Name: three-dimensional characterization of interorganelle contact sites in hepatocytes using serial section electron microscopy
Uploaded: 2022-06-09T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy at JoVE.com

Vi tackar Joanna Hanley, Rebecca Fiadeiro och Ania Straatman-Iwanowska för teknisk experthjälp. Vi tackar också Stefan lab-medlemmar och Ian J. White för hjälpsamma diskussioner. J.J.B. stöds av MRC-finansiering till MRC Laboratory of Molecular Cell Biology vid UCL, tilldelningskod MC_U12266B. C.J.S. stöds av MRC-finansiering till MRC Laboratory of Molecular Cell Biology University Unit vid UCL, tilldelningskod MC_UU_00012/6. P.G. finansieras av Europeiska forskningsrådet, bidragskod ERC-2013-StG-337057.

Alla djur inhystes i enlighet med det brittiska inrikesministeriets riktlinjer, och vävnadsskörden utfördes i enlighet med UK Animal (Scientific Procedures) Act 1986.
1. Provfixering och beredning
<ol><li>Dissekera levervävnaden i lämpliga storleksbitar, cirka 8 mm x 8 mm x 3 mm, och placera bitarna i varm fosfatbuffrad saltlösning (PBS, 37 °C).</li>
	<li>Injicera rumstemperatur (20-25 ° C) fixativ (1,5% glutaraldehyd i 1% sackaros, 0,1 M natriumkakodylat) i leverbit...

En tillgänglig vEM-teknik för att visualisera organellstruktur och interaktioner i 3D beskrivs i detta protokoll. Morfologin hos interorganellkontakter i hepatocyter presenteras som en fallstudie här. Detta tillvägagångssätt har emellertid också tillämpats för att undersöka en mängd andra prover och forskningsområden, inklusive Schwann-cell-endotelinteraktioner i perifera nerver45, Weibel Palade Body biogenes i endotelceller46, lastsekretion i njurceller<sup cla...

Sedan deras uppfinning på 1930-talet har elektronmikroskop gjort det möjligt för forskare att visualisera de strukturella komponenterna i celler och vävnader 1,2. De flesta undersökningar har gett 2D-information, eftersom byggandet av 3D-modeller kräver noggrann seriell sektionssamling, manuell fotografering, negativ bearbetning, manuell spårning och skapande och montering av 3D-modeller från glasskivor, plast eller styrofoam 3,4. Nästan 70 år senare har det skett betydande framsteg inom många aspekter av processen, från mikroskopprestanda, seriell sektionssamling, automatiserad digital bildbehandling, sofistikerad programvara och hårdvara för 3D-rekonstruktion, visualisering och analys till alternativa metoder för det som nu kollektivt kallas volym EM (vEM). Dessa vEM-tekniker anses i allmänhet ge 3D-ultrastrukturell information vid nanometerupplösningar över mikronskalor och omfattar transmissionselektronmikroskopi (TEM) och nyare svepelektronmikroskopi (SEM) -tekniker; se recensioner 5,6,7,8.
Till exempel använder fokuserad jonstråle SEM (FIB-SEM) en fokuserad jonstråle inuti en SEM för att fräsa bort blockets yta mellan sekventiella SEM-avbildningsskanningar av blockets yta, vilket möjliggör upprepad automatiserad fräsning / avbildning av ett prov och bygger upp en 3D-dataset för rekonstruktion 9,10. Däremot använder seriell blockyta SEM (SBF-SEM) ett ultramikrotom inuti SEM för att ta bort material från blockytan före avbildning 11,12, medan arraytomografi är en icke-destruktiv process som kräver insamling av seriella sektioner, på täckglas, skivor eller tejp, innan du skapar ett automatiserat arbetsflöde för avbildning av regionen av intresse i sekventiella sektioner i SEM för att generera 3D-datauppsättningen13 . I likhet med matristomografi kräver seriell sektion TEM (ssTEM) att fysiska sektioner samlas in före avbildning; Dessa avsnitt samlas dock in på TEM-rutnät och avbildas i en TEM 14,15,16. ssTEM kan utökas genom att utföra lutningstomografi 17,18,19. Seriell lutningstomografi ger den bästa upplösningen i x, y och z, och även om den har använts för att rekonstruera hela celler20 är det rimligt utmanande. Det här protokollet fokuserar på de praktiska aspekterna av ssTEM som den mest tillgängliga vEM-tekniken som är tillgänglig för många EM-laboratorier som kanske för närvarande inte har tillgång till specialiserade sektionerings- eller vEM-instrument men som skulle dra nytta av att generera 3D vEM-data.
Seriell ultramikrotomi för 3D-rekonstruktion har tidigare ansetts utmanande. Det var svårt att klippa raka band med jämn sektionstjocklek, kunna ordna och plocka upp band av rätt storlek, i rätt ordning, på galler med tillräckligt stöd, men utan gallerstänger som döljer intressanta regioner, och viktigast av allt, utan att förlora sektioner, eftersom en ofullständig serie kan förhindra fullständig 3D-rekonstruktion21. Förbättringar av kommersiella ultramikrotom, diamantskärnings- och trimningsknivar22,23, elektronlucentstödfilmer på galler21,24 och lim för att hjälpa till med sektionsvidhäftning och bandbevarande13,21 är dock bara några av de inkrementella framstegen genom åren som har gjort tekniken mer rutinmässig i många laboratorier. När seriella sektioner har samlats in är seriell avbildning i TEM enkel och kan ge EM-bilder med subnanometer px-storlekar i x och y, vilket möjliggör högupplöst förhör av de subcellulära strukturerna - ett potentiellt krav för många forskningsfrågor. Fallstudien som presenteras här visar användningen av ssTEM- och 3D-rekonstruktion i studien av endoplasmatisk retikulum (ER) -organellkontakter i leverhepatocyter, där ER-organellkontakter först observerades25,26.
Samtidigt som den är sammanhängande med kärnhöljet, gör ER också nära kontakter med många andra cellorganeller, inklusive lysosomer, mitokondrier, lipiddroppar och plasmamembranet27. ER-organellkontakter har varit inblandade i lipidmetabolism28, fosfoinositid och kalciumsignalering29, autofagireglering och stressrespons30,31. ER-organellkontakterna och andra interorganellkontakter är mycket dynamiska strukturer som svarar på cellulära metaboliska behov och extracellulära signaler. De har visat sig variera morfologiskt i storlek och form och avstånden mellan organellmembran32,33. Man tror att dessa ultrastrukturella skillnader sannolikt kommer att återspegla deras olika protein / lipidkompositioner och funktion34,35. Det är dock fortfarande en utmanande uppgift att definiera interorganellerande kontakter och analysera dem36. Därför krävs ett tillförlitligt men ändå enkelt protokoll för att undersöka och karakterisera interorganellerkontakter för vidare undersökningar.
Eftersom ER-organellkontakter kan sträcka sig från 10 till 30 nm i membran-till-membranseparation har guldstandarden för identifiering historiskt varit TEM. TEM med tunn sektion har avslöjat specifik subdomänlokalisering för bosatta ER-proteiner vid distinkta membrankontakter37. Traditionellt har detta avslöjat ER-organellkontakter med nm-upplösning men ofta bara presenterat en 2D-bild av dessa interaktioner. VEM-metoder avslöjar dock den ultrastrukturella presentationen och sammanhanget för dessa kontaktplatser i 3D, vilket möjliggör fullständig rekonstruktion av kontakter och mer exakt klassificering av kontakter (punkt kontra rörformig kontra cisternalliknande) och kvantifiering38,39. Förutom att vara den första celltypen där ER-organellkontakter observerades25,26, har hepatocyter ett omfattande system av andra interorganellkontakter som tjänar viktiga roller i deras arkitektur och fysiologi28,40. Emellertid saknas fortfarande en grundlig morfologisk karakterisering av ER-organell och andra interorganellkontakter i hepatocyter. Följaktligen är hur interorganella kontakter bildas och ombyggs under regenerering och reparation av särskild relevans för hepatocytbiologi och leverfunktion.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.22 &#181;m syringe filter</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>83.1826.001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum trays</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>AGG3912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amira v6</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td></td>
			<td>https://www.thermofisher.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>C/4960/PB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DDSA/Dodecenyl Succinic Anhydride</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T027</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond knife</td>
			<td>DiaTOME</td>
			<td>ultra 45&#176;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMP-30/2,4,6-tri (Dimethylaminomethyl) phenol</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>D032</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Tweezers N5</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>AGT5293</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>https://imagej.net/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji TrakEM2 plugin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>https://imagej.net/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde 36% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>F003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formvar coated slot grid</td>
			<td>Homemade</td>
			<td></td>
			<td>Alternative: EMS diasum (FF2010-Cu)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bottle with applicator rod</td>
			<td>Medisca</td>
			<td>6258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15364769</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gluteraldehyde 25% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>G011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MNA/Methyl Nadic Anhydride</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>M011</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium Tetroxide 2% solution</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>O005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium Ferricyanide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P-8131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propylene oxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E/0050/PB08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reuseable adhesive</td>
			<td>Blue Tack</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reynolds Lead Citrate</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>L037</td>
			<td>Section stain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Cacodylate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C-0250</td>
			<td>to make 0.1 M Caco buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Glue</td>
			<td>RS Components</td>
			<td>918-6872</td>
			<td>Cyanoacrylate glue, Step 1.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TAAB 812 Resin</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T023</td>
			<td>Epon ingredient</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tannic acid</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>T046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T9284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Two part Epoxy Resin</td>
			<td>RS Components</td>
			<td>132-605</td>
			<td>Alternative: Step 2.13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>UC7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vibrating microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>100 &#181;m thick slices, 0.16 mm/s cutting at 1 mm amplitude .</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weldwood Original Contact cement</td>
			<td>DAP</td>
			<td>107</td>
			<td>Contact adhesive: Step 3.1.4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

three-dimensional characterization of interorganelle contact sites in hepatocytes using serial section electron microscopy

Transmissionselektronmikroskopi har länge ansetts vara guldstandarden för visualisering av cellulär ultrastruktur. Analysen är emellertid ofta begränsad till två dimensioner, vilket hindrar förmågan att fullt ut beskriva den tredimensionella (3D) ultrastrukturen och det funktionella förhållandet mellan organeller. Volymelektronmikroskopi (vEM) beskriver en samling tekniker som möjliggör förhör av cellulär ultrastruktur i 3D vid mesoskala, mikroskala och nanoskala upplösningar. 
Detta protokoll ger en tillgänglig och robust metod för att hämta vEM-data med hjälp av seriell sektionsöverföring EM (TEM) och täcker de tekniska aspekterna av provbearbetning till digital 3D-rekonstruktion i ett enda, enkelt arbetsflöde. För att demonstrera användbarheten av denna teknik presenteras det ultrastrukturella 3D-förhållandet mellan endoplasmatisk retikulum och mitokondrier och deras kontaktställen i leverhepatocyter. Interorganelle kontakter tjänar viktiga roller vid överföring av joner, lipider, näringsämnen och andra små molekyler mellan organeller. Men trots deras första upptäckt i hepatocyter finns det fortfarande mycket att lära sig om deras fysiska egenskaper, dynamik och funktioner. 
Interorganellkontakter kan visa en rad morfologier, som varierar i närheten av de två organellerna till varandra (vanligtvis ~ 10-30 nm) och omfattningen av kontaktplatsen (från punkterade kontakter till större 3D-cisternalliknande kontakter). Undersökningen av nära kontakter kräver högupplöst avbildning, och seriell sektion TEM är väl lämpad för att visualisera 3D-ultrastrukturell av interorganella kontakter under hepatocytdifferentiering, liksom förändringar i hepatocytarkitektur i samband med metaboliska sjukdomar.

För denna teknik väljs regioner av intresse utifrån det biologiska forskningsmålet och identifieras före trimning och sektionering av inbäddad vävnad. På samma sätt kan storleken på blockytan dikteras av forskningsfrågan; I detta fall trimmades provet för att lämna en blockyta på cirka 0,3 mm x 0,15 mm (figur 4A). Detta möjliggjorde två rutnät med 9 seriella sektioner per rutnät, vilket gav 18 seriella sektioner och införlivade en volym levervävnad med en volym av cirka 6...

Watch this Scientific Journal Video about Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy at JoVE.com

Three-dimensional Characterization of Interorganelle Contact Sites in Hepatocytes using Serial Section Electron Microscopy

Ett enkelt och omfattande protokoll för att förvärva tredimensionella detaljer om membrankontaktställen mellan organeller i hepatocyter från levern eller celler i andra vävnader.

Tredimensionell karakterisering av interorganella kontaktställen i hepatocyter med användning av seriell sektionselektronmikroskopi

Transmission electron microscopy has been long considered to be the gold standard for the visualization of cellular ultrastructure. However, analysis is ...

Detta protokoll möjliggör 3D-rekonstruktion av organeller på ett enkelt och robust sätt, samtidigt som det är tillgängligt för laboratorier som för närvarande inte har specialiserade volymelektronmikroskop. Denna teknik är extremt flexibel, vilket ger utmärkt X / Y-upplösning, samtidigt som den kan avbilda prover om det behövs. Den är också kompatibel med lutningstomografi när mycket hög Z-upplösning krävs.Denna teknik möjliggör förhör av organellmorfologi i interorganellsammanhang. Därför kan det utvidgas för att undersöka eventuella patologiska tillstånd med organelldefekter. Detta tillvägagångssätt kan ge insikt i organellinteraktioner och cellulära människohandelshändelser.Denna metod kan också tillämpas på andra vävnader, organoidmodeller och cellodlingssystem, förutom hepatocyter. Förstagångsanvändare kan hitta seriell sektionering och plocka upp utmanande utan förlust. Det rekommenderas att vara skicklig vid regelbunden ultratunn sektionering innan du applicerar detta protokoll på ett värdefullt prov.Börja med att försiktigt trimma den hartsinbäddade vävnaden med ett rakblad med provet låst i trimningsadaptern. Överför provarken tillsammans med chucken och provet till mikrotomens provarm och placera provarken så att arkens rörelseområde går från topp till botten. Placera och lås diamantkniven i knivhållaren och se till att knivens skärvinkel är korrekt inställd.Lås knivhållaren ordentligt i scenen. Stäng av scenens nedbelysning, sätt på scenens uppbelysning, flytta försiktigt kniven mot provet, justera kontinuerligt knivens sidovinkel, provlutning och provrotation genom att justera relevanta vred tills blockytan är i linje med knivens kant. Ställ in toppen och botten av skärfönstret på provarmen och lämna provet strax under knivkanten.Fyll knivbåten med rent, dubbeldestillerat vatten och se till att vattenytan är jämn med knivseggen och något konkav. Börja sedan klippa sektioner. Stoppa skärningen strax efter att provet har passerat knivseggen.Använd ett tomt rutnät för att uppskatta antalet sektioner som ska samlas in på varje rutnät. Använd en ögonfrans i varje hand och bryt försiktigt bandet i mindre band som kan passa in i längden på spårnätet. Gör en mental anteckning om deras relativa positioner i provet.Håll muspekaren över sektionerna med en glasapplikatorstång för att platta ut dem. Plocka upp det första tomma slitsnätet med de första numrerade tångarna och doppa det försiktigt i Triton X-100 och sedan två gånger i det destillerade vattnet. Använd en bit filterpapper för att ta bort överflödigt vatten från tångens kant.Använd pincett och sänk försiktigt ungefär 2/3 av det formvarbelagda slitsgallret i knivbåtens vatten. Se till att formvarsidan är vänd nedåt och den långa högra kanten av spåret är vid vattenytan och parallellt med vattenkanten. Vifta försiktigt gallret i vattnet mot banden så att sektionerna vid returslaget driver mot gallret.Fortsätt att göra detta i mindre och mindre wafts, tills bandets högra kant ligger i linje med spårets högra kant. Sedan, med den sista waften, ta försiktigt upp gallret för att plocka upp sektionerna i spårnätet. Placera flera pellets natriumhydroxid under ett petriskållock för att ge en koldioxidfri miljö.Pipettera sedan försiktigt 40 mikroliter droppar av Reynolds blycitrat på parafilmen, en droppe för varje rutnät. Invertera varje galler på blycitratdroppen och låt stå skyddad av petriskålslocket i 7 till 10 minuter. Medan gallren färgas, placera fem cirka 300 mikroliter droppar destillerat vatten för varje galler på parafilmen.Vid slutet av blycitratinkubationen, överför varje galler till en droppe destillerat vatten för att tvätta i en minut utan att andas direkt på gallret. Upprepa detta fyra gånger till. Använd numrerade crossover-pincett för att plocka upp det första rutnätet.Rör vid kanten på gallret för att filtrera papper för att transportera bort det mesta av vattnet och låt torka i tången i minst 20 minuter. Upprepa detta för varje rutnät. Vid låg förstoring, observera ordningen, platsen och positionen för de seriella sektionerna.Navigera till den mellersta delen av serien i rutnätet. Bläddra i exemplet och identifiera en region av intresse. Observera sedan provet vid önskad förstoring.Överväg att samla serien med en något lägre förstoring, eftersom sektioner ofta inte är perfekt inriktade och bilder kan behöva beskäras senare. Ta sedan referensbilder med lägre förstoringar. Detta hjälper till att uppskatta sammanhanget för den intressanta regionen, det är grov plats vid olika förstoringar i förhållande till avsnittsgränser och landmärkesfunktioner i exemplet.Använd dessa för att skylta in den intressanta regionen i andra avsnitt. För skärmreferenser, använd återanvändbart självhäftande kitt, klistermärken eller en bit overheadprojektorpapper tejpat på skärmen för att placera tillfälliga markörer på skärmen. Detta möjliggör rutinmässig ombildning av samma funktioner i den intressanta regionen i mitten av bilden i hela datauppsättningen.Öppna bildstacken, ange voxelmåtten och välj fliken Segmentering för att starta segmenteringen. Klicka på Nytt i segmenteringsredigeringspanelen för att definiera nya objekt i materiallistan. Högerklicka för att ändra objektets färg och dubbelklicka för att byta namn på objektet.För manuell segmentering väljer du segmenteringsverktyget under materiallistan och väljer standardborstverktyget för att markera pixlarna. Elektronmikroskopibilden av två motsatta hepatocyter visas här. Högre förstoringsavbildning möjliggör observation av de morfologiska detaljerna hos de olika organellerna med nanometerupplösning.Den representativa bilden visar den segmenterade versionen av samma tomogram, spår av endoplasmatisk retikulum, mitokondrier och intermembrankontakterna mellan ER och mitokondrierna i olika utrymmen visas här. Den representativa bilden visar en lutad ortoskiva överlagrad med segmenteringsspår och dess relativa position inom hela mitokondrionen. 3D-rekonstruktion av de segmenterade organellerna och de endoplasmatiska retikulum-mitokondrikontakterna i olika vinklar visas här.Eftersom detta protokoll är kompatibelt med lutningstomografi när mycket hög Z-upplösning behövs, hjälper det till att lösa små eller invecklade strukturer. Denna teknik är perfekt för den första bedömningen av det rumsliga förhållandet mellan olika organeller, och därför särskilt användbart inom det fortskridande området för membrankontakter vid membranhomeostas.

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

Beredning av embryon för elektronmikroskopi av Drosophila Embryonala hjärta tub

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Nano-fEM: Protein Localization Using Photo-activated Localization Microscopy and Electron Microscopy

Nano-Fem: proteinlokalisering Använda Photo-aktiverad lokalisering Mikroskopi och elektronmikroskopi

Mapping the distribution of proteins is essential for understanding the function of proteins in a cell. Fluorescence microscopy is extensively used for ...

FRET Imaging in Three-dimensional Hydrogels

FRET Imaging i Tredimensionella Hydrogeler

Imaging of F&#246;rster resonance energy transfer (FRET)&#160;is a powerful tool for examining cell biology in real-time. Studies utilizing FRET commonly ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

Tredimensionell Super Resolution mikroskopi av F-aktinfilament av interferometriska photoactivated Lokalisering Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Characterization of Calcification Events Using Live Optical and Electron Microscopy Techniques in a Marine Tubeworm

Karakterisering av förkalkning händelser Använda Live Optiska och elektronmikroskopi tekniker i en marin Tubeworm

Characterizing the first event of biological production of calcium carbonate requires a combination of microscopy approaches. First, intracellular pH ...

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

3D Mitochondrial Ultrastructure of Drosophila Indirect Flight Muscle Revealed by Serial-section Electron Tomography

3D mitokondriell ultrastruktur Drosophila indirekta flyg muskel avslöjades av Serial-avsnitt Electron tomografi

Mitochondria are cellular powerhouses that produce ATP, lipids, and metabolites, as well as regulate calcium homeostasis and cell death. The unique ...

Biological Sample Preparation by High-pressure Freezing, Microwave-assisted Contrast Enhancement, and Minimal Resin Embedding for Volume Imaging

Biologiska provberedning genom högtrycks frysning, mikrovågsugn-assisted kontrastförbättring, och Minimal harts inbäddning för volym Imaging

The described sample preparation technique is designed to combine the best quality of ultrastructural preservation with the most suitable contrast for the ...

Targeted Studies Using Serial Block Face and Focused Ion Beam Scan Electron Microscopy

Riktade studier med Serial block Face och fokuserad Jon beam Scan Electron Microscopy

This protocol allows for the efficient and effective imaging of cell or tissue samples in three dimensions at the resolution level of electron microscopy. ...

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy (SBF-SEM) of Biological Tissue Samples

Serial Block-Face Scanning Electron Microscopy SBF-SEM of Biological Tissue Samples

Seriell block-face scanning elektronmikroskopi (SBF-SEM) av biologiska vävnadsprover

Serial block-face scanning electron microscopy (SBF-SEM) allows for the collection of hundreds to thousands of serially-registered ultrastructural images, ...