Name: a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00
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Nous tenons à remercier Randall Raish pour son excellente vidéographie et son aide au montage.

Cette recherche a été réalisée en conformité avec le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) de la Mayo Clinic. Des souris BalbC (âgées de 10 à 12 semaines) ont été utilisées comme donneuses et des souris C57/BL6 (âgées de 10 à 12 semaines) ont été utilisées comme receveuses parce que leurs principaux complexes d’histocompatibilité, H-2Db et H-2Kb, respectivement, sont immunologiquement incompatibles, et donc la réponse immunitaire à la greffe peut être étudiée plus ...

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	<li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up.">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).</li><li>Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+and+psychosocial+consequences+of+total+laryngectomy.">Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy.</a> Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).</li><li>Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunomodulatory+role+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+in+vascularized+composite+allotransplantation.">Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation.</a> Journal of Transplantation. 2016, (2016).</li><li>Kluyskens, P., Ringoir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follow-up+of+a+human+larynx+transplantation.">Follow-up of a human larynx transplantation.</a> Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).</li><li>Krishnan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+status+of+human+laryngeal+transplantation+in+2017:+A+state+of+the+field+review.">The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review.</a> Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).</li><li>Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+laryngeal+transplant+model:+technical+advancements+and+a+redefined+rejection+grading+system.">Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).</li><li>Shipchandler, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+mouse+model+for+studying+laryngeal+transplantation.">New mouse model for studying laryngeal transplantation.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).</li><li>Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+preservation+techniques+in+a+vascularized+rat+laryngeal+transplant+model.">A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model.</a> The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).</li><li>Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Updates+on+larynx+cancer+epidemiology.">Updates on larynx cancer epidemiology.</a> Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), (1992).</li><li>Work, W. P., Boles, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larynx:+Replantation+in+the+dog.">Larynx: Replantation in the dog.</a> Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).</li><li>Birchall, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Model+for+experimental+revascularized+laryngeal+allotransplantation.">Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation.</a> British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).</li><li>Nakai, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+laryngeal+transplantation+with+normal+circulation+maintained+by+combination+with+the+tongue.">Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue.</a> Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+laryngeal+allograft+survival+using+low-dose+everolimus.">Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).</li><li>Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ten-month+laryngeal+allograft+survival+with+use+of+pulsed+everolimus+and+anti-&#945;&#946;+T-cell+receptor+antibody+immunosuppression.">Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-&#945;&#946; T-cell receptor antibody immunosuppression.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decoy+NF-&#954;B+fortified+immature+dendritic+cells+maintain+laryngeal+allograft+integrity+and+provide+enhancement+of+regulatory+T+cells.">Decoy NF-&#954;B fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells.</a> The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).</li></ol>

L’incidence et la prévalence du cancer du larynx ont augmenté respectivement de 12 % et 24 % au cours des trois dernières décennies, et bon nombre de ces patients subissent une laryngectomie pour le traitement10. Cette procédure aggrave considérablement la qualité de vie d’une personne et, par conséquent, un traitement alternatif est souhaité. L’allotransplantation composite vascularisée du larynx peut améliorer la capacité d’un patient à respirer et à parler; Cependant, des ...

Pour les patients souffrant de lésions irréparables du larynx ou d’un cancer du larynx, une laryngectomie totale est souvent la seule option1. La laryngectomie totale laisse les patients sans la capacité de respirer et de parler par eux-mêmes, en plus d’éprouver une détresse sociale et psychologique2. Les patients atteints d’un cancer du larynx qui ont besoin d’une laryngectomie totale sont d’excellents candidats potentiels pour la transplantation laryngée. Alors qu’une transplantation laryngée humaine dans le cadre de lésions laryngées irréparables a été effectuée, l’allotransplantation du larynx est actuellement évitée chez ces patients en raison de la crainte d’une récidive tumorale, de la possibilité d’un rejet chronique et d’infections dérivées du donneur3. L’immunosuppression est la principale cause de ces préoccupations. La perte dramatique du premier patient transplanté laryngé partiel en raison d’une récidive tumorale après un traitement immunosuppresseur conventionnel est la preuve qu’un schéma immunosuppresseur approprié doit être conçu avant que d’autres tentatives de transplantation ne soient faites chez les patients atteints d’un cancer du larynx 4,5.
Pour mieux comprendre la réponse immunitaire de l’hôte à un larynx transplanté, le premier modèle de greffe de larynx chez le rat a été développé en 1992 par Strome, et des améliorations ont été apportées à la technique chirurgicale en 2002 6,7. Bien que ce modèle soit efficace pour étudier la transplantation laryngée, le manque d’agents immunologiques spécifiques aux rats et le coût plus élevé associé aux modèles de rats ont conduit à la mise au point d’un nouveau modèle murin pour étudier la transplantation laryngée en 20098.
La principale application de la technique décrite est d’étudier différents schémas thérapeutiques immunosuppresseurs dans la transplantation laryngée. L’amélioration des traitements immunosuppresseurs actuels pourrait élargir le bassin de candidats et conduire à une transplantation sûre chez les patients atteints de cancer. Les avantages de ce modèle murin sont sa rentabilité et la grande disponibilité des données immunologiques et des réactifs.
Les équipes travaillant sur des schémas thérapeutiques immunosuppresseurs pour la transplantation laryngée peuvent utiliser cette méthode pour recueillir un grand volume de données immunologiques, et différents schémas thérapeutiques peuvent être rapidement testés et comparés. D’autres modalités de traitement potentielles pouvant moduler la réponse immunitaire à la greffe, telles que les injections de cellules souches, peuvent également être testées à l’aide de ce modèle. Enfin, des expériences peuvent être conçues pour observer les effets systémiques à long terme de la transplantation laryngée en prolongeant la période de suivi.
La technique décrite ici utilise des anastomoses de bout en bout pour fournir un flux artériel et veineux à une greffe de larynx hétérotopique. Le greffon est un complexe laryngotrachéo-œsophagien (LTE) comprenant le larynx, les glandes thyroïdes, les glandes parathyroïdes, la trachée et l’œsophage du donneur, avec des artères carotides bilatérales et des pédicules intacts. Une artère carotide du donneur est anastomosée à l’artère carotide receveuse et fournit le flux sanguin artériel, tandis que l’autre artère carotide du donneur est anastomosée à la veine jugulaire externe du receveur et fournit le flux sanguin veineux (Figure 1).
Plusieurs modifications ont été apportées à la technique chirurgicale du modèle de rat pour assurer le succès du modèle murin. Par exemple, un agent anesthésique inhalé a été utilisé à la place d’un agent injectable pour augmenter le contrôle de la profondeur de l’anesthésie et réduire les complications. La suture continue est utilisée dans l’anastomose artério-artérielle chez le rat; Cependant, en raison de la plus petite taille des vaisseaux de souris, cela est techniquement difficile et peut provoquer un rétrécissement de la lumière du vaisseau7. En conséquence, des sutures interrompues sont utilisées dans le modèle murin et améliorent la perméabilité des vaisseaux. De plus, dans le modèle du rat, le pédicule supérieur de l’artère thyroïdienne (STA) est disséqué et visualisé. Étant donné la plus petite taille de la STA chez la souris, cette dissection pourrait entraîner des dommages et même une transsection du STA. Par conséquent, il n’est pas disséqué dans le modèle murin. Au lieu de cela, le fascia à proximité est préservé pour s’assurer que le STA est maintenu intact.
Les principaux pièges potentiels de cette technique comprennent l’endommagement des pédicules complexes LTE du donneur, la réalisation d’une artériotomie ou d’une veinotomie de taille incorrecte, l’occlusion des vaisseaux aux sites d’anastomose ou le fait de laisser des espaces aux sites de l’anastomose pouvant provoquer des saignements. Pour éviter ces faux pas, des précautions doivent être prises lors de l’obtention de la greffe de donneur en laissant une brassard de tissu autour du pédicule STA. L’artériotomie et la veinotomie doivent être assez grandes pour permettre la circulation sanguine, mais assez petites pour éviter les fuites. Un nombre approprié de sutures doit être utilisé pour les anastomoses afin de combler les lacunes, mais pas trop pour obstruer les vaisseaux.
Si vous vous familiarisez avec les techniques microchirurgicales, cette procédure peut être effectuée en environ 3 heures. Ce modèle de transplantation laryngée peut être réalisé de manière fiable chez la souris et utilisé pour étudier la réponse immunitaire de l’hôte après une allotransplantation composite vascularisée.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#1 Paperclips</td>
			<td>Staples</td>
			<td>OP-7404</td>
			<td>Clips are shaped manually to be used as retractors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 cc Insulin Syringes&#160;</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>329412</td>
			<td>27 G 5/8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2870G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G Precision Glide Needle</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>305125</td>
			<td>1 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Luer-Lok Tip Syringe</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G Sterile Standard Blunt Needles</td>
			<td>Cellink</td>
			<td>NZ5300505001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Monocryl Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y822G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2815G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11027-12</td>
			<td>Straight, 1 x 2 teeth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventitia scissors</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>SAS-10</td>
			<td>19 mm, 10 cm, straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00109-11</td>
			<td>45/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>59399-162-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandaid Fabric Fingertip</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>299399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution Swabsticks</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-153-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex Injection</td>
			<td>CIII</td>
			<td>12495-0757-1</td>
			<td>0.3 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applying forceps without lock</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.CAF5</td>
			<td>14 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>10806-001-PK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond Mini</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>315999</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Boards</td>
			<td>Mopec</td>
			<td>22-444-314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Sterile Disposable Petri Dish&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>25373-041</td>
			<td>35 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scisssors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14029-10</td>
			<td>Curved Sharp-Blunt 10 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Golden A5 2-Speed Blade Clipper&#160;</td>
			<td>Oster</td>
			<td>008OST-78005-140</td>
			<td>#10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Remover Sensitive Formula</td>
			<td>Nair</td>
			<td>2260000033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin&#160;</td>
			<td>Meitheal Pharmaceuticals</td>
			<td>71288-4O2-10</td>
			<td>10,000 USP units per 10 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>66794-013-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-Temp Micro Fine Tip Cautery</td>
			<td>Bovie Medical</td>
			<td>AA90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercian Visibility Background Material</td>
			<td>Synovis Micro Companies</td>
			<td>VB3</td>
			<td>Green</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvascular Approximator Clamp without Frame</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11V</td>
			<td>0.4-1 mm Vessel Diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse face mask kit</td>
			<td>Xenotec</td>
			<td>XRK-S</td>
			<td>Small</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>C-14 W</td>
			<td>5.5&#34;, 8 mm, 0.4 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Press n&#39; Seal</td>
			<td>Glad</td>
			<td>70441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BA210</td>
			<td>10 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Mini Vessel Clamp</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11M</td>
			<td>.31 (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Black Pair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>06-669-62</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Disposable Drape Sheets</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td>DYN4410-CASE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze Pads</td>
			<td>Dukal</td>
			<td>1212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline&#160;</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>236173</td>
			<td>NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Gloves</td>
			<td>Gammex</td>
			<td>851_A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00108-11</td>
			<td>11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forceps</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.JFLP3</td>
			<td>13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Pattern Scissors&#160;</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.SDC15RV</td>
			<td>15 cm, 8 mm, curved 7mm blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-10</td>
			<td>3 mm cutting edge, curved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator Tip&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00126-11</td>
			<td>Diameter 0.1 mm/Angled 10/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator, Classic line</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.3 W</td>
			<td>9 mm, 0.3 mm, angled 10</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation

La transplantation hétérotopique laryngée, bien qu’il s’agisse d’une procédure techniquement difficile, offre plus d’analyses scientifiques et d’avantages en termes de coûts par rapport à d’autres modèles animaux. Bien que décrite pour la première fois par Shipchandler et al. en 2009, cette technique n’est pas largement utilisée, peut-être en raison des difficultés d’apprentissage de la technique microchirurgicale et du temps nécessaire pour la maîtriser. Cet article décrit en détail les étapes chirurgicales, ainsi que les pièges potentiels à éviter, afin d’encourager une utilisation efficace de cette technique.
Dans ce modèle, les artères carotides bilatérales du larynx donneur sont anastomosées à l’artère carotide receveuse et à la veine jugulaire externe, ce qui permet le flux sanguin à travers la greffe. Le flux sanguin peut être confirmé en peropératoire par la visualisation du remplissage sanguin dans les artères carotides bilatérales du greffon, la rougeur des glandes thyroïdes du greffon et le saignement des microvaisseaux dans le greffon. Les éléments cruciaux du succès comprennent la préservation délicate des vaisseaux du greffon, la fabrication d’artériotomie et de veinotomie de taille correcte et l’utilisation du nombre approprié de sutures sur les anastomoses artério-artérielles et artério-veineuses pour sécuriser les vaisseaux sans fuite et prévenir l’occlusion. 
N’importe qui peut devenir compétent dans ce modèle avec une formation suffisante et effectuer la procédure en environ 3 heures. S’il est réalisé avec succès, ce modèle permet d’effectuer des études immunologiques facilement et à faible coût.

Confirmation de la réussite de la transplantation En utilisant le protocole décrit ci-dessus, il est possible d’évaluer le flux sanguin vers le complexe LTE en observant la pulsation de l’artère carotide du donneur après avoir retiré les pinces vasculaires. La pulsation est généralement visible et la coloration rouge immédiate de l’artère donneuse confirme un flux sanguin actif (Figure 4A). Si l’anastomose n’est pas efficace, l’artère n’aura pas d...

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A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Le but de ce manuscrit est de décrire les étapes microchirurgicales nécessaires pour réaliser une greffe de larynx hétérotopique chez la souris. Les avantages de ce modèle murin par rapport à d’autres modèles animaux de transplantation laryngée sont son rapport coût-efficacité et la disponibilité de tests et de données immunologiques.

Un modèle murin hétérotopique pour étudier la transplantation laryngée

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Des modèles de transplantation laryngée ont été décrits chez la souris et le rat. Les travaux antérieurs de Senior alter se sont concentrés sur la conception d’une méthode plus efficace utilisant les artères carotides donneuses pour l’anastomose, évitant ainsi la nécessité de disséquer les artères thyroïdiennes supérieures. Dans cette vidéo, nous avons décrit cette procédure chez la souris.Ce modèle de greffe de larynx de souris permet de mener des études immunologiques facilement et à faible coût. Bien que techniquement plus difficile en raison de la plus petite taille des vaisseaux par rapport à un modèle de rat, cette procédure peut être effectuée en environ trois heures si vous vous familiarisez avec les étapes chirurgicales. Une fois l’animal complètement anesthésié, transférez la souris dans la zone de rasage où 1,5% d’isoflurane avec un litre par minute de flux d’oxygène sera délivré via un masque facial pour le maintien de l’anesthésie.Confirmez la profondeur de l’anesthésie avec un pincement d’orteil. Rasez la poitrine et le cou de la souris jusqu’à la mâchoire et appliquez une crème dépilatoire. Et après 30 secondes, essuyez la crème et transférez la souris dans la zone chirurgicale.Immobiliser la souris et préparer la zone chirurgicale trois fois avec de la povidone iodée et de l’alcool, puis draper la souris. Faites une petite incision horizontale juste supérieure à l’encoche suprasternale. À l’aide de ciseaux fins, élever la peau bilatéralement à travers cette incision jusqu’à la mandibule et exciser un segment de peau en forme de trapèze.Extrayez les glandes salivaires bilatérales en utilisant la cautérisation à la partie supérieure où une petite veine traversant la glande est visualisée. Disséquer les muscles sternocléidomastoïdiens bilatéraux des tissus environnants et les rétracter latéralement. Faites une incision médiane sur les muscles de la sangle et excès-les bilatéralement en prenant soin de ne pas endommager la glande thyroïde sous-jacente et en la laissant sur le complexe œsophagien laryngotrachéal ou LTE.Après cette étape, les artères carotides bilatérales sont visibles. Disséquer circonférentiellement les artères carotides communes au niveau de la clavicule inférieur et au niveau de la bifurcation carotidienne supérieurement. Le nerf vague et la veine jugulaire interne sont disséqués libres des artères carotides et ne sont pas inclus dans la greffe obtenue.Disséquer les artères carotides internes et externes assez loin pour pouvoir ligaturer et diviser. À l’aide d’une suture en nylon 10-0, ligaturer les artères carotides internes de deux à trois millimètres supérieures à la bifurcation carotidienne. Litruer les artères carotides externes au moins trois millimètres au-dessus du point de ramification de l’artère thyroïdienne supérieure et ligaturer les artères carotides communes au niveau du sternum.Couper tous les vaisseaux ligaturés bilatéralement. Gardez les pédicules vasculaires au-dessus du complexe LTE pour éviter les dommages accidentels lors d’une dissection ultérieure. Pour éviter toute fuite de gaz ou perte accidentelle d’anesthésie, assurez-vous que l’animal a expiré avant de faire des coupures des voies respiratoires.Transectez la trachée sous le cinquième anneau trachéal et portez l’incision à travers l’œsophage jusqu’au fascia prévertébral pour libérer le complexe LTE inférieurement. Libérer la trachée et l’œsophage du fascia prévertébral sous-jacent de l’inférieur au supérieur. Créez une pharyngectomie antérieure juste inférieure à la hyoïde.Porter l’incision jusqu’au fascia prévertébral pour libérer le complexe LTE de manière supérieure. Divisez toutes les attaches lymphoïdes ou de tissu conjonctif restantes entre le complexe LTE et le tissu environnant. Et enfin, retirez la greffe.Placez le greffon obtenu dans une boîte de Petri stérile et lavez-le avec une solution saline normale pour éliminer les caillots sanguins. Dilatez les artères carotides bilatérales à l’aide de microdilatateurs d’un millimètre. À l’aide d’une aiguille émoussée de calibre 30, injecter environ deux millilitres de solution saline héparinée dans chaque artère carotide pour rincer le greffon.On verra du sang et une solution saline s’écouler de l’artère carotide controlatérale et des petites extrémités des vaisseaux libres, ce qui confirme des artères thyroïdiennes supérieures intactes. Le greffon peut être laissé dans une solution saline héparinée et une courte pause peut être prise jusqu’à trois heures avant de la transplanter chez le receveur. Préparez la souris receveuse exactement de la même manière que celle décrite pour le donneur après les étapes d’induction de l’anesthésie, de rasage et de préparation chirurgicale.Injectez à la souris receveuse un analgésique à libération prolongée par voie sous-cutanée 30 minutes avant le début de la chirurgie. À l’aide d’un scalpel, faites une incision médiane du cou s’étendant de la mâchoire au-dessus au sternum inférieur. Élevez la peau du côté gauche et rétractez-la latéralement.Irriter la glande salivaire gauche en cautérisant les vaisseaux supérieurs comme décrit précédemment. Irriter le tissu adipeux et lymphoïde en divisant tous les vaisseaux visibles avec une cautérisation à basse température. Veiller à ne pas endommager la veine jugulaire externe sous-jacente.Disséquer la veine jugulaire externe circonférentiellement. Utilisez au moins cinq millimètres de longueur libre du vaisseau pour l’anastomose. Disséquez le muscle sternomastoid et rétractez-le latéralement.Disséquer circonférentiellement l’artère carotide commune de la clavicule inférieure jusqu’à la bifurcation carotidienne supérieurement. Passez le matériau de fond sous la veine jugulaire externe et appliquez les pinces vasculaires B-3 à double approximation. Placez une suture en nylon 10-0 à travers la paroi antérieure de la veine jugulaire externe à l’emplacement de la monotomie souhaitée et utilisez la suture pour tirer l’intention antérieure du vaisseau.Couper juste en profondeur à la suture avec des micro-ciseaux pour faciliter la création de la veinotomie à fente unique de taille appropriée et pour s’assurer que la coupe traverse complètement la paroi veineuse. À l’aide d’une aiguille émoussée de calibre 30, rincer l’intérieur de la veine avec une solution saline héparinisée. Placez le complexe LTE du donneur entre l’artère carotide gauche du receveur et la veine jugulaire externe gauche.Aligner l’extrémité libre de l’artère carotide gauche du donneur vers la veine jugulaire externe gauche du receveur et biseauter l’extrémité à l’aide de ciseaux tranchants. À l’aide de quatre sutures interrompues en nylon 10-0, anastomose l’artère carotide gauche du donneur et la veine jugulaire externe gauche du receveur de bout en bout. Glissez le matériau de fond sous l’artère carotide commune réceptrice et appliquez les pinces de vaisseau A-3 à double approximation.Créez une artériotomie de la même manière que la veinotomie. Anastomose l’artère carotide droite du donneur à l’artère carotide gauche du receveur d’un bout à l’autre. L’utilisation de six sutures interrompues avec du nylon 10-0 est idéale pour l’anastomose artérielle.Retirez les pinces du côté veineux. En cas de saignement, appliquez une légère pression avec des pointes de coton. Retirez les pinces sur l’artère et appliquez immédiatement une légère pression avec des pointes en coton.Quelques saignements sont attendus à l’étape qui s’arrête généralement après une minute avec une légère pression. Vérifiez l’intégrité du flux sanguin dans l’artère de la veine. Avec un flux artériel intact, la pulsation de l’artère carotide donneuse est généralement observée et la glande thyroïde donneuse passera de sa couleur transparente rougie à sa couleur rougeâtre d’origine.Une coloration rouge des petits vaisseaux du complexe LTE peut également être observée. Fermez l’incision cutanée avec la suture monofilament 5-0 en courant. Appliquez un adhésif cutané sur l’incision.Injectez un millilitre de solution saline chaude par voie sous-cutanée pour tenir compte de la perte de liquide pendant la chirurgie. Arrêtez l’anesthésie et transférez la souris dans une cage de récupération. Observez la souris sur un coussin chauffant jusqu’à ce qu’elle soit complètement réveillée pour éviter l’hypothermie.Le succès chirurgical peut être évalué immédiatement après le retrait des pinces vasculaires. La figure A est représentative d’une chirurgie réussie car le flux sanguin peut être visualisé dans les artères carotides du larynx du donneur et les glandes thyroïdes sont devenues rouges. La figure B est représentative d’une chirurgie infructueuse parce que le flux sanguin ne peut pas être visualisé dans les artères carotides du larynx du donneur et que les glandes thyroïdes sont restées pâles.Après 15 jours en l’absence d’immunosuppression, la plupart des receveurs n’ont pas de flux sanguin vers la greffe. La perméabilité de l’artère peut être évaluée macroscopiquement en disséquant le complexe laryngotrachéal libre du tissu receveur environnant et en visualisant l’anastomose de bout en bout. Merci. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez comprendre comment transplanter hétérotopiquement un complexe trachéo-œsophagien laryngé d’une souris à une autre en environ trois heures.Ce modèle réalisable et relativement peu coûteux offre un potentiel important dans l’étude du rôle du système immunitaire dans le rejet du complexe laryngotrachéal, offrant ainsi le potentiel de nouvelles thérapies dans la transplantation d’organes.

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