Name: improved rodent model of myocardial ischemia and reperfusion injury
Uploaded: 2022-03-07T14:00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par l’Administration de la médecine traditionnelle chinoise [SLJ0204], l’Hôpital provincial de médecine chinoise du Jiangsu (Y21017), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine [81973763, 81973824,82004239].

L’étude a été approuvée par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université de médecine chinoise de Nanjing (autorisation n° 202004A002). L’étude a strictement suivi les directives des National Institutes of Health (NIH) sur l’utilisation des animaux de laboratoire (publication des NIH n ° 85-23, révisée en 2011). Trente rats Sprague-Dawley mâles (poids, 300 ± 50 g; âge, 12 ± 14 semaines) ont été utilisés dans ce travail.
1. Préparation des animaux
<ol><li>Priver les rats de nourriture et d’eau pendant 12 h avant la chirurgie. Le jeûne préopératoire vise à prévenir l’aspiration pulmonaire14.</li>
	<li>Stériliser tous les instruments avant la chirurgie à l’aide d’un stérilisateur à vapeur à haute pression.</li>
	<li>Anesthésier les rats en leur administrant du pentobarbital sodique (1,5 %, 75 mg/ kg) par injection intrapéritonéale (voir tableau des matériaux).</li>
	<li>Évaluez l’efficacité de l’anesthésie en effectuant le test de pincement des orteils. NOTE: Le rat est considéré comme suffisamment anesthésié si aucun réflexe n’est observé lorsque sa patte arrière est tenue par la pince à épiler.</li>
	<li>Redressez la section centrale de deux trombones pour former une forme en « S ». Tirez vers le bas la large section de chaque « S » pour former un petit rétracteur.</li>
	<li>Couper un tube en polychlorure de vinyle (PVC) de 2 mm de diamètre en morceaux de 7 mm de longueur. Insérez une suture 4-0 de 10 cm de long dans le tube en PVC et attachez ses extrémités.</li>
	<li>Ligaturez l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD) et le tube en PVC ensemble à l’aide d’une suture 6-0. Coupez une rainure au milieu du tube en PVC à l’aide de ciseaux ophtalmiques et utilisez la rainure pour enfiler la suture 6-0 à travers le tube afin de l’empêcher de tomber. REMARQUE: Le tube en PVC et les rétracteurs en forme de « S » sont représentés dans la figure supplémentaire 1.</li>
</ol>2. Procédure chirurgicale
<ol><li>Effectuez une intervention chirurgicale pour générer le modèle de rat MIRI amélioré en suivant les étapes ci-dessous. REMARQUE: Le groupe de modèles animaux généré par la méthode MIRI améliorée est appelé groupe de modèles expérimentaux tout au long de l’article.<ol>
<li>Après l’anesthésie (étape 1.2), fixez les membres du rat avec du ruban adhésif en plaçant le rat sur la planche chirurgicale en position couchée. Rasez le cou et la partie antérieure de la poitrine avec une crème dépilatoire et nettoyez la peau avec 75% d’alcool et un gommage iodophore.</li>
		<li>Coupez la peau du cou dans le sens de la longueur le long de la ligne cervicale médiane à l’aide de ciseaux ophtalmiques.</li>
		<li>Séparez les muscles du cou à l’aide d’une pince ophtalmique et placez un rétracteur (étape 1.4) de chaque côté pour les rétracter davantage. REMARQUE: Il est nécessaire d’exposer la trachée de manière adéquate, car elle est essentielle pour prévenir les saignements de la glande thyroïde au cours de cette étape.</li>
		<li>Après avoir exposé la trachée, identifiez l’espace entre le quatrième et le cinquième anneau trachéal. Cet espace est le point de perforation.</li>
		<li>Marquez ce point à l’aide du bord émoussé d’une pointe d’aiguille. Faites une incision de 3 mm parallèlement au cartilage cricoïde à ce stade.</li>
		<li>Insérez un trocart d’aspiration (voir tableau des matériaux) dans la trachée par l’incision (étape 2.1.5) et ventilez mécaniquement le rat pour maintenir une respiration normale à une vitesse de 80 respirations / min et un volume courant de 8 mL / kg.</li>
		<li>Ensuite, faites une incision de 4-5 cm du xiphoïde au milieu du deuxième espace intercostal gauche tout en tenant le scalpel à un angle de 45 °. Doucement et lentement, séparez les muscles pectoraux majeurs et serratus antérieurs à l’aide d’une pince ophtalmique pour accéder à l’espace intercostal.</li>
		<li>Faites une incision de 1,5 cm transversalement entre la troisième et la quatrième côte gauche à l’aide de ciseaux ophtalmiques.</li>
		<li>Si nécessaire, coupez la quatrième côte pour exposer le cœur recouvert par le poumon gauche. Cela donne une meilleure visibilité.</li>
		<li>Pour éviter les blessures, placez des boules de coton trempées dans la solution saline physiologique au-dessus des poumons dans la cavité thoracique. Disséquez le péricarde à l’aide d’une pince ophtalmique, soulevez l’appendice auriculaire gauche par une pince à épiler et identifiez l’ostium coronaire présent à la racine de l’artère aortique.</li>
		<li>Dans la section située entre le poumon gauche et l’oreillette, ligaturez le LAD et le tube court pré-préparé (étape 1.6) ensemble à l’aide d’une suture chirurgicale 6-0 et attachez-le à l’aide d’un nœud glissant. Placez le nœud glissant dans la rainure du tube en PVC et serrez le tube ligaturé et le LAD à l’aide d’un deuxième nœud glissant pendant 45 min15 (Figure 1A,B).</li>
		<li>Enregistrez le changement de couleur dans la partie antérieure du ventricule gauche et l’élévation du segment ST sur l’électrocardiogramme (ECG) pendant la période d’ischémie. REMARQUE: La partie antérieure du ventricule gauche devient pâle pendant la période d’ischémie.</li>
		<li>Serrez les muscles de la poitrine et la peau à l’aide d’un clip artériel et couvrez la plaie avec de la gaze saline humide.</li>
		<li>Desserrez le nœud coulissant et retirez le tube court pré-préparé après 45 min15 (Figure 1C).</li>
		<li>Gardez les rats anesthésiés pendant la reperfusion pendant 2 h.</li>
	</ol></li>
	<li>Effectuer une intervention chirurgicale pour générer le modèle de rat en suivant la procédure16 publiée précédemment. REMARQUE : Ce groupe de modèles animaux est appelé groupe de modèles existants tout au long de l’article.<ol>
<li>Avant la ligature de l’artère coronaire LAD, effectuez les mêmes étapes que le groupe modèle expérimental.</li>
		<li>Pendant la période ischémique, ligaturez l’artère coronaire LAD proximale de chaque rat avec un nœud glissant uniquement en utilisant une suture chirurgicale 6-0 à la même position que le groupe modèle expérimental et attachez un nœud glissant pendant 45 minutes.</li>
		<li>Après la ligature, desserrez le nœud glissant avec une pince à épiler, suturez les incisions du rat avec une aiguille de suture et une pince à épiler, et maintenez l’animal dans une anesthésie profonde de 1,5% de pentobarbital sodique pendant la période de reperfusion 17,18,19 pendant 2 h avant de récolter le cœur du rat.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Évaluation de la coloration au chlorure de triphényltétrazolium
<ol><li>À la fin de la reperfusion, les rats sont euthénisés alors qu’ils sont encore profondément anesthésiés. Sacrifiez les rats et récoltez leurs cœurs16,20 immédiatement. Lavez les cœurs dans une solution de PBS et conservez-les à −20 °C pendant environ 20 min pour durcir les tissus.</li>
	<li>Par la suite, coupez les cœurs en tranches de 2 mm avec une lame de microtome, incuubez-les avec 2% de chlorure de triphényltétrazolium (TTC) (voir tableau des matériaux) à 37 °C pendant environ 30 min et fixez-les dans du formol neutre à 10%.</li>
	<li>Photographiez les tranches de cœur et calculez les zones d’infarctus à l’aide d’un programme de traitement d’image du logiciel ImageJ (voir Tableau des matériaux). REMARQUE: En raison de la coloration, les sites d’infarctus apparaissent blanc pâle, tandis que les tissus normaux apparaissent rouge foncé.</li>
</ol>4. Coloration histologique
<ol><li>Récoltez les cœurs sous anesthésie profonde de 1,5% de pentobarbital sodique à la fin de la période de reperfusion.</li>
	<li>Fixer les cœurs dans 10% de formol à 4 °C pendant 48 h.</li>
	<li>Par la suite, coupez les cœurs avec un microtome en au moins 6 tranches (5 μm d’épaisseur) et assurez-vous qu’au moins trois tranches pour l’hématoxyline et l’éosine (H & E) et masson coloration20,21.</li>
	<li>Observez les lames au microscope optique et photographiez-les.</li>
</ol>5. Évaluation ECG
<ol><li>Divisez les animaux au hasard en groupes modèles MIRI expérimentaux ou existants ou en groupes fictifs pour évaluer les changements de l’ECG.</li>
	<li>Anesthésier tous les rats pendant les ligatures chirurgicales et évaluer le plomb II standard du nombrede traces 20,21 pour identifier les changements ECG et confirmer l’ischémie myocardique.</li>
	<li>Stockez toutes les images dans une bibliothèque numérique.</li>
</ol>6. Analyse statistique
<ol><li>Effectuer des analyses statistiques à l’aide de graphiques scientifiques et de logiciels statistiques (voir Tableau des matériaux).</li>
	<li>Exprimer toutes les données comme moyenne ± erreur-type de la moyenne. Après les tests de normalité et de lognormalité de chaque groupe, effectuez une analyse unidirectionnelle de la variance et des tests t22 pour déterminer les différences significatives entre les groupes. Considérez la valeur de p <0,05 comme statistiquement significative.</li>
</ol>

<ol>
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F., Gordon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evans+blue+staining+of+cardiomyocytes+induced+by+myocardial+contrast+echocardiography+in+rats:+evidence+for+necrosis+instead+of+apoptosis.">Evans blue staining of cardiomyocytes induced by myocardial contrast echocardiography in rats: evidence for necrosis instead of apoptosis.</a> Ultrasound in Medicine &amp; Biology. 33 (12), 1988-1996 (2007).</li><li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#945;-Lipoic+acid+reduces+infarct+size+and+preserves+cardiac+function+in+rat+myocardial+ischemia/reperfusion+injury+through+activation+of+PI3K/Akt/Nrf2+pathway.">&#945;-Lipoic acid reduces infarct size and preserves cardiac function in rat myocardial ischemia/reperfusion injury through activation of PI3K/Akt/Nrf2 pathway.</a> PLoS ONE. 8 (3), 58371 (2013).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La principale différence entre les méthodes déjà existantes et améliorées était l’utilisation de tubes en PVC dans le processus de ligature. Dans la méthode chirurgicale existante, le tissu myocardique a été ligaturé en utilisant uniquement la suture de soie 6-0, ce qui a induit des dommages au myocarde pendant la ligature entraînant la mort peropératoire. De plus, la pulsation du cœur desserrerait le nœud glissant. En revanche, dans la méthode améliorée avec le tube en PVC, le nœud glissant placé dans la rainure du tube pourrait être resserré et la zone du myocarde affectée par la ligature augmentait. Ces avantages ont été observés au cours de la procédure expérimentale et confirmés par la coloration TTC et les résultats de survie en pourcentage.
L’étape critique de la méthode chirurgicale améliorée consistait à placer le tube mou sur l’artère coronaire LAD proximale, accompagnée de nerfs, de vaisseaux lymphatiques et de tissu myocardique pendant la ligature pendant la période ischémique. Ce tube mou pré-préparé peut agir comme un coussin qui protège les tissus périphériques (nerfs, myocarde et vaisseaux lymphatiques) et diminue la mortalité lors de la ligature de l’artère coronaire. La chirurgie effectuée par la méthode déjà existante était similaire à la chirurgie de l’infarctus du myocarde. Les résultats de survie en pourcentage ont indiqué que les rats du groupe modèle existant sont principalement morts pendant la période ischémique (deux rats sont morts à 2 minutes après la ligature et deux rats sont morts à 45 minutes après la ligature). Sinon, les causes sous-jacentes de la mort ne sont pas encore claires, et il existe une série d’hypothèses, y compris des dommages supplémentaires aux structures nerveuses23, aux vaisseaux lymphatiques et au myocarde.
En ce qui concerne les lésions nerveuses, des études antérieures ont indiqué que pendant la période ischémique dans le modèle animal, outre les effets locaux directs de l’ischémie sur les structures nerveuses, il y a aussi probablement une diminution significative des niveaux de neuropeptide Y (NPY) qui contribuent à des perturbations du transport axoplasmique dans l’innervation sympathique24. Cette découverte concorde avec les résultats rapportés par Han et al.25, qui ont révélé qu’une disparition progressive du NPY s’est produite dans le myocarde infarctus après la ligature de l’artère coronaire LAD chez le rat. Cependant, le rôle du NPY dans ce contexte reste incertain. Sa délétion atténue le dysfonctionnement cardiaque et l’apoptose lors de l’infarctus aigu du myocarde26 et est associée à l’arythmie27, à l’hypertension artérielle et à la fonction microvasculaire coronaire28.
En outre, une obstruction défavorable du flux lymphatique cardiaque s’est produite pendant la période ischémique, entraînant un œdème cardiaque grave, un dysfonctionnement gauche et des hémorragies29, qui pourraient être une autre cause de décès chez le rat. Au cours de ce processus pathologique, la ligature de l’artère coronaire LAD peut être attribuée à l’obstruction des artères coronaires ou au transport lymphatique cardiaque dans la zone de l’infarctus, ce qui peut entraîner des complications supplémentaires, telles qu’un remodelage défavorable des lymphatiques collecteurs épicardiques, une réduction du flux lymphatique et un œdème persistant30.
Par conséquent, la circulation dans les vaisseaux lymphatiques joue un rôle fonctionnel dans l’homéostasie cardiaque31 et la cicatrisation des plaies32, et les résultats de survie en pourcentage dans cette étude suggèrent que l’intervention chirurgicale MIRI améliorée pourrait éviter les dommages lymphatiques et favoriser la reperfusion lymphatique en plaçant le tube mou sur l’artère coronaire LAD pendant la ligature. En comparaison, la méthode chirurgicale existante est plus susceptible de déchirer le muscle cardiaque et de provoquer une hémorragie massive lors de la ligature de l’artère coronaire LAD, sans l’effet amortissant du tube mou. De plus, le diamètre du tube mou pré-préparé était beaucoup plus grand que la suture de soie 6-0, et le tube peut s’être contracté et avoir induit une taille d’infarctus plus grande lorsque le nœud glissant était attaché au tube pendant la période ischémique.
Cette étude comportait quelques limites. La taille de l’infarctus du cœur a été analysée dans l’expérience préliminaire. La formule de substitution (N = 7,75) a été calculée à l’aide d’une équation33 précédemment rapportée. Compte tenu de la mort possible de rats au cours de l’opération, N a été augmenté de 25%; par conséquent, n = 10 (dix rats pour chaque groupe) a été décidé. Sinon, la méthode déjà existante pour générer le modèle MIRI avait un taux de mortalité élevé. Par conséquent, peu de cas (faible taille de l’échantillon) dans le groupe du modèle expérimental ont influencé les résultats statistiques. Plusieurs évaluations, y compris l’échocardiographie30, la coloration bleue d’Evans34 et la mesure de l’enzyme myocardique35, ont été essentielles pour l’évaluation et l’analyse de la fonction cardiaque. En raison de la faible taille de l’échantillon de ce travail, ces évaluations n’ont pas été effectuées et seront décrites dans une étude future de la recherche pharmacodynamique dans MIRI. Cependant, étant donné que la procédure chirurgicale existante pour générer le modèle MIRI est associée à des lésions myocardiques étendues, il vaut la peine de signaler cette méthode actuelle pour améliorer la modélisation de MIRI chez le rat et apporter de la lumière à ce modèle préclinique qui simule correctement la cardiopathie ischémique.
En conclusion, la méthode chirurgicale améliorée pour générer le modèle MIRI avait un taux de survie plus élevé, un segment ST-T élevé et une taille d’infarctus plus grande que la méthode de génération de modèle MIRI existante, ce qui suggère que le modèle amélioré simule mieux la pathologie MIRI.

La cardiopathie ischémique est la principale cause de mortalité dans le monde. La mortalité cardiovasculaire joue un rôle crucial dans la santé publique et l’épidémiologie à l’échelle mondiale1. L’ischémie myocardique et la lésion de reperfusion jouent un rôle essentiel dans les cardiopathies ischémiques, qui font référence à un processus physiopathologique complexe qui comprend l’épuisement de l’adénosine triphosphate2, la génération excessive d’espèces réactives de l’oxygène3, les réactions inflammatoires4 et le dysfonctionnement mitochondrial dû à une surcharge en calcium5, qui déclenche un infarctus aigu du myocarde via un dysfonctionnement métabolique et des dommages structurels6.
Cependant, les mécanismes détaillés sous-jacents à l’ischémie myocardique et à la lésion de reperfusion (MIRI) restent inconnus. Le présent travail vise à développer un modèle animal unique qui simule de manière adéquate la présentation clinique et le traitement du MIRI. Sinon, dans le processus de recherche sur les modèles MIRI, les grands animaux7 (tels que les porcs) nécessitent une chirurgie interventionnelle, ce qui est coûteux. Les petits animaux (tels que les lapins8, les souris 9,10,11,12 et les rats13) nécessitent une chirurgie délicate sous microscopie10, des saccules télécommandés 8,11 ou la compression du cœur hors de la cavité 9, ce qui nécessite un haut niveau de technologie et peut entraîner plusieurs complications postopératoires qui perturbent la précision des résultats. Un modèle MIRI idéal avec un taux de survie plus élevé et un coût inférieur jouera un rôle crucial dans la recherche pathologique.
Cette étude visait à lutter contre ces problèmes en établissant un modèle plus accessible et réalisable de MIRI chez le rat afin de faciliter la recherche sur la pathologie de MIRI, ce qui pourrait conduire à la découverte de thérapies cliniques pour MIRI.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Neutral Formalin</td>
			<td>Chunyu, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,3,5-Triphenyl-2H-Tetrazolium Chloride</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>T8107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% Alchol</td>
			<td>SCR, China</td>
			<td>10009261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artery Clip</td>
			<td>Zhonglin Dongsheng, China</td>
			<td>6.5cm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Camera</td>
			<td>Olympus Corporation, Japan</td>
			<td>EPL5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton ball</td>
			<td>Huachen, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dpilatory cream</td>
			<td>Veet, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye speculum</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Zhonggan, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad</td>
			<td>GraphPad Software, USA</td>
			<td>8.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H&#38;E Kit</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>G1120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-pressure steam sterilizer</td>
			<td>TOMY, Japan</td>
			<td>SX-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH, USA</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson Kit</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>G1340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical Tape</td>
			<td>Mr.Song, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Olympus Corporation, Japan</td>
			<td>CKX31</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy</td>
			<td>TEKSQRAY, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Leica, Germany</td>
			<td>RM2235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome Blade</td>
			<td>Leica, Germany</td>
			<td>819</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissors</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic tweezers</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper clip</td>
			<td>Chenguang, China</td>
			<td>ABS91613</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Physiological saline solution</td>
			<td>Kelun, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerlab ECG</td>
			<td>ADINSTRUMENTS ,China</td>
			<td>4/35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC tube</td>
			<td>Guanzhijia, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal ventilator</td>
			<td>TECHMAN, China</td>
			<td>HX-101E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pentobarbital</td>
			<td>SIGEMA, USA</td>
			<td>1030001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction trocar</td>
			<td>TECHMAN, China</td>
			<td>HX-101E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture line</td>
			<td>Lingqiao, China</td>
			<td>4-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle with thread</td>
			<td>Shanghai Pudong Jinhua Medical Products Co LTD, China</td>
			<td>6-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved rodent model of myocardial ischemia and reperfusion injury

L’ischémie myocardique et les lésions de reperfusion (MIRI), induites par une maladie coronarienne (CHD), endommagent les cardiomyocytes. De plus, les preuves suggèrent que le traitement thrombolytique ou l’intervention coronarienne percutanée primaire (ICPP) ne prévient pas les lésions de reperfusion. Il n’existe toujours pas de modèle animal idéal pour MIRI. Cette étude vise à améliorer le modèle MIRI chez le rat pour rendre la chirurgie plus facile et plus réalisable. Une méthode unique pour établir MIRI est développée en utilisant un tube souple pendant une étape clé de la période ischémique. Pour explorer cette méthode, trente rats ont été répartis au hasard en trois groupes: groupe simulé (n = 10); groupe modèle expérimental (n = 10); et groupe de modèles existant (n = 10). Les résultats de la coloration au chlorure de triphényltétrazolium, de l’électrocardiographie et du pourcentage de survie sont comparés pour déterminer la précision et les taux de survie des opérations. Sur la base des résultats de l’étude, il a été conclu que la méthode chirurgicale améliorée est associée à un taux de survie plus élevé, à un segment ST-T élevé et à une taille d’infarctus plus grande, ce qui devrait mieux imiter la pathologie de MIRI.

Coloration TTC Les coupes cardiaques de rats qui ont subi la procédure MIRI existante ou améliorée ou une chirurgie simulée ont été colorées avec TTC, et les images ont été stockées numériquement et analysées à l’aide d’ImageJ. Les rats qui ont subi les procédures MIRI déjà existantes ou améliorées ont eu des infarctus du myocarde, alors que les rats du groupe simulé n’en ont pas eu (Figure 2B). Par rapport aux rats du groupe fictif, les rats des groupes modèles MIRI existants (p < 0,0001) et expérimentaux (p < 0,0001) présentaient une différence significative dans la taille de l’infarctus du myocarde, et le groupe modèle expérimental avait une taille d’infarctus du myocarde plus grande que le groupe modèle existant (p = 0,0176) (Figure 3B).
Coloration histologique L’analyse des échantillons colorés à l’aide de taches H&E et Masson 22,23 a montré que, par rapport au groupe simulé, les cardiomyocytes des groupes modèles expérimentaux et existants avaient subi des dommages critiques et une nucléolyse et étaient infiltrés par de nombreux neutrophiles (Figure 3).
Test ECG Les segments ECG ST-T des rats dans les groupes modèles MIRI existants et expérimentaux étaient élevés par rapport à ceux des rats du groupe simulé (Figure 4A), et les différences entre le modèle expérimental et les groupes simulés (p < 0,0001) ou les groupes modèles et simulacres existants (p < 0,0001) étaient significatives (Figure 4B). De plus, le segment ST-T était plus élevé dans le groupe de modèles expérimentaux que dans le groupe de modèles existants (p = 0,0274) (figure 4C).
Pourcentage de survie Le taux de survie était significativement différent entre les deux groupes modèles MIRI (Figure 4D). Quatre des dix rats sont morts dans le groupe modèle existant. Le taux de mortalité était de 40 % pendant la période de reperfusion. En revanche, aucun des rats du groupe modèle expérimental n’est mort pendant la chirurgie, ce qui démontre que le modèle amélioré actuel avait un taux de survie plus élevé (p = 0,0291).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig01.jpg"> Figure 1 : Étapes clés de la chirurgie modèle de lésion ischémique et de reperfusion myocardique (MIRI). Les points verts indiquent le protocole de ligature pendant la période ischémique, y compris le placement du tube mou sur les artères coronaires (A), l’accrochage de la ligne de suture dans la rainure du tube mou pré-préparé (B), le relâchement du nœud coulissant et le retrait du tube mou lorsque la période de reperfusion a commencé (barre d’échelle = 1 cm) (C ). LAA: Appendice auriculaire gauche, RAA: Appendice auriculaire droit, LAD: Descente antérieure gauche, RCA: Artère coronaire droite, IVC: Veine cave inférieure, SVC: Veine cave supérieure, AO: Artère aorculaire, PA: Artère pulmonaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig02.jpg"> Figure 2 : L’ensemble de la procédure chirurgicale et les différences de coloration au chlorure de triphényltétrazolium (TTC) entre les différents groupes. Le petit rétracteur pré-préparé (barre d’échelle = 15 mm), le tube souple (barre d’échelle = 10 mm) et l’ensemble de la chirurgie (barre d’échelle = 15 mm) sont représentés (A). Trente rats ont été répartis au hasard dans les groupes expérimental (n = 10), le groupe fictif (n = 10) et le groupe modèle existant (n = 10). La coloration TTC a indiqué que les groupes des modèles expérimentaux et existants présentaient des changements significatifs par rapport au groupe simulé (B). La paroi antérieure du myocarde dans l’expérimental et la paroi latérale dans les groupes modèles existants sont devenues blanc pâle, confirmant l’emplacement de la zone ischémique (barre d’échelle = 5 mm). Le « modèle existant » est représenté comme « l’ancien modèle » dans la figure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig03.jpg"> Figure 3 : Différences dans la coloration H&E et Masson entre les groupes. Trente rats Sprague Dawley mâles ont été divisés au hasard en groupes expérimentaux (n = 10), groupe fictif (n = 10) et modèles existants (n = 10), et la comparaison des changements morphologiques cellulaires entre les groupes est montrée (barre d’échelle = 2 mm). L’hématoxyline et l’éosine (H & E) et la coloration de Masson montrent que les cellules myocardiques du modèle expérimental et les groupes modèles existants ont des dommages critiques, la nucléolyse, et sont infiltrées par de nombreux neutrophiles par rapport à ceux du groupe simulé (barre d’échelle = 100 μm). Le « modèle existant » est représenté comme « l’ancien modèle » dans la figure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig04.jpg"> Figure 4 : Différences dans les résultats statistiques entre les groupes. Trente rats Sprague Dawley mâles ont été divisés au hasard en groupes expérimentaux (n = 10), groupe fictif (n = 10) et modèle existant (n = 10). Les résultats de l’électrocardiogramme montrent que par rapport au groupe modèle déjà existant, le groupe modèle expérimental a une taille d’infarctus du myocarde plus grande (****p < 0,0001, *p = 0,0176) (A), une élévation plus élevée du segment ST (****p < 0,0001, *p = 0,0274) (B) et un pourcentage de survie plus élevé (p = 0,0291) (C ). En particulier, les rats du groupe modèle existant étaient plus susceptibles de mourir au début de la période d’ischémie et au début de la période de reperfusion (D). Le « modèle existant » est représenté comme « l’ancien modèle » dans la figure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Figure supplémentaire 1 : Détails du rétracteur pré-préparé et du tube en PVC. Le rétracteur pré-préparé (A) et le tube en PVC (B) sont représentés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/Supplementary%20Figure%201.pdf" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

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Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Le modèle d’ischémie-reperfusion myocardique du cœur de rat est amélioré en utilisant un rétracteur auto-fabriqué, un tube de polychlorure de vinyle et une méthode de nouage unique. L’électrocardiogramme, le chlorure de triphényltétrazolium et la coloration histologique, ainsi que les résultats de l’analyse de la survie en pourcentage ont montré que le groupe modèle amélioré a des taux de réussite et de survie plus élevés que le groupe modèle déjà existant.

Modèle de rongeur amélioré de l’ischémie myocardique et de la lésion de reperfusion

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...

Ce modèle de reperfusion d’ischémie myocardique est amélioré par un rétracteur auto-fabriqué, un tube de chlorure de polyvinyle et une méthode de nouage unique. Cette technique est associée à un taux de survie plus élevé et à une plus grande taille d’impact. Cette méthode améliorera le taux de survie de la lésion de reperfusion de l’ischémie myocardique chez le rat, ce qui apportera de la lumière au traitement clinique de la lésion de reperfusion de l’ischémie myocardique à l’avenir.Après avoir anesthésié le rat, redressez la section centrale de deux trombones pour former une forme en S et tirez vers le bas la large section de chaque S pour former un petit rétracteur. Coupez un tube de polychlorure de vinyle de deux millimètres de diamètre en morceaux de sept millimètres de longueur. Insérez une suture 4-0 de 10 centimètres de long dans le tube en PVC et attachez ses extrémités.Ensuite, coupez une rainure au milieu du tube en PVC à l’aide de ciseaux ophtalmiques pour placer la suture en période de ligature. Fixez les membres du rat avec du ruban adhésif en plaçant le rat sur la planche chirurgicale en position couchée. Rasez le cou et la partie antérieure de la poitrine avec une crème dépilatoire et nettoyez la peau avec 75% d’alcool et un gommage iodophore.Ensuite, coupez la peau du cou dans le sens de la longueur le long de la ligne cervicale médiane à l’aide de ciseaux ophtalmiques. Séparez les muscles du cou à l’aide d’une pince ophtalmique et placez un rétracteur de chaque côté pour les rétracter davantage. Après avoir exposé la trachée, identifiez l’espace entre le quatrième et le cinquième anneau trachéal.Faites une incision de trois millimètres parallèlement au cartilage cricoïde entre les quatrième et cinquième anneaux trachéaux avec le bord émoussé d’une pointe d’aiguille. Insérez un trocart d’aspiration dans la trachée à travers l’incision et ventilez mécaniquement le rat pour maintenir une respiration normale à une vitesse de 80 respirations par minute et un volume courant de huit millilitres par kilogramme. Ensuite, faites une incision de quatre à cinq centimètres de long du xiphoïde au milieu du deuxième espace intercostal gauche tout en maintenant l’échafaudage à un angle de 45 degrés.Séparez doucement et lentement les muscles pectoraux majeurs et les muscles antérieurs serratus à l’aide d’une pince ophtalmique pour accéder à l’espace intercostal. Faites une incision de 1,5 centimètre transversalement entre les côtes gauche, troisième et quatrième, à l’aide de ciseaux ophtalmiques. Pour éviter les blessures, placez des boules de coton trempées dans la solution saline physiologique au-dessus des poumons dans la cavité thoracique.Disséquez le péricarde à l’aide d’une pince ophtalmique. Soulevez ensuite l’appendice auriculaire gauche par une pince à épiler et identifiez l’ostium coronaire présent à la racine de l’artère aortique. Dans la section située entre le poumon gauche et l’oreillette, ligaturez le LAD et le tube court prépréparé ensemble à l’aide d’une suture chirurgicale 6-0.Attachez-les à l’aide d’un nœud glissant et placez le nœud glissant dans la rainure du tube en PVC. Ensuite, serrez le tube ligaturé et le LAD à l’aide d’un deuxième nœud de glissement pendant 45 minutes. Enregistrez le changement de couleur dans la partie antérieure du ventricule gauche et l’élévation du segment ST sur l’électrocardiogramme pendant la période d’ischémie.Serrez les muscles de la poitrine et la peau à l’aide d’un clip artériel et couvrez la plaie avec de la gaze saline humide, puis desserrez le nœud glissant et retirez le tube court préparé après 45 minutes. Les rats qui ont subi des procédures existantes ou améliorées d’ischémie myocardique et de lésion de reperfusion ont eu des infarctus du myocarde alors que les rats du groupe simulé n’en ont pas. De plus, les groupes modèles existants et expérimentaux d’ischémie myocardique et de lésion de reperfusion présentaient une différence significative dans la taille de l’infarctus du myocarde.Le groupe modèle expérimental avait une taille d’infarctus du myocarde plus grande que le groupe modèle existant. L’hématoxyline, l’éosine et la coloration de Masson montrent que les cardiomyocytes des groupes modèles expérimentaux et existants avaient subi des dommages critiques et une nucléose tout en étant infiltrés par de nombreux neutrophiles. Les rats des groupes modèles existants et expérimentaux d’ischémie myocardique et de lésion de reperfusion présentent des segments STT d’électrocardiogramme élevés par rapport au groupe simulé.Il y avait des différences significatives entre le modèle expérimental et le groupe fictif ou le modèle existant et les groupes fictifs. De plus, le segment TT était plus élevé dans le groupe de modèles expérimentaux que dans le groupe de modèles existants. Le taux de survie était significativement différent entre les deux groupes modèles d’ischémie myocardique et de lésion de reperfusion.Le taux de mortalité était de 40% pendant la période de reperfusion, tandis que dans le groupe modèle expérimental, aucun des rats n’est mort pendant la chirurgie, démontrant que le modèle amélioré actuel avait un taux de survie plus élevé. La chose la plus importante est que nous devrions mettre le tube dans le nœud. Pendant ce temps, placez le nœud glissant dans la rainure du tube.Cette méthode peut également fournir un aperçu du domaine de la lésion de réapprovisionnement de l’ischémie myocardique et de l’infection myocardique.

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Confirmation de Ischémie myocardique et reperfusion chez des souris à l&#39;aide Pad Surface électrocardiographie

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Lésion d’ischémie-reperfusion d’organe en simulant des changements hémodynamiques dans le modèle de greffe de foie de rat

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

Un modèle de transplantation pulmonaire chez le rat de lésions d’ischémie chaude / reperfusion : optimisations pour améliorer les résultats

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...