Name: improved rodent model of myocardial ischemia and reperfusion injury
Uploaded: 2022-03-07T14:00:00
Duration: 7 min 23 s
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Diese Arbeit wurde von der Administration of Traditional Chinese Medicine [SLJ0204], dem Jiangsu Provincial Hospital of Chinese Medicine (Y21017), der National Natural Science Foundation of China [81973763, 81973824,82004239] unterstützt.

Die Studie wurde vom Animal Care and Use Committee der Nanjing University of Chinese Medicine genehmigt (Genehmigung Nr. 202004A002). Die Studie folgte strikt den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) zur Verwendung von Labortieren (NIH-Publikation Nr. 85-23, überarbeitet 2011). Dreißig männliche Sprague-Dawley-Ratten (Gewicht, 300 ± 50 g; Alter, 12 ± 14 Wochen) wurden in dieser Arbeit verwendet.
1. Tierpräparation
<ol><li>Entziehen Sie den Ratten vor der Operation 12 Stunden lang Nahrung und Wasser. Präoperatives Fasten zielt darauf ab, eine Lungenaspirationzu verhindern 14.</li>
	<li>Sterilisieren Sie alle Instrumente vor der Operation mit einem Hochdruck-Dampfsterilisator.</li>
	<li>Anästhesieren Sie die Ratten durch Verabreichung von Pentobarbitalnatrium (1,5%, 75 mg/kg) durch intraperitoneale Injektion (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Beurteilen Sie die Wirksamkeit der Anästhesie, indem Sie den Pinch-Toe-Test durchführen. HINWEIS: Die Ratte gilt als ausreichend betäubt, wenn keine Reflexe beobachtet werden, wenn ihre Hinterpfote von der Pinzette gehalten wird.</li>
	<li>Begragen Sie den mittleren Teil von zwei Büroklammern, um eine "S" -Form zu bilden. Ziehen Sie den breiten Abschnitt jedes "S" nach unten, um einen kleinen Retraktor zu bilden.</li>
	<li>Schneiden Sie ein Polyvinylchlorid-Rohr (PVC) mit einem Durchmesser von 2 mm in 7 mm lange Stücke. Führen Sie eine 10 cm lange 4-0-Naht in das PVC-Rohr ein und binden Sie seine Enden zusammen.</li>
	<li>Ligatieren Sie die linke vordere absteigende (LAD) Koronararterie und das PVC-Rohr zusammen mit einer 6-0-Naht. Schneiden Sie eine Nut in der Mitte des PVC-Rohrs mit einer Augenschere und verwenden Sie die Nut, um die 6-0-Naht durch das Rohr zu fädeln, um zu verhindern, dass sie abfällt. HINWEIS: Das PVC-Rohr und die "S"-Formretraktoren sind in der ergänzenden Abbildung 1 dargestellt.</li>
</ol>2. Chirurgischer Eingriff
<ol><li>Führen Sie eine Operation durch, um das verbesserte MIRI-Rattenmodell zu generieren, indem Sie die folgenden Schritte ausführen. HINWEIS: Die durch die verbesserte MIRI-Methode erzeugte Tiermodellgruppe wird im gesamten Artikel als experimentelle Modellgruppe bezeichnet.<ol>
<li>Nach der Anästhesie (Schritt 1.2) fixieren Sie die Gliedmaßen der Ratte mit Klebeband, indem Sie die Ratte in Rückenlage auf die Operationsplatte legen. Rasieren Sie den Hals und den linken vorderen Brustbereich mit Enthaarungscreme und reinigen Sie die Haut mit 75% Alkohol und Jodophor-Peeling.</li>
		<li>Schneiden Sie die Haut des Halses längs entlang der mittleren Halslinie mit einer Augenschere.</li>
		<li>Trennen Sie die Nackenmuskulatur mit einer Augenpinzette und legen Sie auf jeder Seite einen Retraktor (Schritt 1.4), um sie weiter einzuziehen. HINWEIS: Es ist notwendig, die Luftröhre angemessen freizulegen, da dies entscheidend ist, um Blutungen aus der Schilddrüse während dieses Schritts zu verhindern.</li>
		<li>Nachdem Sie die Luftröhre freigelegt haben, identifizieren Sie den Raum zwischen dem vierten und fünften Luftröhrenring. Dieser Raum ist der Punktionspunkt.</li>
		<li>Markieren Sie diesen Punkt mit dem stumpfen Rand einer Nadelspitze. Machen Sie an dieser Stelle einen 3-mm-Schnitt parallel zum Kricoidknorpel.</li>
		<li>Führen Sie über den Schnitt (Schritt 2.1.5) einen Saugtrokar (siehe Materialtabelle) in die Luftröhre ein und belüften Sie die Ratte mechanisch, um die normale Atmung mit einer Rate von 80 Atemzügen/min und einem Tidalvolumen von 8 ml/kg aufrechtzuerhalten.</li>
		<li>Als nächstes machen Sie einen 4-5 cm großen Schnitt vom Xiphoid in die Mitte des zweiten linken Interkostalraums, während Sie das Skalpell in einem Winkel von 45 ° halten. Trennen Sie sanft und langsam die Muskeln pectoralis major und Serratus anterior mit einer Augenpinzette, um Zugang zum Interkostalraum zu erhalten.</li>
		<li>Machen Sie einen 1,5 cm großen Schnitt quer zwischen der linken dritten und vierten Rippe mit einer Augenschere.</li>
		<li>Falls erforderlich, schneiden Sie die vierte Rippe aus, um das von der linken Lunge bedeckte Herz freizulegen. Dies gibt eine bessere Sichtbarkeit.</li>
		<li>Um Verletzungen vorzubeugen, legen Sie Wattebällchen, die in der physiologischen Kochsalzlösung getränkt sind, über die Lunge in die Brusthöhle. Sezieren Sie das Perikard mit einer Augenpinzette, heben Sie das linke Vorhofanhängsel mit einer Pinzette an und identifizieren Sie das koronare Ostium, das an der Wurzel der Aortenarterie vorhanden ist.</li>
		<li>Im Abschnitt zwischen der linken Lunge und der Ohrmuschel ligiieren Sie das LAD und den vorvorbereiteten kurzen Schlauch (Schritt 1.6) mit einer 6-0-Operationsnaht zusammen und binden Sie sie mit einem Slipknoten zusammen. Setzen Sie den Slipknoten in die Nut des PVC-Rohrs und ziehen Sie das ligierte Rohr und LAD mit einem zweiten Slipknoten für 45 min15 fest (Abbildung 1A,B).</li>
		<li>Zeichnen Sie die Farbänderung im vorderen Teil des linken Ventrikels und die Erhöhung des ST-Segments im Elektrokardiogramm (EKG) während der Ischämieperiode auf. HINWEIS: Der vordere Teil des linken Ventrikels wird während der Ischämieperiode blass.</li>
		<li>Klemmen Sie die Brustmuskeln und die Haut mit einem Arterienclip und bedecken Sie die Wunde mit feuchter Kochsalzgaze.</li>
		<li>Lösen Sie den Slipknoten und entfernen Sie das vorbereitete kurze Rohr nach 45 min15 (Abbildung 1C).</li>
		<li>Halten Sie die Ratten während der Reperfusion für 2 Stunden betäubt.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine Operation durch, um das Rattenmodell nach dem zuvor veröffentlichten Verfahrenzu generieren 16. HINWEIS: Diese Tiermodellgruppe wird im gesamten Artikel als die vorhandene Modellgruppe bezeichnet.<ol>
<li>Führen Sie vor der Ligatur der LAD-Koronararterien die gleichen Schritte wie die experimentelle Modellgruppe durch.</li>
		<li>Während der ischämischen Periode ligiieren Sie die proximale LAD-Koronararterie jeder Ratte mit einem Slipknoten nur mit einer 6-0-chirurgischen Naht an der gleichen Position wie die experimentelle Modellgruppe und binden Sie einen Slipknoten für 45 min.</li>
		<li>Nach der Ligatur den Slipknoten mit einer Pinzette lösen, die Schnitte der Ratte mit einer Nahtnadel und einer Pinzette vernähen und das Tier während der gesamten Reperfusionsperiode17,18,19 für 2 h in tiefer Betäubung von 1,5% Pentobarbitalnatrium halten, bevor die Herzen der Ratte geerntet werden.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Beurteilung der Triphenyltetrazoliumchloridfärbung
<ol><li>Am Ende der Reperfusion werden die Ratten euthenisiert, während sie noch tief betäubt sind. Opfert die Ratten und erntet sofort ihre Herzen16,20. Waschen Sie die Herzen in PBS-Lösung und lagern Sie sie bei -20 ° C für ~ 20 Minuten, um das Gewebe zu härten.</li>
	<li>Anschließend schneiden Sie die Herzen in 2 mm Scheiben mit einer Mikrotomklinge, inkubieren sie mit 2% Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) (siehe Materialtabelle) bei 37 °C für ~30 min und fixieren sie in 10% neutralem Formalin.</li>
	<li>Fotografieren Sie die Herzschnitte und berechnen Sie die Infarktbereiche mit einem Bildverarbeitungsprogramm der ImageJ-Software (siehe Materialverzeichnis). HINWEIS: Aufgrund der Färbung erscheinen die Infarktstellen blassweiß, während normales Gewebe dunkelrot erscheint.</li>
</ol>4. Histologische Färbung
<ol><li>Ernten Sie die Herzen unter tiefer Narkose von 1,5% Pentobarbital-Natrium am Ende der Reperfusionsperiode.</li>
	<li>Fixieren Sie die Herzen in 10% Formalin bei 4 °C für 48 h.</li>
	<li>Anschließend schneiden Sie die Herzen mit einem Mikrotom in mindestens 6 Scheiben (5 μm dick) und stellen sicher, dass mindestens drei Scheiben für Hämatoxylin und Eosin (H & E) und Masson20,21 färben.</li>
	<li>Beobachten Sie die Dias unter einem Lichtmikroskop und fotografieren Sie sie.</li>
</ol>5. EKG-Bewertung
<ol><li>Teilen Sie Tiere nach dem Zufallsprinzip in experimentelle oder bestehende MIRI-Modellgruppen oder Scheingruppen ein, um die EKG-Veränderungen zu bewerten.</li>
	<li>Anästhesieren Sie alle Ratten während der chirurgischen Ligaturen und beurteilen Sie die Standard-Gliedmaßen-LED-Verfolgung20,21, um EKG-Veränderungen zu identifizieren und eine Myokardischämie zu bestätigen.</li>
	<li>Speichern Sie alle Bilder in einer digitalen Bibliothek.</li>
</ol>6. Statistische Auswertung
<ol><li>Führen Sie statistische Analysen mit wissenschaftlicher Grafik- und Statistiksoftware durch (siehe Materialverzeichnis).</li>
	<li>Drücken Sie alle Daten als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts aus. Führen Sie nach den Normalitäts- und Lognormalitätstests jeder Gruppe eine Einweganalyse der Varianz und der t-Tests22 durch, um signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen zu bestimmen. Betrachten Sie den p-Wert <0,05 als statistisch signifikant.</li>
</ol>

<ol>
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F., Gordon, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evans+blue+staining+of+cardiomyocytes+induced+by+myocardial+contrast+echocardiography+in+rats:+evidence+for+necrosis+instead+of+apoptosis.">Evans blue staining of cardiomyocytes induced by myocardial contrast echocardiography in rats: evidence for necrosis instead of apoptosis.</a> Ultrasound in Medicine &amp; Biology. 33 (12), 1988-1996 (2007).</li><li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=&#945;-Lipoic+acid+reduces+infarct+size+and+preserves+cardiac+function+in+rat+myocardial+ischemia/reperfusion+injury+through+activation+of+PI3K/Akt/Nrf2+pathway.">&#945;-Lipoic acid reduces infarct size and preserves cardiac function in rat myocardial ischemia/reperfusion injury through activation of PI3K/Akt/Nrf2 pathway.</a> PLoS ONE. 8 (3), 58371 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Der Hauptunterschied zwischen den bereits bestehenden und verbesserten Methoden war die Verwendung von PVC-Rohren im Ligationsprozess. Bei der bestehenden Operationsmethode wurde das Myokardgewebe nur mit der 6-0-Seidennaht ligiert, was zu einer Schädigung des Myokards während der Ligatur führte, was zum intraoperativen Tod führte. Darüber hinaus würde das Pulsieren des Herzens den Slipknoten lösen. Im Gegensatz dazu konnte bei der verbesserten Methode mit dem PVC-Rohr der in der Nut des Rohres platzierte Slipknoten angezogen und der von der Ligatur betroffene Bereich des Myokards vergrößert werden. Diese Vorteile wurden während des experimentellen Verfahrens beobachtet und durch die TTC-Färbungs- und prozentualen Überlebensergebnisse bestätigt.
Der entscheidende Schritt der verbesserten Operationsmethode bestand darin, den weichen Schlauch auf die proximale LAD-Koronararterie zu legen, begleitet von Nerven, Lymphgefäßen und Myokardgewebe während der Ligatur in der ischämischen Periode. Dieser vorvorbereitete weiche Schlauch kann als Kissen dienen, das das periphere Gewebe (Nerven, Myokarde und Lymphgefäße) schützt und die Mortalität während der Koronararterienligatur verringert. Die Operation, die nach der bereits bestehenden Methode durchgeführt wurde, ähnelte der Operation bei Myokardinfarkt. Die prozentualen Überlebensergebnisse zeigten, dass Ratten in der bestehenden Modellgruppe hauptsächlich während der ischämischen Periode starben (zwei Ratten starben nach 2 Minuten nach der Ligatur und zwei Ratten starben nach 45 Minuten nach der Ligatur). Andernfalls sind die zugrunde liegenden Todesursachen noch unklar, und es gibt eine Reihe von Hypothesen, einschließlich zusätzlicher Schäden an den Nervenstrukturen23, Lymphgefäßen und Myokardie.
In Bezug auf nervöse Schäden haben frühere Studien gezeigt, dass während der ischämischen Periode im Tiermodell neben den direkten lokalen Auswirkungen der Ischämie auf die Nervenstrukturen wahrscheinlich auch eine signifikante Abnahme der Neuropeptid-Y-Spiegel (NPY) auftritt, die zu Störungen des axoplasmatischen Transports in der sympathischen Innervation beitragen24. Dieser Befund stimmt mit den Ergebnissen von Han et al.25 überein, die zeigten, dass ein allmähliches Verschwinden von NPY im infarktierten Myokard nach Ligatur der LAD-Koronararterie bei Ratten auftrat. Die Rolle des NPY in diesem Zusammenhang bleibt jedoch unklar. Seine Deletion schwächt Herzfunktionsstörungen und Apoptose während akutem Myokardinfarktab 26 und ist mit Arrhythmie27, Bluthochdruck und koronarer mikrovaskulärer Funktion28 verbunden.
Darüber hinaus trat während der ischämischen Periode eine nachteilige Obstruktion des Herzlymphflusses auf, was zu schweren Herzödemen, linker Dysfunktion und Blutungen29 führte, was eine weitere Todesursache bei Ratten sein könnte. Während dieses pathologischen Prozesses kann die Ligatur der LAD-Koronararterie auf die Obstruktion der Koronararterien oder den kardialen Lymphtransport innerhalb des Infarktbereichs zurückgeführt werden, was zu zusätzlichen Komplikationen führen kann, wie z. B. einem nachteiligen Umbau der epikardialen Kollektorlymphatik, einem verminderten Lymphfluss und einem anhaltendenÖdem 30.
Daher spielt die Durchblutung in Lymphgefäßen eine funktionelle Rolle bei der Herzhomöostase 31 und der Wundheilung32, und die prozentualen Überlebensergebnisse in dieser Studie deuten darauf hin, dass das verbesserte MIRI-Operationsverfahren lymphatische Schäden vermeiden und die lymphatische Reperfusion fördern könnte, indem derweiche Schlauch während der Ligatur auf die LAD-Koronararterie gelegt wird. Im Vergleich dazu ist es wahrscheinlicher, dass die bestehende Operationsmethode den Herzmuskel reißt und eine massive Blutung während der Ligatur der LAD-Koronararterie verursacht, ohne die dämpfende Wirkung des weichen Schlauches. Darüber hinaus war der vorgefertigte Weichrohrdurchmesser viel größer als die 6-0-Seidennaht, und die Röhre könnte sich zusammengezogen und eine größere Infarktgröße induziert haben, wenn der Slipknoten während der ischämischen Periode an die Röhre gebunden wurde.
Diese Studie hatte einige Einschränkungen. Die Infarktgröße des Herzens wurde im Vorexperiment analysiert. Die Substitutionsformel (N = 7,75) wurde unter Verwendung einer zuvor berichteten Gleichung33 berechnet. In Anbetracht des möglichen Todes von Ratten während der Operation wurde N um 25% erhöht; Daher wurde n = 10 (zehn Ratten für jede Gruppe) entschieden. Ansonsten hatte die bereits vorhandene Methode zur Generierung des MIRI-Modells eine hohe Sterblichkeitsrate. Daher beeinflussten nur wenige Fälle (geringe Stichprobengröße) in der experimentellen Modellgruppe die statistischen Befunde. Mehrere Bewertungen, darunter die Echokardiographie30, die Evans-Blaufärbung 34 und die Messung des Myokardenzyms35, waren für die Beurteilung und Analyse der Herzfunktion unerlässlich. Aufgrund der geringen Stichprobengröße dieser Arbeit wurden diese Bewertungen nicht durchgeführt und werden in einer zukünftigen Studie der pharmakodynamischen Forschung in MIRI beschrieben. In Anbetracht der Tatsache, dass das bestehende chirurgische Verfahren zur Generierung des MIRI-Modells mit umfangreichen Myokardschäden verbunden ist, lohnt es sich jedoch, diese gegenwärtige Methode zu melden, um die Modellierung von MIRI bei Ratten zu verbessern und Licht in dieses präklinische Modell zu bringen, das ischämische Herzerkrankungen korrekt simuliert.
Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die verbesserte Operationsmethode zur Generierung des MIRI-Modells eine höhere Überlebensrate, ein erhöhtes ST-T-Segment und eine größere Infarktgröße als die bestehende MIRI-Modellgenerierungsmethode aufwies, was darauf hindeutet, dass das verbesserte Modell die MIRI-Pathologie besser simuliert.

Die ischämische Herzkrankheit ist weltweit die häufigste Todesursache. Die kardiovaskuläre Mortalität spielt eine entscheidende Rolle in der öffentlichen Gesundheit und Epidemiologieweltweit 1. Myokardischämie und Reperfusionsverletzung spielen wesentliche Funktionen bei ischämischen Herzerkrankungen, die sich auf einen komplexen pathophysiologischen Prozess beziehen, der den Abbau von Adenosintriphosphat2, die übermäßige Erzeugung reaktiver Sauerstoffspezies3, Entzündungsreaktionen4 und mitochondriale Dysfunktion aufgrund von Kalziumüberladung5 umfasst, die einen akuten Myokardinfarkt über metabolische Dysfunktion und strukturelle Schädenauslöst 6.
Die detaillierten Mechanismen, die der Myokardischämie und der Reperfusionsverletzung (MIRI) zugrunde liegen, sind jedoch noch unbekannt. Die vorliegende Arbeit zielt darauf ab, ein einzigartiges Tiermodell zu entwickeln, das die klinische Präsentation und Behandlung von MIRI adäquat simuliert. Andernfalls erfordern große Tiere7 (wie Schweine) im Prozess der MIRI-Modellforschung eine interventionelle Operation, die teuer ist. Kleine Tiere (wie Kaninchen 8, Mäuse 9,10,11,12 und Ratten13) erfordern eine empfindliche Operation unter Mikroskopie 10, ferngesteuerten Saccules 8,11 oder dem Auspressen des Herzens aus dem Hohlraum 9, was ein hohes Maß an Technologie erfordert und mehrere postoperative Komplikationen verursachen kann, die die Genauigkeit der Befunde stören. Ein ideales MIRI-Modell mit einer höheren Überlebensrate und niedrigeren Kosten wird eine entscheidende Rolle in der pathologischen Forschung spielen.
Diese Studie zielte darauf ab, diese Probleme zu bekämpfen, indem ein zugänglicheres und praktikables Modell von MIRI bei Ratten etabliert wurde, um die Erforschung der Pathologie von MIRI zu erleichtern, was zur Entdeckung klinischer Therapien für MIRI führen könnte.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Neutral Formalin</td>
			<td>Chunyu, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,3,5-Triphenyl-2H-Tetrazolium Chloride</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>T8107</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75% Alchol</td>
			<td>SCR, China</td>
			<td>10009261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artery Clip</td>
			<td>Zhonglin Dongsheng, China</td>
			<td>6.5cm</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Camera</td>
			<td>Olympus Corporation, Japan</td>
			<td>EPL5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton ball</td>
			<td>Huachen, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dpilatory cream</td>
			<td>Veet, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye speculum</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Zhonggan, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad</td>
			<td>GraphPad Software, USA</td>
			<td>8.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H&#38;E Kit</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>G1120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High-pressure steam sterilizer</td>
			<td>TOMY, Japan</td>
			<td>SX-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>NIH, USA</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson Kit</td>
			<td>Solarbio, China</td>
			<td>G1340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical Tape</td>
			<td>Mr.Song, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope</td>
			<td>Olympus Corporation, Japan</td>
			<td>CKX31</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy</td>
			<td>TEKSQRAY, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome</td>
			<td>Leica, Germany</td>
			<td>RM2235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microtome Blade</td>
			<td>Leica, Germany</td>
			<td>819</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic scissors</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic tweezers</td>
			<td>Shanghai Jingzhong, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper clip</td>
			<td>Chenguang, China</td>
			<td>ABS91613</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Physiological saline solution</td>
			<td>Kelun, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerlab ECG</td>
			<td>ADINSTRUMENTS ,China</td>
			<td>4/35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVC tube</td>
			<td>Guanzhijia, China</td>
			<td>_</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal ventilator</td>
			<td>TECHMAN, China</td>
			<td>HX-101E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pentobarbital</td>
			<td>SIGEMA, USA</td>
			<td>1030001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suction trocar</td>
			<td>TECHMAN, China</td>
			<td>HX-101E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture line</td>
			<td>Lingqiao, China</td>
			<td>4-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle with thread</td>
			<td>Shanghai Pudong Jinhua Medical Products Co LTD, China</td>
			<td>6-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved rodent model of myocardial ischemia and reperfusion injury

Myokardischämie und Reperfusionsverletzung (MIRI), induziert durch koronare Herzkrankheit (KHK), verursacht Schäden an den Kardiomyozyten. Darüber hinaus gibt es Hinweise darauf, dass eine thrombolytische Therapie oder primäre perkutane Koronarintervention (PPCI) eine Reperfusionsverletzung nicht verhindert. Es gibt noch kein ideales Tiermodell für MIRI. Diese Studie zielt darauf ab, das MIRI-Modell bei Ratten zu verbessern, um die Operation einfacher und praktikabler zu machen. Eine einzigartige Methode zur Etablierung von MIRI wird unter Verwendung eines weichen Röhrchens während eines Schlüsselschritts der ischämischen Periode entwickelt. Um diese Methode zu erforschen, wurden dreißig Ratten zufällig in drei Gruppen eingeteilt: Scheingruppe (n = 10); experimentelle Modellgruppe (n = 10); und bestehende Modellgruppe (n = 10). Die Ergebnisse der Triphenyltetrazoliumchloridfärbung, der Elektrokardiographie und des prozentualen Überlebens werden verglichen, um die Genauigkeiten und Überlebensraten der Operationen zu bestimmen. Basierend auf den Studienergebnissen wurde der Schluss gezogen, dass die verbesserte Operationsmethode mit einer höheren Überlebensrate, einem erhöhten ST-T-Segment und einer größeren Infarktgröße verbunden ist, von der erwartet wird, dass sie die Pathologie von MIRI besser nachahmt.

TTC-Färbung Herzschnitte von Ratten, die entweder dem bestehenden oder verbesserten MIRI-Verfahren oder einer Scheinoperation unterzogen wurden, wurden mit TTC gefärbt, und die Bilder wurden digital gespeichert und mit ImageJ analysiert. Ratten, die sich entweder den bereits bestehenden oder verbesserten MIRI-Verfahren unterzogen hatten, hatten Myokardinfarkte, während Ratten aus der Scheingruppe dies nicht taten (Abbildung 2B). Im Vergleich zu Ratten in der Scheingruppe wiesen Ratten in den bestehenden (p < 0,0001) und experimentellen (p < 0,0001) MIRI-Modellgruppen einen signifikanten Unterschied in der Myokardinfarktgröße auf, und die experimentelle Modellgruppe hatte eine größere Myokardinfarktgröße als die bestehende Modellgruppe (p = 0,0176) (Abbildung 3B).
Histologische Färbung Die Analyse von Proben, die mit H & E- und Masson-Färbungen gefärbt wurden 22,23, zeigte, dass die Kardiomyozyten sowohl der experimentellen als auch der bestehenden Modellgruppe im Vergleich zur Scheingruppe kritische Schäden und Nukleolyse erfahren hatten und von zahlreichen Neutrophilen infiltriert wurden (Abbildung 3).
EKG-Test Die EKG-ST-T-Segmente von Ratten in den bestehenden und experimentellen MIRI-Modellgruppen waren im Vergleich zu denen von Ratten in der Scheingruppe (Abbildung 4A) erhöht, und die Unterschiede zwischen den experimentellen Modell- und Scheingruppen (p < 0,0001) oder den vorhandenen Modell- und Scheingruppen (p < 0,0001) waren signifikant (Abbildung 4B). Darüber hinaus war das ST-T-Segment in der experimentellen Modellgruppe höher als in der bestehenden Modellgruppe (p = 0,0274) (Abbildung 4C).
Prozentuales Überleben Die Überlebensrate unterschied sich signifikant zwischen den beiden MIRI-Modellgruppen (Abbildung 4D). Vier der zehn Ratten starben in der bestehenden Modellgruppe. Die Sterblichkeitsrate betrug 40% während der Reperfusionsperiode. Im Gegensatz dazu starb keine der Ratten in der experimentellen Modellgruppe während der Operation, was zeigt, dass das derzeit verbesserte Modell eine höhere Überlebensrate hatte (p = 0,0291).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig01.jpg"> Abbildung 1: Schlüsselschritte der Modellchirurgie der myokardialen ischämischen und Reperfusionsverletzung (MIRI). Grüne Punkte zeigen das Protokoll der Ligatur während der ischämischen Periode an, einschließlich des Platzierens der weichen Röhre auf den Koronararterien (A), des Einhakens der Nahtlinie in die Nut des vorgefertigten weichen Rohrs (B), des Lösens des Slipknotens und des Entfernens des weichen Röhrchens, wenn die Reperfusionsperiode begonnen wurde (Skalenbalken = 1 cm) (C ). LAA: linker Vorhofanhang, RAA: rechter Vorhofanhang, LAD: linker vorderer Abstieg, RCA: rechte Koronararterie, IVC: Vena cava inferior, SVC: Vena cava superior , AO: Arteria aorta, PA: Lungenarterie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig02.jpg"> Abbildung 2: Der gesamte chirurgische Eingriff und Unterschiede in der Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) -Färbung zwischen verschiedenen Gruppen. Dargestellt sind der vorgefertigte kleine Retraktor (Skalenstange = 15 mm), das weiche Rohr (Skalenstange = 10 mm) und die gesamte Operation (Skalenstange = 15 mm) (A). Dreißig Ratten wurden zufällig in die experimentellen (n = 10), Scheingruppen (n = 10) und bestehende Modellgruppen (n = 10) unterteilt. Die TTC-Färbung zeigte, dass sowohl die experimentellen als auch die bestehenden Modellgruppen im Vergleich zur Scheingruppe signifikante Veränderungen aufwiesen (B). Die Vorderwand des Myokards im experimentellen und die Seitenwand in den bestehenden Modellgruppen färbten sich blassweiß und bestätigten die Lage des ischämischen Bereichs (Maßstabsleiste = 5 mm). Das "bestehende Modell" wird in der Abbildung als das "alte Modell" dargestellt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig03.jpg"> Abbildung 3: Unterschiede in der H&E- und Masson-Färbung zwischen den Gruppen. Dreißig männliche Sprague Dawley-Ratten wurden zufällig in die experimentellen (n = 10), Scheingruppen (n = 10) und bestehende Modellgruppen (n = 10) unterteilt, und der Vergleich der zellmorphologischen Veränderungen zwischen den Gruppen wird gezeigt (Maßstabsleiste = 2 mm). Hämatoxylin und Eosin (H & E) und Masson-Färbung zeigen, dass Myokardzellen des experimentellen Modells und bestehender Modellgruppen kritische Schäden, Nukleolyse, aufweisen und von zahlreichen Neutrophilen im Vergleich zu denen der Scheingruppe (Skalenbalken = 100 μm) infiltriert werden. Das "bestehende Modell" wird in der Abbildung als das "alte Modell" dargestellt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63510/63510fig04.jpg"> Abbildung 4: Unterschiede in den statistischen Ergebnissen zwischen den Gruppen. Dreißig männliche Sprague Dawley-Ratten wurden nach dem Zufallsprinzip in die experimentellen (n = 10), Scheingruppen (n = 10) und bestehende Modellgruppen (n = 10) eingeteilt. Die Ergebnisse des Elektrokardiogramms zeigen, dass die experimentelle Modellgruppe im Vergleich zur bereits bestehenden Modellgruppe eine größere Myokardinfarktgröße (****p < 0,0001, *p = 0,0176) (A), eine höhere ST-Segmenthöhe (****p < 0,0001, *p = 0,0274) (B) und einen höheren Überlebensprozentsatz (p = 0,0291) (C ). Insbesondere am Anfang der Ischämieperiode und zu Beginn der Reperfusionsperiode starben Ratten der bestehenden Modellgruppe eher (D). Das "bestehende Modell" wird in der Abbildung als das "alte Modell" dargestellt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/63510fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
Ergänzende Abbildung 1: Die Details des vorgefertigten Retraktors und des PVC-Rohrs. Der vorgefertigte Retraktor (A) und das PVC-Rohr (B) sind abgebildet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63510/Supplementary%20Figure%201.pdf" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

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Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Das Myokardischämie-Reperfusionsmodell des Rattenherzens wird durch die Verwendung eines selbst hergestellten Retraktors, einer Polyvinylchloridröhre und einer einzigartigen Knotenmethode verbessert. Die Ergebnisse der Elektrokardiogramm-, Triphenyltetrazoliumchlorid- und histologischen Färbung sowie die Ergebnisse der prozentualen Überlebensanalyse zeigten, dass die verbesserte Modellgruppe höhere Erfolgs- und Überlebensraten aufweist als die bereits bestehende Modellgruppe.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...

Dieses Modell der Myokardischämie-Reperfusion wird durch einen selbstgebauten Retraktor, ein Polyvinylchloridchlorid-Röhrchen und eine einzigartige Knotenmethode verbessert. Diese Technik ist mit einer höheren Überlebensrate und einer größeren Schlaggröße verbunden. Diese Methode wird die Überlebensrate der Myokardischämie-Reperfusionsverletzung bei Ratten verbessern, was die klinische Therapie der Myokardischämie-Reperfusionsverletzung in Zukunft beleuchten wird.Nachdem Sie die Ratte betäubt haben, richten Sie den mittleren Abschnitt von zwei Büroklammern aus, um eine S-Form zu bilden, und ziehen Sie den breiten Abschnitt jedes S nach unten, um einen kleinen Retraktor zu bilden. Schneiden Sie ein Polyvinylchloridrohr mit einem Durchmesser von zwei Millimetern in sieben Millimeter lange Stücke. Führen Sie eine 10 Zentimeter lange 4-0-Naht in das PVC-Rohr ein und binden Sie seine Enden zusammen.Schneiden Sie dann eine Nut in der Mitte des PVC-Rohrs mit einer ophthalmologischen Schere, um die Naht in der Ligationsperiode zu platzieren. Befestigen Sie die Gliedmaßen der Ratte mit Klebeband, indem Sie die Ratte in Rückenlage auf die Operationsplatte legen. Rasieren Sie den Hals und den linken vorderen Brustbereich mit Enthaarungscreme und reinigen Sie die Haut mit 75% Alkohol und Jodphor Peeling.Schneiden Sie dann die Haut des Halses längs entlang der mittleren Halslinie mit einer ophthalmologischen Schere. Trennen Sie die Nackenmuskulatur mit einer Augenpinzette und platzieren Sie einen Retraktor auf jeder Seite, um sie weiter einzuziehen. Nachdem Sie die Luftröhre freigelegt haben, identifizieren Sie den Raum zwischen dem vierten und fünften Luftröhrenring.Machen Sie einen drei Millimeter großen Schnitt parallel zum Kricoidknorpel zwischen dem vierten und fünften Trachealring mit dem stumpfen Rand einer Nadelspitze. Führen Sie durch den Schnitt einen Saugtrokar in die Luftröhre ein und belüften Sie die Ratte mechanisch, um die normale Atmung mit einer Rate von 80 Atemzügen pro Minute und einem Tidalvolumen von acht Millilitern pro Kilogramm aufrechtzuerhalten. Als nächstes machen Sie einen vier bis fünf Zentimeter langen Schnitt vom Xiphoid in die Mitte des zweiten linken Interkostalraums, während Sie das Gerüst in einem Winkel von 45 Grad halten.Trennen Sie sanft und langsam die Brustmuskeln major und Serratus vordere Muskeln mit einer Augenpinzette, um Zugang zum Interkostalraum zu erhalten. Machen Sie einen 1,5 Zentimeter großen Schnitt quer zwischen der linken, dritten und vierten Rippe mit einer Augenschere. Um Verletzungen vorzubeugen, legen Sie Wattebällchen, die in der physiologischen Kochsalzlösung getränkt sind, über die Lunge in die Brusthöhle.Sezieren Sie das Perikard mit einer Augenpinzette. Heben Sie dann den linken Vorhofanhängsel mit einer Pinzette an und identifizieren Sie das koronare Ostium, das an der Wurzel der Aortenarterie vorhanden ist. Im Abschnitt zwischen linker Lunge und Ohrmuschel ligaten Sie das LAD und den vorpräparierten kurzen Schlauch zusammen mit einer 6-0 chirurgischen Naht.Binden Sie sie mit einem Schlupfknoten und legen Sie den Schlupfknoten in die Nut des PVC-Rohres. Ziehen Sie dann das ligierte Rohr und LAD mit einem zweiten Schlupfknoten für 45 Minuten fest. Notieren Sie die Farbänderung im vorderen Teil des linken Ventrikels und die Erhöhung des ST-Segments auf dem Elektrokardiogramm während der Ischämieperiode.Klemmen Sie die Brustmuskulatur und die Haut mit einem Arterienclip fest und bedecken Sie die Wunde mit feuchter Kochsalzgaze, lösen Sie dann den Schlupfknoten und entfernen Sie den vorbereiteten kurzen Schlauch nach 45 Minuten. Ratten, die sich entweder einer bestehenden oder verbesserten Myokardischämie und Reperfusionsverletzungsverfahren unterzogen hatten, hatten Myokardinfarkte, während Ratten aus der Scheingruppe dies nicht taten. Darüber hinaus wiesen die bestehenden und experimentellen Modellgruppen für Myokardischämie und Reperfusionsverletzungen einen signifikanten Unterschied in der Größe des Myokardinfarkts auf.Die experimentelle Modellgruppe hatte eine größere Myokardinfarktgröße als die bestehende Modellgruppe. Hämatoxylin-, Eosin- und Masson-Färbungen zeigen, dass die Kardiomyozyten sowohl der experimentellen als auch der bestehenden Modellgruppe kritische Schäden und Nukleose erfahren hatten, während sie von zahlreichen Neutrophilen infiltriert wurden. Die Ratten in den bestehenden und experimentellen Modellgruppen Myokardischämie und Reperfusionsverletzung zeigen erhöhte Elektrokardiogramm-STT-Segmente als die Scheingruppe.Es gab signifikante Unterschiede zwischen dem experimentellen Modell und der Scheingruppe oder den vorhandenen Modell- und Scheingruppen. Darüber hinaus war das TT-Segment in der experimentellen Modellgruppe höher als in der bestehenden Modellgruppe. Die Überlebensrate unterschied sich signifikant zwischen den beiden Modellgruppen Myokardischämie und Reperfusionsverletzung.Die Sterblichkeitsrate betrug 40% während der Reperfusionsperiode, während in der experimentellen Modellgruppe keine der Ratten während der Operation starb, was zeigt, dass das derzeit verbesserte Modell eine höhere Überlebensrate hatte. Das Wichtigste ist, dass wir die Röhre in den Knoten stecken. In der Zwischenzeit den Schlupfknoten in die Nut des Rohres legen.Diese Methode kann auch Einblicke in den Bereich der Myokardischämie-Reprovisionierungsverletzung und der Myokardinfektion geben.

Research

JoVE Journal

Medicine

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

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A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

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Confirmation of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury in Mice Using Surface Pad Electrocardiography

Die Bestätigung der myokardialen Ischämie und Reperfusion Injury in Mäusen Oberflächen Pad Elektrokardiographie

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Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

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OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

Ein Ratten-Lungentransplantationsmodell für warme Ischämie/Reperfusionsschäden: Optimierungen zur Verbesserung der Ergebnisse

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...