Name: organic solvent-based protein precipitation for robust proteome purification ahead of mass spectrometry
Uploaded: 2022-02-07T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Organic Solvent-Based Protein Precipitation for Robust Proteome Purification Ahead of Mass Spectrometry at JoVE.com

Este trabalho foi financiado pelo Conselho de Ciências Naturais e Engenharia do Canadá. Os autores agradecem à Bioinformatics Solutions Inc. (Waterloo, Canadá) e ao SPARC BioCentre (Análise Molecular) no Hospital para Crianças Doentes (Toronto, Canadá) por suas contribuições para a aquisição de dados de MS.

1. Considerações materiais e pré-preparação da amostra
<ol><li>Utilize apenas solventes de alta pureza (acetona, clorofórmio, metanol) (>99,5%) e produtos químicos, livres de excesso de umidade.</li>
	<li>Prepare as soluções de cloreto de sódio e sulfato de zinco (1 M) na água. NOTA: As soluções de sal podem ser armazenadas indefinidamente à temperatura ambiente, desde que estejam livres de contaminantes ou crescimento microbiano.</li>
	<li>Use o menor frasco de microcentrífugo de pol...

A caracterização ótima de MS é alcançada quando o SDS residual é esgotado abaixo de 10 ppm. Enquanto abordagens alternativas, como FASP e digestão on-bead, oferecem esgotamento quantitativo de SDS com recuperação variável 31,32,33, o objetivo principal da precipitação é maximizar a pureza e o rendimento simultaneamente. Isso depende de isolar efetivamente o supernasce (contendo o SDS) sem perturbar a pelota de prote...

A análise proteome por espectrometria de massa tornou-se cada vez mais rigorosa, devido à sensibilidade, resolução, velocidade de varredura aprimorada e versatilidade dos instrumentos modernos de ESM. Os avanços em MS contribuem para maior eficiência de identificação de proteínas e uma quantitação mais precisa 1,2,3,4,5. Com a melhor instrumentação de ES, os pesquisadores exigem uma estratégia de preparação de amostra frontal correspondentemente consistente capaz de recuperação quantitativa de proteínas de alta pureza em tempo mínimo em todas as etapas do fluxo de trabalho 6,7,8,9,10,11 . Para refletir com precisão o estado proteome de um sistema biológico, as proteínas devem ser isoladas da matriz amostral nativa de forma eficiente e imparcial. Para isso, incluir um surfactante de desnaturação, como sulfato de dodecil de sódio (SDS), garante a extração eficiente de proteínas e solubilização12. No entanto, a SDS interfere fortemente na ionização de eletrospray, causando supressão severa de sinal de MS se não for devidamente eliminada13.
Várias estratégias de esgotamento do SDS estão disponíveis para análises proteome subsequentes, como a retenção de proteínas acima de um filtro de corte de peso molecular contido dentro de cartuchos de spin descartáveis 14,15,16. O método de preparação da amostra auxiliado por filtro (FASP) é favorecido, pois efetivamente esgota o SDS abaixo de 10 ppm, facilitando a MS ideal. No entanto, a recuperação de proteínas com FASP é variável, o que motivou a exploração de outras técnicas. Abordagens cromatográficas que capturam seletivamente proteína (ou surfactante) evoluíram em vários cartuchos convenientes ou formatos baseados em contas 17,18,19,20,21. Dadas essas estratégias simples e (idealmente) consistentes para a purificação de proteínas, a abordagem clássica da precipitação de proteínas com solventes orgânicos é muitas vezes negligenciada como uma abordagem promissora para o isolamento proteico. Embora a precipitação de solventes seja demonstrada para esgotar a SDS abaixo dos níveis críticos com sucesso, a recuperação de proteínas tem sido uma preocupação de longa data dessa abordagem. Vários grupos observaram um viés de recuperação de proteínas, com rendimentos inaceitáveis de baixa precipitação em função da concentração de proteínas, peso molecular e hidrofobitude22,23. Devido à diversidade de protocolos de precipitação relatados na literatura, foram desenvolvidas condições padronizadas de precipitação. Em 2013, Crowell et al. relataram pela primeira vez a dependência da força iônica na eficiência de precipitação das proteínas em 80% de acetona24. Para todas as proteínas examinadas, a adição de até 30 mM de cloreto de sódio mostrou-se essencial para maximizar os rendimentos (até 100% de recuperação). Mais recentemente, Nickerson et al. mostraram que a combinação de força iônica ainda maior (até 100 mM) com temperatura elevada (20 °C) durante a precipitação de acetona deu recuperação quase quantitativa em 2-5 min25. Observou-se uma ligeira queda na recuperação de proteínas de baixo peso molecular (LMW). Portanto, um relatório subsequente de Baghalabadi et al. demonstrou a recuperação bem sucedida de proteínas LMW e peptídeos (≤5 kDa) combinando sais específicos, particularmente sulfato de zinco, com um nível mais alto de solvente orgânico (97% acetona)26.
Embora o refino do protocolo de precipitação dê uma estratégia de purificação de proteínas mais confiável para a proteômica baseada em MS, o sucesso da precipitação convencional depende fortemente da técnica do usuário. O objetivo principal deste trabalho é apresentar uma estratégia robusta de precipitação que facilite o isolamento da pelota de proteína do supernanato contaminante. Um cartucho de filtragem descartável foi desenvolvido para eliminar a pipetação isolando a proteína agregada acima de um filtro de membrana PTFE porosa27. Os componentes que interferem em MS no supernante são efetivamente removidos em uma etapa de centrifugação de baixa velocidade. O cartucho de filtro descartável também oferece um cartucho SPE intercambiável, o que facilita a limpeza subsequente da amostra após a resolubilização e digestão de proteínas opcionais, à frente da espectrometria de massa.
Uma série de fluxos de trabalho recomendados de precipitação proteome são apresentados aqui, incluindo protocolos modificados de acetona e clorofórmio/metanol/água28 , em um formato convencional (à base de frasco) e um formato semi-automatizado em um cartucho descartável de filtragem e extração de dois estados. Destacam-se as recuperações de proteínas resultantes e a eficiência de esgotamento do SDS, juntamente com a cobertura proteome LC-MS/MS de baixo para cima, para demonstrar o resultado esperado de cada protocolo. São discutidos os benefícios práticos e as desvantagens associados a cada abordagem.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Acetone</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >AC177170010</td>
			<td >&#8804;0.002 % aldehyde</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Acetonitrile</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >A998-4</td>
			<td >HPLC grade</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Ammonium Bicarbonate</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td>A6141-1KG</td>
			<td >solid</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Beta mercaptoethanol</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td>M3148-25ML</td>
			<td >Molecular biology grade</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Bromophenol blue</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td>B8026-5G</td>
			<td >Bromophenol blue sodium salt</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Chloroform</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >C298-400</td>
			<td >Chloroform</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Formic Acid</td>
			<td >Honeywell</td>
			<td >56302</td>
			<td >Eluent additive for LC-MS</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Fusion Lumos Mass Spectrometer</td>
			<td >ThermoFisher Scientific</td>
			<td ></td>
			<td >for analysis of standard protein mixture</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glycerol</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td >356352-1L-M</td>
			<td >For molecular biology, &#62; 99%</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isopropanol</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >A4641</td>
			<td >HPLC grade</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Methanol</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >A452SK-4</td>
			<td >HPLC grade</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microcentrifuge</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >75-400-102</td>
			<td >up to 21,000 xg</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microcentrifuge Tube (1.5 mL)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >05-408-130</td>
			<td >tapered bottom</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microcentrifuge Tube&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (2 mL)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >02-681-321</td>
			<td >rounded bottom</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette Tips&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (0.1-10 &#956;L)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >21-197-28</td>
			<td >Universal pipet tip, non-sterile</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette Tips&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (1-200 &#956;L)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >07-200-302</td>
			<td >Universal pipet tip, non-sterile</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette Tips&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (200-1000 &#956;L)</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >07-200-303</td>
			<td >Universal pipet tip, non-sterile</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipettes</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >13-710-903</td>
			<td >Micropipet Trio pack</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pepsin</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td>P0525000</td>
			<td >Lyophilized powder,&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#62;3200 units/ mg</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ProTrap XG</td>
			<td >Proteoform Scientific</td>
			<td >PXG-0002</td>
			<td >50 complete units per box</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td >S9888-1KG</td>
			<td >ACS reagent, &#62;99 %</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Dodecyl Sulfate</td>
			<td >ThermoFisher Scientific</td>
			<td >28312</td>
			<td >powdered solid</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >timsTOF Pro Mass Spectrometer</td>
			<td >Bruker</td>
			<td ></td>
			<td >for analysis of liver proteome extract</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Trifluoroacetic Acid</td>
			<td >ThermoFisher Scientific</td>
			<td >L06374.AP</td>
			<td >99%</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Tris</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >BP152-500</td>
			<td >Molecular biology grade</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Trypsin</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td >9002-07-7</td>
			<td >From bovine pancreas, TPCK-treated</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Urea</td>
			<td >Bio-Rad</td>
			<td >1610731</td>
			<td >solid</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Water (deionized)</td>
			<td>Sartorius Arium Mini Water Purification System</td>
			<td>76307-662</td>
			<td >Type 1 ultrapure (18.2 M&#937; cm)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Zinc Sulfate</td>
			<td >Millipore Sigma</td>
			<td>307491-100G</td>
			<td >solid</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

organic solvent-based protein precipitation for robust proteome purification ahead of mass spectrometry

Embora os múltiplos avanços nos instrumentos de espectrometria de massa (MS) tenham melhorado a análise qualitativa e quantitativa do proteome, abordagens front-end mais confiáveis para isolar, enriquecer e processar proteínas à frente da ES são fundamentais para uma caracterização proteome bem-sucedida. Recuperação de proteínas baixas e inconsistentes e impurezas residuais, como surfactantes, são prejudiciais à análise de ESM. A precipitação proteica é muitas vezes considerada não confiável, demorada e tecnicamente desafiadora de executar em comparação com outras estratégias de preparação da amostra. Essas preocupações são superadas pela utilização de protocolos ideais de precipitação de proteínas. Para precipitação de acetona, a combinação de sais específicos, controle de temperatura, composição de solventes e tempo de precipitação é crítica, enquanto a eficiência da precipitação de clorofórmio/metanol/água depende da manipulação adequada da tubulação e do frasco. Alternativamente, esses protocolos de precipitação são simplificados e semi-automatizados dentro de um cartucho de spin descartável. Os resultados esperados da precipitação proteica à base de solventes no formato convencional e utilizando um cartucho descartável de filtragem e extração em dois estágios são ilustrados neste trabalho. Isso inclui a caracterização detalhada das misturas proteômicas por análise de LC-MS/MS de baixo para cima. O desempenho superior dos fluxos de trabalho baseados em SDS também é demonstrado em relação à proteína não contaminada.

A Figura 4 resume o esgotamento esperado do SDS após a precipitação facilitada por frascos ou cartuchos de proteínas em um cartucho de filtro descartável usando acetona. A incubação noturna convencional (-20 °C) em acetona é comparada com o protocolo de precipitação de acetona rápida à temperatura ambiente (passo 2), bem como a precipitação cmw (passo 4). A SDS residual foi quantificada pelo ensaio 29 das substâncias ativas azul-metileno (MBAS). Resumi...

Watch this Scientific Journal Video about Organic Solvent-Based Protein Precipitation for Robust Proteome Purification Ahead of Mass Spectrometry at JoVE.com

Organic Solvent-Based Protein Precipitation for Robust Proteome Purification Ahead of Mass Spectrometry

O presente protocolo descreve a precipitação de proteínas à base de solventes em condições controladas para recuperação e purificação robustas e rápidas de amostras de proteome antes da espectrometria de massa.

Precipitação de proteína orgânica baseada em solventes para purificação robusta de proteome antes da espectrometria de massa

While multiple advances in mass spectrometry (MS) instruments have improved qualitative and quantitative proteome analysis, more reliable front-end ...

Esses protocolos são projetados para maximizar a recuperação, bem como a pureza das proteínas através da precipitação à base de solventes. Vamos mostrar alguns truques para realizar precipitação em frascos, bem como uma abordagem semi-automatizada em um formato de cartucho de spin. Também otimizamos o protocolo de precipitação para sermos consistentes e rápidos.Todo o protocolo leva apenas alguns minutos. Esses protocolos demonstram que a precipitação de proteínas solventes é ideal para a preparação de amostras antes da espectrometria de massa. Os protocolos se encaixarão perfeitamente em baixo para cima, bem como saídas de trabalho pro.Demonstrando para nós hoje serão Ziheng Dang e Victoria Miller, cientista sênior da Proteoform Scientific em Halifax, Nova Scotia Pipette 90 microliters de solução de proteína livre de partículas em um tubo de micro centrífuga de polipropileno. Em seguida, adicione 10 microliters de um cloreto de sódio aquoso mole e 400 microliters de acetona na solução amostral, tampa e toque o frasco suavemente para combinar os solventes. Deixe o frasco incuba-lo.Temperatura ambiente imperturbável por um mínimo de dois minutos após a incubação, centrifugar as amostras observando a orientação do frasco e girar por um mínimo de dois minutos a 10.000 RCF ou mais alto à temperatura ambiente. Após a centrifugação, uma pelota branca visível é observada na parte inferior do tubo. Neste ponto, descape o tubo e decante o supernato em um recipiente de resíduos invertendo o tubo.Use uma toalha de papel para retirar qualquer solvente residual do frasco. Para SDS contendo amostras. Dispense cuidadosamente 400 microliters de acetona fresca sem perturbar a pelota.Imediatamente exime a amostra por um minuto a 10.000 vezes G ou mais a temperatura ambiente, colocando o frasco no rotor na mesma orientação do giro inicial. Desconta o solvente de lavagem como descrito anteriormente. Seque a amostra com a tampa aberta por aproximadamente um minuto.Em um capuz de fumaça, antes de uma solubilização de pelotas. Distribua 100 microliters da solução proteica em um frasco de polipropileno. No capô da fumaça, adicione 400 microliters de metanol seguido por 100 microliters de clorofórmio.Tampe o frasco e o vórtice brevemente para misturar. Distribua rapidamente 300 microliters de água diretamente no centro do frasco. Tampe o frasco e deixe-o sentar no topo do banco sem ser perturbado por um minuto, depois de colocar o frasco de polipropileno em uma centrífuga e gire-o por cinco minutos a 10.000 vezes G ou mais a temperatura ambiente.Observa-se que o frasco tenha duas camadas de solvente e uma pelota branca visível até o frasco a aproximadamente 45 graus. Remova aproximadamente 700 microliters do solvente da camada superior a uma taxa uniforme usando uma grande ponta de micro pipeta mililitro inicialmente e posteriormente com uma ponta de pipeta de 200 microliteres até formar uma conta no frasco. Adicione 400 microliters de metanol fresco ao frasco de amostra sem perturbar a pelota, distribuindo o solvente pelo lado do frasco.Cubra o frasco e misture as camadas de solventes balançando suavemente o frasco para rodar os solventes juntos. Observar a pelota de proteína branca observando a orientação do frasco na centrífuga do rotor por um mínimo de 10 minutos a 10.000 vezes G ou mais a temperatura ambiente. Angueta o frasco com a pelota virada para baixo.Coloque uma ponta de pipeta ao longo da borda superior do frasco e remova o supernatante com uma ponta de micro pipeta de um mililitro a uma taxa lenta, mas uniforme. Retendo aproximadamente 20 microliters de solvente. Deixe o solvente residual secar no capô da fumaça.Para precipitar a proteína. Utilizando um cartucho de filtragem descartável, conecte o plugue ao cartucho de filtragem superior. Combine 90 microliters de solução proteica 10 microliters de uma toupeira aquas, cloreto de sódio e 400 microliters de acetona.Incubar por um mínimo de dois minutos na parte superior do banco, centrifugar a amostra de proteína preparada com o plugue ainda ligado ao cartucho de filtragem por dois minutos a 2.500 vezes G.At temperatura ambiente, inverter o cartucho e desaparafusar e remover o plugue da base do cartucho. Coloque o cartucho de filtragem em uma centrífuga de frasco limpo a amostra de proteína por três minutos a 500 vezes G à temperatura ambiente. Descarte o fluxo através do solvente do frasco inferior.Lave a pelota de proteína adicionando 400 microliters de acetona ao cartucho de filtragem, centrífuga por três minutos a 500 vezes G à temperatura ambiente ou até que nenhum solvente permaneça no cartucho superior. Seguindo os protocolos de precipitação de proteínas previamente demonstrados. Solubilize a proteína molhando a membrana na base do cartucho de filtragem, distribuindo de dois a cinco microlitadores de propanol ISO diretamente à membrana imediatamente antes de prosseguir para o protocolo de ressubilização para ressubilização da pelota de proteína preparar 80% de volume por solução de volume de ácido fórmico na água.Pré-esfrie esta solução de ácido a menos 20 graus Celsius e o cartucho de filtragem contendo proteína precipitada. Distribua 50 microliters de ácido fórmico diluído a frio na tampa do cartucho resfriado e vórtice por 30 segundos. Devolva o cartucho de filtragem ao congelador a menos 20 graus Celsius por 10 minutos.Repita o vórtice anterior e as etapas de incubação. Adicione 450 microliters de água a um volume final de 500 microliters. Diluir o ácido fórmico para 8% Inverter o cartucho desaparafusado e remover o plugue da base do cartucho e fixar o cartucho SPE ao frasco.Gire a proteína através do cartucho SPE em uma centrífuga à temperatura ambiente por cinco minutos a 800 vezes G.Se o solvente permanecer no cartucho superior, devolva o cartucho à centrífuga e repita o giro. Enxágüe adicionando 300 microlitadores de 5%acetonitrila com 0,1% de TFA em água ao cartucho SPE, flua através do cartucho SPE por dois minutos a 2000 vezes G.Para proteínas de baixo peso molecular ou peptídeos digeridos elute a amostra fluindo 300 microliters. Um acetonitrilo de 50% com 0,1% de TFA por cinco minutos a 2,500 vezes G.Para proteínas intactas.Acompanhe com um passo adicional de elusão utilizando 300 microlitres de 75% de acetonitrilo com ácido ascético trifluoro de 0,1%. Combine os dois extratos resultantes. A figura compara o esgotamento do SDS após a base de frascos ou precipitação de proteínas em um cartucho de filtro descartável.Usando acetona com os protocolos convencionais rápidos e CMW. Todas as abordagens reduzem os SDS para permitir a análise ideal de espectrometria de massa. Este número mostra a recuperação quantitativa da proteína, seguindo a precipitação rápida de acetona e precipitação de CMW através da análise de página SDS de um teor celular total de levedura processada.A recuperação consistente foi obtida com todos os protocolos de precipitação. A precipitação em um cartucho de filtragem descartável elimina a necessidade de pipeta cuidadosamente SDS contendo supernanato, mantendo as proteínas agregadas acima de um filtro de membrana. Assim, não foram detectadas faixas visíveis nas frações supernantes em três réplicas independentes.A precipitação de proteína baseada em cartucho demonstra uma recuperação superior de uma amostra digerida de pepsina de plasma bovino em relação à precipitação à base de frascos. Diferenças mais significativas no rendimento são notadas no cartucho ao empregar cloreto de sódio enquanto a empregação de solvente de zinco resultou no maior rendimento. Esta figura quantifica a intensidade máxima do peptídeo de cada amostra de peptídeo com uma razão acima de uma refletindo uma maior abundância de peptídeos para amostras processadas nos cartuchos de filtro descartáveis.A figura compara o número de peptídeos identificados por proteína nas três preparações amostrais de réplica. Os coeficientes de correlação de 0,94 a 0,95 nestes gráficos demonstram a alta consistência da abordagem de preparação da amostra para análise de espectrometria de massa de baixo para cima. Então, uma vez que a pelota é formada você realmente quer evitar perturbá-la.Se você mantê-lo como uma pelota intacta você terá um rendimento maior. Por isso, certifique-se de não esquecer de lavar essa pelota com acetona extra. Isso é ter certeza de que estamos nos livrando do SDS mantendo nossa amostra o mais limpa possível e isso nos dá a melhor análise de espectrometria de massa.Então descobrimos que remover o excesso de solvente invertendo o é muito mais simples do que tentar pipeta a amostra. Você terá rendimentos mais consistentes assim. A realização da precipitação de acetona à temperatura ambiente resultou em uma recuperação mais consistente e mais rápida do que a precipitação tradicional no congelador.

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Analytical Chemistry

Chemistry

Unit 1

Complexometric Titration, Precipitation Titration, and Gravimetry

SCIENTISTS IN ACTION

Analyzing Protein Dynamics Using Hydrogen Exchange Mass Spectrometry

Analisando Dynamics proteína utilizando hidrogênio câmbio Espectrometria de Massa

All cellular processes depend on the functionality of proteins. Although the functionality of a given protein is the direct consequence of its unique ...

Química

Analysis of Volatile and Oxidation Sensitive Compounds Using a Cold Inlet System and Electron Impact Mass Spectrometry

Análise de compostos sensíveis voláteis e oxidação usando um sistema de frio e de entrada Electron Impact Espectrometria de Massa

This video presents a protocol for the mass spectrometrical analysis of volatile and oxidation sensitive compounds using electron impact ionization. The ...

Visualization of Ambient Mass Spectrometry with the Use of Schlieren Photography

Visualização de ambiente Espectrometria de Massa com o uso da fotografia Schlieren

This manuscript outlines how to visualize mass spectrometry ambient ionization sources using schlieren photography. In order to properly optimize the mass ...

An HS-MRM Assay for the Quantification of Host-cell Proteins in Protein Biopharmaceuticals by Liquid Chromatography Ion Mobility QTOF Mass Spectrometry

Um ensaio de HS-MRM para a quantificação de proteínas de célula hospedeira em biofármacos de proteínas por espectrometria de massa líquida cromatografia iônica mobilidade QTOF

The analysis of low-level (1-100 ppm) protein impurities (e.g., host-cell proteins (HCPs)) in protein biotherapeutics is a challenging assay requiring ...

Fizzy Extraction of Volatile Organic Compounds Combined with Atmospheric Pressure Chemical Ionization Quadrupole Mass Spectrometry

Extração efervescente de compostos orgânicos voláteis combinados com a espectrometria de massa de quadrupoolos de ionização química de pressão atmosférica

Chemical analysis of volatile and semivolatile compounds dissolved in liquid samples can be challenging. The dissolved components need to be brought to ...

Real-time Breath Analysis by Using Secondary Nanoelectrospray Ionization Coupled to High Resolution Mass Spectrometry

Análise de respiração em tempo real usando o Nanoelectrospray secundário ionização acoplada a espectrometria de massa de alta resolução

Exhaled volatile organic compounds (VOCs) have aroused considerable interest, since they can serve as biomarkers for disease diagnosis and environmental ...

Synthesis and Mass Spectrometry Analysis of Oligo-peptoids

Síntese e análise de espectrometria de massa de Oligo-peptoids

Peptoids are sequence-controlled peptide-mimicking oligomers consisting of N-alkylated glycine units. Among many potential applications, peptoids have ...

Analyzing Protein Architectures and Protein-Ligand Complexes by Integrative Structural Mass Spectrometry

Análise de arquiteturas de proteínas e complexos proteína-ligante por espectrometria de massa estrutural Integrativa

Proteins are an important class of biological macromolecules that play many key roles in cellular functions including gene expression, catalyzing ...

Mass Spectrometry-Guided Genome Mining as a Tool to Uncover Novel Natural Products

Mineração de genoma guiada por espectrometria em massa como ferramenta para descobrir novos produtos naturais

The chemical space covered by natural products is immense and widely unrecognized. Therefore, convenient methodologies to perform wide-ranging evaluation ...

Capillary Electrophoresis Mass Spectrometry Approaches for Characterization of the Protein and Metabolite Corona Acquired by Nanomaterials

Abordagens de espectrometria de massa de eletroforese capilar para caracterização da proteína e corona metabólica adquirida por nanomateriais

The adsorption of biomolecules from surrounding biological matrices to the surface of nanomaterials (NMs) to form the corona has been of interest for the ...