Name: a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation at JoVE.com

Vorremmo ringraziare Randall Raish per la sua eccellente videografia e assistenza al montaggio.

Questa ricerca è stata eseguita in conformità con il Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). I topi BalbC (10-12 settimane) sono stati utilizzati come donatori e i topi C57 / BL6 (10-12 settimane) sono stati utilizzati come riceventi perché i loro principali complessi di istocompatibilità, H-2Db e H-2Kb, rispettivamente, sono immunologicamente incompatibili e quindi la risposta immunitaria all'innesto può essere ulteriormente studiata. Tutti gli strumenti utilizzati durante l'intervento chir...

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	<li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up.">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).</li><li>Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+and+psychosocial+consequences+of+total+laryngectomy.">Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy.</a> Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).</li><li>Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunomodulatory+role+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+in+vascularized+composite+allotransplantation.">Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation.</a> Journal of Transplantation. 2016, (2016).</li><li>Kluyskens, P., Ringoir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follow-up+of+a+human+larynx+transplantation.">Follow-up of a human larynx transplantation.</a> Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).</li><li>Krishnan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+status+of+human+laryngeal+transplantation+in+2017:+A+state+of+the+field+review.">The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review.</a> Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).</li><li>Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+laryngeal+transplant+model:+technical+advancements+and+a+redefined+rejection+grading+system.">Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).</li><li>Shipchandler, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+mouse+model+for+studying+laryngeal+transplantation.">New mouse model for studying laryngeal transplantation.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).</li><li>Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+preservation+techniques+in+a+vascularized+rat+laryngeal+transplant+model.">A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model.</a> The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).</li><li>Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Updates+on+larynx+cancer+epidemiology.">Updates on larynx cancer epidemiology.</a> Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), (1992).</li><li>Work, W. P., Boles, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larynx:+Replantation+in+the+dog.">Larynx: Replantation in the dog.</a> Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).</li><li>Birchall, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Model+for+experimental+revascularized+laryngeal+allotransplantation.">Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation.</a> British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).</li><li>Nakai, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+laryngeal+transplantation+with+normal+circulation+maintained+by+combination+with+the+tongue.">Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue.</a> Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+laryngeal+allograft+survival+using+low-dose+everolimus.">Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).</li><li>Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ten-month+laryngeal+allograft+survival+with+use+of+pulsed+everolimus+and+anti-&#945;&#946;+T-cell+receptor+antibody+immunosuppression.">Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-&#945;&#946; T-cell receptor antibody immunosuppression.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decoy+NF-&#954;B+fortified+immature+dendritic+cells+maintain+laryngeal+allograft+integrity+and+provide+enhancement+of+regulatory+T+cells.">Decoy NF-&#954;B fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells.</a> The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).</li></ol>

L'incidenza e la prevalenza del cancro della laringe sono aumentate rispettivamente del 12% e del 24% negli ultimi tre decenni e molti di questi pazienti subiscono una laringectomia per il trattamento10. Questa procedura peggiora significativamente la qualità della vita di una persona e quindi è necessario un trattamento alternativo. L'allotrapianto composito vascolarizzato della laringe può migliorare la capacità del paziente di respirare e parlare; Tuttavia, la ricerca è ancora necessaria p...

Per i pazienti affetti da danni irreparabili alla laringe o cancro della laringe, una laringectomia totale è spesso l'unica opzione1. La laringectomia totale lascia i pazienti senza la capacità di respirare e parlare da soli, oltre a sperimentare disagio sociale e psicologico2. I pazienti con cancro della laringe che necessitano di una laringectomia totale sono eccellenti potenziali candidati per il trapianto laringeo. Mentre è stato eseguito il trapianto laringeo umano nel contesto di danni laringei irreparabili, l'allotrapianto della laringe è attualmente evitato in questi pazienti a causa del timore di recidiva del tumore, della possibilità di rigetto cronico e delle infezioni derivate dal donatore3. L'immunosoppressione è la causa principale di queste preoccupazioni. La drammatica perdita del primo paziente con trapianto parziale di laringe a causa della recidiva del tumore dopo trattamento immunosoppressivo convenzionale è la prova che un regime immunosoppressivo appropriato dovrebbe essere messo a punto prima di ulteriori tentativi di trapianto nei pazienti con cancro della laringe 4,5.
Per comprendere meglio la risposta immunitaria dell'ospite a una laringe trapiantata, il primo modello di trapianto laringeo nei ratti è stato sviluppato nel 1992 da Strome, e miglioramenti alla tecnica chirurgica sono stati apportati nel 2002 6,7. Sebbene questo modello sia efficace per lo studio del trapianto laringeo, la mancanza di agenti immunologici specifici per il ratto e il costo più elevato associato ai modelli di ratto hanno portato allo sviluppo di un nuovo modello murino per lo studio del trapianto laringeo nel 20098.
L'applicazione principale della tecnica descritta è studiare diversi regimi farmacologici immunosoppressori nel trapianto laringeo. Il miglioramento delle attuali terapie immunosoppressive può ampliare il pool di candidati e portare a un trapianto sicuro nei pazienti oncologici. I vantaggi di questo modello murino sono il suo rapporto costo-efficacia e l'ampia disponibilità di dati immunologici e reagenti.
I team che lavorano su regimi di trattamento immunosoppressivo per il trapianto laringeo possono utilizzare questo metodo per raccogliere un grande volume di dati immunologici e diversi regimi farmacologici possono essere rapidamente testati e confrontati. Altre potenziali modalità di trattamento che possono modulare la risposta immunitaria al trapianto, come le iniezioni di cellule staminali, possono anche essere testate utilizzando questo modello. Infine, possono essere ideati esperimenti per osservare gli effetti sistemici a lungo termine del trapianto laringeo estendendo il periodo di follow-up.
La tecnica qui descritta utilizza anastomosi end-to-side per fornire flusso arterioso e venoso a un innesto eterotopico di laringe. L'innesto è un complesso laringotracheoesofageo (LTE) che comprende la laringe, le ghiandole tiroidee, le ghiandole paratiroidi, la trachea e l'esofago del donatore, con arterie carotidi bilaterali e peduncoli intatti. Un'arteria carotide donatrice è anastomizzata all'arteria carotide ricevente e fornisce il flusso sanguigno arterioso, mentre l'altra arteria carotide donatrice è anastomizzata alla vena giugulare esterna ricevente e fornisce il flusso sanguigno venoso (Figura 1).
Sono state apportate diverse modifiche alla tecnica chirurgica del modello di ratto per garantire il successo nel modello murino. Ad esempio, è stato utilizzato un agente anestetico inalato al posto di un agente iniettabile per aumentare il controllo sulla profondità dell'anestesia e ridurre le complicanze. La sutura continua viene utilizzata nell'anastomosi arterioso-arteriosa nei ratti; Tuttavia, a causa delle dimensioni ridotte dei vasi del topo, questo è tecnicamente difficile e può causare il restringimento del lume 7 del vaso. Di conseguenza, le suture interrotte vengono utilizzate nel modello murino e migliorano la pervietà del vaso. Inoltre, nel modello di ratto, il peduncolo dell'arteria tiroidea superiore (STA) viene sezionato e visualizzato. Date le dimensioni più piccole della STA nei topi, questa dissezione potrebbe causare danni e persino la transezione dello STA. Di conseguenza, non viene sezionato nel modello murino. Invece, la fascia vicina viene preservata per garantire che la STA sia mantenuta intatta.
Le principali potenziali insidie di questa tecnica includono il danneggiamento dei peduncoli complessi LTE del donatore, l'arteriotomia o la venotomia di dimensioni errate, l'occlusione dei vasi nei siti di anastomosi o il lasciare spazi vuoti nei siti di anastomosi che possono causare sanguinamento. Per evitare questi passi falsi, è necessario prestare attenzione quando si procura l'innesto del donatore lasciando un bracciale di tessuto attorno al peduncolo STA. L'arteriotomia e la venotomia dovrebbero essere abbastanza grandi da consentire il flusso sanguigno, ma abbastanza piccole da prevenire perdite. Un numero appropriato di punti di sutura dovrebbe essere usato per le anastomosi per chiudere eventuali spazi vuoti, ma non troppi per occludere i vasi.
Se si ottiene familiarità con le tecniche microchirurgiche, questa procedura può essere eseguita in circa 3 ore. Questo modello di trapianto laringeo può essere eseguito in modo affidabile nei topi e utilizzato per studiare la risposta immunitaria dell'ospite dopo allotrapianto composito vascolarizzato.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#1 Paperclips</td>
			<td>Staples</td>
			<td>OP-7404</td>
			<td>Clips are shaped manually to be used as retractors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 cc Insulin Syringes&#160;</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>329412</td>
			<td>27 G 5/8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2870G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G Precision Glide Needle</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>305125</td>
			<td>1 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Luer-Lok Tip Syringe</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G Sterile Standard Blunt Needles</td>
			<td>Cellink</td>
			<td>NZ5300505001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Monocryl Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y822G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2815G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11027-12</td>
			<td>Straight, 1 x 2 teeth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventitia scissors</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>SAS-10</td>
			<td>19 mm, 10 cm, straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00109-11</td>
			<td>45/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>59399-162-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandaid Fabric Fingertip</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>299399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution Swabsticks</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-153-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex Injection</td>
			<td>CIII</td>
			<td>12495-0757-1</td>
			<td>0.3 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applying forceps without lock</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.CAF5</td>
			<td>14 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>10806-001-PK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond Mini</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>315999</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Boards</td>
			<td>Mopec</td>
			<td>22-444-314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Sterile Disposable Petri Dish&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>25373-041</td>
			<td>35 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scisssors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14029-10</td>
			<td>Curved Sharp-Blunt 10 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Golden A5 2-Speed Blade Clipper&#160;</td>
			<td>Oster</td>
			<td>008OST-78005-140</td>
			<td>#10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Remover Sensitive Formula</td>
			<td>Nair</td>
			<td>2260000033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin&#160;</td>
			<td>Meitheal Pharmaceuticals</td>
			<td>71288-4O2-10</td>
			<td>10,000 USP units per 10 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>66794-013-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-Temp Micro Fine Tip Cautery</td>
			<td>Bovie Medical</td>
			<td>AA90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercian Visibility Background Material</td>
			<td>Synovis Micro Companies</td>
			<td>VB3</td>
			<td>Green</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvascular Approximator Clamp without Frame</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11V</td>
			<td>0.4-1 mm Vessel Diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse face mask kit</td>
			<td>Xenotec</td>
			<td>XRK-S</td>
			<td>Small</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>C-14 W</td>
			<td>5.5&#34;, 8 mm, 0.4 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Press n&#39; Seal</td>
			<td>Glad</td>
			<td>70441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BA210</td>
			<td>10 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Mini Vessel Clamp</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11M</td>
			<td>.31 (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Black Pair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>06-669-62</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Disposable Drape Sheets</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td>DYN4410-CASE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze Pads</td>
			<td>Dukal</td>
			<td>1212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline&#160;</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>236173</td>
			<td>NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Gloves</td>
			<td>Gammex</td>
			<td>851_A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00108-11</td>
			<td>11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forceps</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.JFLP3</td>
			<td>13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Pattern Scissors&#160;</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.SDC15RV</td>
			<td>15 cm, 8 mm, curved 7mm blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-10</td>
			<td>3 mm cutting edge, curved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator Tip&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00126-11</td>
			<td>Diameter 0.1 mm/Angled 10/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator, Classic line</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.3 W</td>
			<td>9 mm, 0.3 mm, angled 10</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation

Il trapianto eterotopico laringeo, sebbene sia una procedura tecnicamente impegnativa, offre maggiori analisi scientifiche e benefici in termini di costi rispetto ad altri modelli animali. Sebbene descritta per la prima volta da Shipchandler et al. nel 2009, questa tecnica non è ampiamente utilizzata, probabilmente a causa delle difficoltà nell'apprendimento della tecnica microchirurgica e del tempo necessario per padroneggiarla. Questo documento descrive in dettaglio i passaggi chirurgici, nonché le potenziali insidie da evitare, al fine di incoraggiare un uso efficace di questa tecnica.
In questo modello, le arterie carotidi bilaterali della laringe donatrice sono anastomizzate, all'arteria carotide ricevente e alla vena giugulare esterna, consentendo il flusso sanguigno attraverso l'innesto. Il flusso sanguigno può essere confermato intraoperatoriamente dalla visualizzazione del riempimento del sangue nelle arterie carotidi bilaterali dell'innesto, dall'arrossamento delle ghiandole tiroidee dell'innesto e dal sanguinamento dai micro vasi nell'innesto. Gli elementi cruciali per il successo includono la delicata conservazione dei vasi dell'innesto, l'arteriotomia e la venotomia delle dimensioni corrette e l'utilizzo del numero appropriato di punti di sutura sulle anastomosi arterioso-arteriose e arterioso-venose per fissare i vasi senza perdite e prevenire l'occlusione. 
Chiunque può diventare esperto in questo modello con una formazione sufficiente ed eseguire la procedura in circa 3 ore. Se eseguito con successo, questo modello consente di eseguire studi immunologici con facilità e a basso costo.

Conferma del successo del trapianto Utilizzando il protocollo sopra descritto, è possibile valutare il flusso sanguigno al complesso LTE osservando la pulsazione dell'arteria carotide del donatore dopo aver rimosso i morsetti dei vasi. La pulsazione è tipicamente visibile e l'immediata colorazione rossa dell'arteria donatrice conferma il flusso sanguigno attivo (Figura 4A). Se l'anastomosi non è efficace, l'arteria non avrà pulsazione, apparirà parzialmente collassat...

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A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

Lo scopo di questo manoscritto è quello di descrivere le fasi microchirurgiche necessarie per eseguire un trapianto laringeo eterotopico nei topi. I vantaggi di questo modello murino rispetto ad altri modelli animali di trapianto laringeo sono il suo rapporto costo-efficacia e la disponibilità di saggi e dati immunologici.

Un modello murino eterotopico per lo studio del trapianto laringeo

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Sono stati descritti modelli di trapianto laringeo in topi e ratti. Il precedente lavoro di Senior alter si è concentrato sull'ideazione di un metodo più efficiente utilizzando le arterie carotidi del donatore per l'anastomosi, ovviando alla necessità di sezionare le arterie tiroidee superiori. In questo video, abbiamo descritto questa procedura nei topi.Questo modello di trapianto laringeo murino consente di condurre studi immunologici con facilità e a basso costo. Sebbene tecnicamente più impegnativo a causa delle dimensioni ridotte dei vasi rispetto a un modello di ratto, questa procedura può essere eseguita in circa tre ore se si ottiene familiarità con le fasi chirurgiche. Dopo che l'animale è completamente anestetizzato, trasferire il topo nell'area di rasatura dove verrà erogato l'isoflurano all'1,5% con un litro al minuto di flusso di ossigeno tramite una maschera facciale per il mantenimento dell'anestesia.Confermare la profondità dell'anestesia con un pizzico di punta. Rasare il petto e il collo del topo fino alla mascella e applicare la crema depilatoria. E dopo 30 secondi, pulire la crema e trasferire il mouse nell'area chirurgica.Immobilizzare il topo e preparare l'area chirurgica tre volte con povidone-iodio e alcool, quindi drappeggiare. Fai una piccola incisione orizzontale appena superiore alla tacca soprasternale. Usando le forbici sottili, sollevare la pelle bilateralmente attraverso l'incisione fino alla mandibola e asportare un segmento di pelle a forma di trapezio.Eliminare le ghiandole salivari bilaterali usando il cauterizzazione nella parte superiore dove viene visualizzata una piccola vena che viaggia attraverso la ghiandola. Sezionare i muscoli sternocleidomastoidei bilaterali dai tessuti circostanti e ritrarli lateralmente. Fare un'incisione della linea mediana sui muscoli della cinghia e asportarli bilateralmente facendo attenzione a non danneggiare la ghiandola tiroidea sottostante e lasciarla sul complesso laringotracheale esofageo o LTE.Dopo questo passaggio, sono visibili arterie carotidi bilaterali. Sezionare circonferenzialmente le arterie carotidi comuni al livello della clavicola inferiormente e al livello della biforcazione carotidea superiormente. Il nervo vago e la vena giugulare interna sono sezionati liberi dalle arterie carotidi e non inclusi nell'innesto procurato.Sezionare le arterie carotidi interne ed esterne abbastanza in alto da essere in grado di legare e dividere. Utilizzando una sutura di nylon 10-0, ligate le arterie carotidi interne da due a tre millimetri superiori alla biforcazione carotidea. Ligare le arterie carotidi esterne almeno tre millimetri sopra il punto di ramificazione dell'arteria tiroidea superiore e ligare le arterie carotidi comuni a livello dello sterno.Tagliare tutte le navi ligate bilateralmente. Mantenere i peduncoli vascolari sulla parte superiore del complesso LTE per evitare danni accidentali durante un'ulteriore dissezione. Per evitare perdite di gas o perdita involontaria di anestesia, assicurarsi che l'animale sia scaduto prima di effettuare tagli alle vie aeree.Transettare la trachea sotto il quinto anello tracheale e portare l'incisione attraverso l'esofago fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE inferiormente. Liberare la trachea e l'esofago dalla fascia prevertebrale sottostante da inferiore a superiore. Creare una faringectomia anteriore appena inferiore allo ioide.Portare l'incisione fino alla fascia prevertebrale per liberare il complesso LTE superiormente. Dividere eventuali attacchi linfoidi o del tessuto connettivo rimanenti tra il complesso LTE e il tessuto circostante. E infine, rimuovere l'innesto.Posizionare l'innesto procurato in una capsula di Petri sterile e lavare con soluzione salina normale per eliminare eventuali coaguli di sangue. Dilatare le arterie carotidi bilaterali usando microdilatatori di un millimetro. Utilizzando un ago smussato calibro 30, iniettare circa due millilitri di soluzione salina eparinizzata in ciascuna arteria carotide per lavare l'innesto.Sangue e soluzione salina saranno visti sciacquare fuori dall'arteria carotide controlaterale e piccole estremità dei vasi liberi che confermano intatte arterie tiroidee superiori. L'innesto può essere lasciato in soluzione salina eparinizzata e una breve pausa può essere presa per un massimo di tre ore prima di trapiantarlo nel ricevente. Preparare il topo ricevente esattamente nello stesso modo descritto per il donatore dopo l'induzione dell'anestesia, la rasatura e le fasi di preparazione chirurgica.Iniettare nel topo ricevente un analgesico a rilascio prolungato per via sottocutanea 30 minuti prima dell'inizio dell'intervento. Usando un bisturi, fai un'incisione del collo della linea mediana che si estende dalla mascella superiormente allo sterno inferiormente. Sollevare la pelle sul lato sinistro e ritrarla lateralmente.Asportare la ghiandola salivare sinistra cauterizzando i vasi superiori come precedentemente descritto. Asportare il tessuto adiposo e linfoide dividendo eventuali vasi visibili con cauterizzazione a bassa temperatura. Fare attenzione a non danneggiare la sottostante vena giugulare esterna.Sezionare circonferenzialmente la vena giugulare esterna. Utilizzare almeno cinque millimetri di lunghezza libera della nave per l'anastomosi. Sezionare il muscolo sternomastoideo e ritrarlo lateralmente.Sezionare circonferenzialmente l'arteria carotide comune dalla clavicola inferiormente fino alla biforcazione carotidea superiormente. Passare il materiale di fondo sotto la vena giugulare esterna e applicare i morsetti per vasi B-3 a doppia approssimazione. Posizionare una sutura di nylon 10-0 attraverso la parete anteriore della vena giugulare esterna nella posizione della monotomia desiderata e utilizzare la sutura per tirare anteriormente l'intento della nave.Tagliare in profondità la sutura con micro forbici per facilitare la creazione della venotomia a fessura singola di dimensioni adeguate e per garantire che il taglio sia completamente attraverso la parete venosa. Utilizzando un ago smussato calibro 30, lavare l'interno della vena con soluzione salina eparinizzata. Posizionare il complesso LTE del donatore tra l'arteria carotide sinistra ricevente e la vena giugulare esterna sinistra.Allineare l'estremità libera dell'arteria carotide sinistra del donatore verso la vena giugulare esterna sinistra del ricevente e smussare l'estremità usando forbici affilate. Utilizzando quattro suture interrotte in nylon 10-0, anastomosi l'arteria carotide sinistra del donatore e la vena giugulare esterna sinistra del ricevente in modo end-to-side. Far scorrere il materiale di sfondo sotto l'arteria carotide comune ricevente e applicare i morsetti dei vasi A-3 a doppia approssimazione.Creare un'arteriotomia allo stesso modo della venotomia. Anastomosi l'arteria carotide destra del donatore all'arteria carotide sinistra ricevente in modo end-to-side. L'utilizzo di sei punti di sutura interrotti con nylon 10-0 è ideale per l'anastomosi arteriosa.Rimuovere i morsetti sul lato venoso. Se si riscontra sanguinamento, applicare una leggera pressione con punte di cotone. Rimuovere i morsetti sull'arteria e applicare immediatamente una leggera pressione con punte di cotone.Un certo sanguinamento è previsto al passo che di solito si ferma dopo un minuto con una leggera pressione. Controllare l'integrità del flusso sanguigno nell'arteria nella vena. Con il flusso arterioso intatto, di solito si osserva la pulsazione dell'arteria carotide del donatore e la ghiandola tiroidea del donatore cambierà dal suo colore trasparente arrossato al suo colore rossastro originale.Si può anche osservare la colorazione rossa delle piccole navi sul complesso LTE. Chiudere l'incisione cutanea con sutura monofilamento 5-0 in modo eseguito. Applicare un adesivo cutaneo sull'incisione.Iniettare un millilitro di soluzione salina calda per via sottocutanea per tenere conto della perdita di liquidi durante l'intervento chirurgico. Interrompere l'anestesia e trasferire il mouse in una gabbia di recupero. Osservare il mouse su una piastra riscaldante fino a quando non è completamente sveglio per evitare l'ipotermia.Il successo chirurgico può essere valutato immediatamente dopo aver rimosso i morsetti del vaso. La figura A è rappresentativa di un intervento chirurgico di successo perché il flusso sanguigno può essere visualizzato nelle arterie carotidi della laringe del donatore e le ghiandole tiroidee sono diventate rosse. La figura B è rappresentativa di un intervento chirurgico non riuscito perché il flusso sanguigno non può essere visualizzato nelle arterie carotidi della laringe del donatore e le ghiandole tiroidee sono rimaste pallide.Dopo 15 giorni in assenza di immunosoppressione, la maggior parte dei riceventi non ha flusso di sangue al trapianto. La pervietà dell'arteria può essere valutata macroscopicamente sezionando il complesso laringotracheale libero dal tessuto ricevente circostante e visualizzando l'anastomosi end-to-side. Grazie. Dopo aver visto questo video, dovresti capire come trapiantare eterotopicamente un complesso tracheoesofageo laringeo da un topo all'altro in circa tre ore.Questo modello fattibile e relativamente a basso costo offre un potenziale significativo nello studio del ruolo del sistema immunitario nel rigetto del complesso laringotracheale, offrendo così il potenziale per nuove terapie nel trapianto di organi.

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