den lange høyre kanten av sporet er på overflaten av vannet og parallelt med vannkanten. Vift forsiktig rutenettet i vannet mot båndene slik at seksjonene når returslaget driver mot rutenettet.Fortsett å gjøre dette i mindre og mindre wafts, til høyre kant av båndet er på linje med høyre kant av sporet. Deretter, med den siste waften, ta forsiktig rutenettet opp for å plukke seksjonene opp i sporgitteret. Plasser flere pellets av natriumhydroksid under et Petri-parabolens lokk for å gi et karbondioksidfritt miljø.Deretter forsiktig pipette 40-mikroliter dråper Av Reynolds bly sitrat på parafilmen, en dråpe for hvert rutenett. Snu hvert rutenett på blysitratdråpen og la det være beskyttet av Petri-parabolens lokk i 7 til 10 minutter. Mens gitteret flekker, plasser fem omtrent 300 mikroliter dråper destillert vann for hvert rutenett på parafilmen.På slutten av blysitratinkubasjonen overfører du hvert rutenett til en dråpe destillert vann for å vaske i ett minutt uten å puste direkte på gitteret. Gjenta dette fire ganger til. Bruk nummererte crossover tang for å plukke opp det første rutenettet.Berør kanten av rutenettet for å filtrere papir for å transportere bort det meste av vannet og la det tørke i tangene i minst 20 minutter. Gjenta dette for hvert rutenett. Ved lav forstørrelse må du observere rekkefølgen, plasseringen og plasseringen til de serielle delene.Naviger til den midterste delen av serien i rutenettet. Bla gjennom eksemplet, og identifiser et interesseområde. Følg deretter prøven ved ønsket forstørrelse.Vurder å samle serien med en litt lavere forstørrelse, da seksjoner ofte ikke er perfekt justert, og bilder må kanskje beskjæres senere. Deretter tar du referansebilder med lavere forstørrelser. Dette vil bidra til å sette pris på konteksten til interesseområdet, det er grov beliggenhet på forskjellige forstørrelser i forhold til seksjonsgrenser og landemerkefunksjoner i eksemplet.Bruk disse til å signere interesseområdet i andre seksjoner. For skjermreferanser, bruk gjenbrukbar lim kitt, klistremerker eller et stykke overhead projektorpapir tapet til skjermen for å plassere midlertidige markører på skjermen. Dette vil tillate rutinemessig gjenskaping av de samme funksjonene i interesseområdet i midten av bildet gjennom datasettet.Åpne bildestakken, angi voxel-målene, og velg Segmentering-fanen for å starte segmenteringen. Klikk Ny i segmenteringsredigeringspanelet for å definere nye objekter i materiallisten. Høyreklikk for å endre fargen på objektet, og dobbeltklikk for å gi objektet nytt navn.For manuell segmentering velger du segmenteringsverktøyet under materiallisten og velger standard penselverktøy for å utheve bildepunktene. Elektronmikroskopibildet av to motsatte hepatocytter vises her. Høyere forstørrelsesavbildning gjør det mulig å observere de morfologiske detaljene i de forskjellige organellene med nanometeroppløsning.Det representative bildet viser den segmenterte versjonen av samme tomogram, spor av endoplasmisk retikulum, mitokondrier og intermembrane kontakter mellom ER og mitokondriene i forskjellige rom vises her. Det representative bildet viser en vippet ortho-skive overlagt med segmenteringsspor og den relative posisjonen i hele mitokondrinen. 3D-rekonstruksjon av segmenterte organeller og endoplasmatiske retikulum-mitokondrier kontakter i forskjellige vinkler er vist her.Siden denne protokollen er kompatibel med vippetomografi når det er behov for svært høy Z-oppløsning, bidrar den til å løse små eller innviklede strukturer. Denne teknikken er perfekt for den første vurderingen av det romlige forholdet mellom forskjellige organeller, og derfor spesielt nyttig i det utviklende feltet av membrankontakter ved membrane homeostase.

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Nano-fEM: Protein Localization Using Photo-activated Localization Microscopy and Electron Microscopy

Nano-FEM: Protein Lokalisering Bruke Photo-aktivert Lokalisering Mikroskopi og elektronmikroskopi

Mapping the distribution of proteins is essential for understanding the function of proteins in a cell. Fluorescence microscopy is extensively used for ...

FRET Imaging in Three-dimensional Hydrogels

FRET Imaging i Tredimensjonal Hydrogeler

Imaging of F&#246;rster resonance energy transfer (FRET)&#160;is a powerful tool for examining cell biology in real-time. Studies utilizing FRET commonly ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

Tredimensjonal Super Resolution Mikroskopi av F-aktin filamenter av Interferometric PhotoActivated Lokalisering Mikroskopi (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm

Karakterisering av Forkalkning Hendelser Bruke levende Optiske og elektronmikroskopi teknikker i en Marine tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH ...

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

3D mitokondrie Ultrastructure av Drosophila indirekte Flight muskel avslørt av seriell-delen Electron tomografi

Mitochondria are cellular powerhouses that produce ATP, lipids, and metabolites, as well as regulate calcium homeostasis and cell death. The unique ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

Biologiske utvalg forberedelse av høytrykks fryser, mikrobølgeovn-assistert kontrast ekstrautstyr og Minimal harpiks innebygging volum Imaging

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...

Targeted Studies Using Serial Block Face and Focused Ion Beam Scan Electron Microscopy

Målrettede studier ved hjelp av seriell blokk ansikt og fokusert ion Beam Scan Electron mikroskopi

This protocol allows for the efficient and effective imaging of cell or tissue samples in three dimensions at the resolution level of electron microscopy. ...

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBF-SEM) of Biological Tissue Samples

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy SBF-SEM of Biological Tissue Samples

Seriell blokk-ansiktsskanning elektronmikroskopi (SBF-SEM) av biologiske vevsprøver

Serial block-face scanning electron microscopy (SBF-SEM) allows for the collection of hundreds to thousands of serially-registered ultrastructural images, ...