Name: a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation
Uploaded: 2023-01-13T12:30:00
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Nos gustaría agradecer a Randall Raish por su excelente videografía y asistencia de edición.

Esta investigación se realizó de conformidad con el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de Mayo Clinic. Los ratones BalbC (10-12 semanas de edad) se utilizaron como donantes y los ratones C57 / BL6 (10-12 semanas de edad) se utilizaron como receptores porque sus principales complejos de histocompatibilidad, H-2Db y H-2Kb, respectivamente, son inmunológicamente incompatibles y, por lo tanto, la respuesta inmune al injerto puede estudiarse más a fondo. Todos los instrumentos utilizados durante la...

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	<li>Strome, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+transplantation+and+40-month+follow-up.">Laryngeal transplantation and 40-month follow-up.</a> The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).</li><li>Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+and+psychosocial+consequences+of+total+laryngectomy.">Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy.</a> Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).</li><li>Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunomodulatory+role+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+in+vascularized+composite+allotransplantation.">Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation.</a> Journal of Transplantation. 2016, (2016).</li><li>Kluyskens, P., Ringoir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Follow-up+of+a+human+larynx+transplantation.">Follow-up of a human larynx transplantation.</a> Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).</li><li>Krishnan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+status+of+human+laryngeal+transplantation+in+2017:+A+state+of+the+field+review.">The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review.</a> Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).</li><li>Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+laryngeal+transplant+model:+technical+advancements+and+a+redefined+rejection+grading+system.">Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).</li><li>Shipchandler, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+mouse+model+for+studying+laryngeal+transplantation.">New mouse model for studying laryngeal transplantation.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).</li><li>Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+preservation+techniques+in+a+vascularized+rat+laryngeal+transplant+model.">A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model.</a> The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).</li><li>Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Updates+on+larynx+cancer+epidemiology.">Updates on larynx cancer epidemiology.</a> Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).</li><li>Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+a+vascularized+laryngeal+allograft.">Rat model for a vascularized laryngeal allograft.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 101 (11), (1992).</li><li>Work, W. P., Boles, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larynx:+Replantation+in+the+dog.">Larynx: Replantation in the dog.</a> Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).</li><li>Birchall, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Model+for+experimental+revascularized+laryngeal+allotransplantation.">Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation.</a> British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).</li><li>Nakai, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+laryngeal+transplantation+with+normal+circulation+maintained+by+combination+with+the+tongue.">Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue.</a> Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+laryngeal+allograft+survival+using+low-dose+everolimus.">Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus.</a> Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).</li><li>Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ten-month+laryngeal+allograft+survival+with+use+of+pulsed+everolimus+and+anti-&#945;&#946;+T-cell+receptor+antibody+immunosuppression.">Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-&#945;&#946; T-cell receptor antibody immunosuppression.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).</li><li>Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decoy+NF-&#954;B+fortified+immature+dendritic+cells+maintain+laryngeal+allograft+integrity+and+provide+enhancement+of+regulatory+T+cells.">Decoy NF-&#954;B fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells.</a> The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).</li></ol>

La incidencia y prevalencia de cáncer de laringe han aumentado en 12% y 24%, respectivamente, durante las últimas tres décadas, y muchos de estos pacientes se someten a una laringectomía para el tratamiento10. Este procedimiento empeora significativamente la calidad de vida de una persona y, por lo tanto, se desea un tratamiento alternativo. El alotrasplante compuesto vascularizado de la laringe puede mejorar la capacidad del paciente para respirar y hablar; Sin embargo, todavía se requiere i...

Para los pacientes que sufren de daño laríngeo irreparable o cáncer de laringe, una laringectomía total es a menudo la única opción1. La laringectomía total deja a los pacientes sin la capacidad de respirar y hablar por sí mismos, además de experimentar angustia social y psicológica2. Los pacientes con cáncer de laringe que necesitan una laringectomía total son excelentes candidatos potenciales para el trasplante de laringe. Mientras que el trasplante laríngeo humano en el contexto de daño laríngeo irreparable ha sido realizado, el alotrasplante de la laringe se evita actualmente en estos pacientes debido al temor a la recurrencia tumoral, la posibilidad de rechazo crónico y las infecciones derivadas del donante3. La inmunosupresión es la causa principal de estas preocupaciones. La pérdida dramática del primer paciente con trasplante laríngeo parcial debido a la recidiva tumoral después del tratamiento inmunosupresor convencional es evidencia de que se debe diseñar un régimen inmunosupresor apropiado antes de realizar nuevos intentos de trasplante en pacientes con cáncer de laringe 4,5.
Para comprender mejor la respuesta inmune del huésped a una laringe trasplantada, el primer modelo de trasplante laríngeo en ratas fue desarrollado en 1992 por Strome, y las mejoras en la técnica quirúrgica se realizaron en 2002 6,7. Aunque este modelo es efectivo para estudiar el trasplante laríngeo, la falta de agentes inmunológicos específicos para ratas y el mayor costo asociado con los modelos de ratas llevaron al desarrollo de un nuevo modelo de ratón para estudiar el trasplante laríngeo en 20098.
La principal aplicación de la técnica descrita es estudiar diferentes regímenes farmacorrectores inmunosupresores en el trasplante laríngeo. La mejora de las terapias inmunosupresoras actuales puede ampliar el grupo de candidatos y dar lugar a un trasplante seguro en pacientes con cáncer. Los beneficios de este modelo de ratón son su rentabilidad y la amplia disponibilidad de datos inmunológicos y reactivos.
Los equipos que trabajan en regímenes de tratamiento inmunosupresores para el trasplante de laringe pueden usar este método para recopilar un gran volumen de datos inmunológicos, y se pueden probar y comparar rápidamente diferentes regímenes farmacológicos. Otras posibles modalidades de tratamiento que pueden modular la respuesta inmune al trasplante, como las inyecciones de células madre, también se pueden probar utilizando este modelo. Finalmente, se pueden diseñar experimentos para observar los efectos sistémicos a largo plazo del trasplante de laringe mediante la extensión del período de seguimiento.
La técnica descrita aquí utiliza anastomosis de extremo a lado para proporcionar flujo arterial y venoso a un injerto de laringe heterotópico. El injerto es un complejo laringotraqueoesofágico (LTE) que comprende la laringe, las glándulas tiroides, las glándulas paratiroides, la tráquea y el esófago del donante, con arterias carótidas bilaterales y pedículos intactos. Una arteria carótida del donante se anastomosa a la arteria carótida receptora y proporciona flujo sanguíneo arterial, mientras que la otra arteria carótida del donante se anastomosa a la vena yugular externa receptora y proporciona flujo sanguíneo venoso (Figura 1).
Se realizaron varias modificaciones a la técnica quirúrgica del modelo de rata para asegurar el éxito en el modelo de ratón. Por ejemplo, se utilizó un agente anestésico inhalado en lugar de un agente inyectable para aumentar el control sobre la profundidad de la anestesia y reducir las complicaciones. La sutura continua se utiliza en la anastomosis arterial-arterial en ratas; Sin embargo, debido al tamaño más pequeño de los vasos de ratón, esto es técnicamente difícil y puede causar estrechamiento de la luz del vaso7. Como resultado, las suturas interrumpidas se utilizan en el modelo de ratón y dan como resultado una mejor permeabilidad de los vasos. Además, en el modelo de rata, el pedículo de la arteria tiroidea superior (STA) se disecciona y visualiza. Dado el tamaño más pequeño del STA en ratones, esta disección podría resultar en daño e incluso transección del STA. Como resultado, no se disecciona en el modelo de ratón. En cambio, la fascia cercana se conserva para garantizar que el STA se mantenga intacto.
Las principales dificultades potenciales de esta técnica incluyen dañar los pedículos del complejo LTE del donante, hacer una arteriotomía o venotomía de tamaño incorrecto, oclusión de vasos en los sitios de anastomosis o dejar huecos en los sitios de anastomosis que pueden causar sangrado. Para evitar estos errores, se debe tener cuidado al obtener el injerto del donante dejando un manguito de tejido alrededor del pedículo STA. La arteriotomía y la venotomía deben ser lo suficientemente grandes como para permitir el flujo sanguíneo, pero lo suficientemente pequeñas como para evitar fugas. Se debe usar un número apropiado de suturas para que las anastomosis cierren cualquier brecha, pero no demasiadas para ocluir los vasos.
Si se obtiene familiaridad con las técnicas microquirúrgicas, este procedimiento se puede realizar en aproximadamente 3 h. Este modelo de trasplante laríngeo se puede realizar de forma fiable en ratones y utilizarse para estudiar la respuesta inmune del huésped después del alotrasplante compuesto vascularizado.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#1 Paperclips</td>
			<td>Staples</td>
			<td>OP-7404</td>
			<td>Clips are shaped manually to be used as retractors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 cc Insulin Syringes&#160;</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>329412</td>
			<td>27 G 5/8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2870G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 G Precision Glide Needle</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>305125</td>
			<td>1 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Luer-Lok Tip Syringe</td>
			<td>BD&#160;</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 G Sterile Standard Blunt Needles</td>
			<td>Cellink</td>
			<td>NZ5300505001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Monocryl Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y822G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 Ethilon Nylon Suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2815G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11027-12</td>
			<td>Straight, 1 x 2 teeth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adventitia scissors</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>SAS-10</td>
			<td>19 mm, 10 cm, straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00109-11</td>
			<td>45/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>59399-162-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandaid Fabric Fingertip</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>299399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution Swabsticks</td>
			<td>Purdue Products</td>
			<td>67618-153-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex Injection</td>
			<td>CIII</td>
			<td>12495-0757-1</td>
			<td>0.3 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp applying forceps without lock</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.CAF5</td>
			<td>14 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>10806-001-PK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DeBakey forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermabond Mini</td>
			<td>Cardinal Healthcare</td>
			<td>315999</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Boards</td>
			<td>Mopec</td>
			<td>22-444-314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon Sterile Disposable Petri Dish&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>25373-041</td>
			<td>35 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scisssors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14029-10</td>
			<td>Curved Sharp-Blunt 10 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Golden A5 2-Speed Blade Clipper&#160;</td>
			<td>Oster</td>
			<td>008OST-78005-140</td>
			<td>#10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair Remover Sensitive Formula</td>
			<td>Nair</td>
			<td>2260000033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin&#160;</td>
			<td>Meitheal Pharmaceuticals</td>
			<td>71288-4O2-10</td>
			<td>10,000 USP units per 10 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Piramal Healthcare</td>
			<td>66794-013-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-Temp Micro Fine Tip Cautery</td>
			<td>Bovie Medical</td>
			<td>AA90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercian Visibility Background Material</td>
			<td>Synovis Micro Companies</td>
			<td>VB3</td>
			<td>Green</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvascular Approximator Clamp without Frame</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11V</td>
			<td>0.4-1 mm Vessel Diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse face mask kit</td>
			<td>Xenotec</td>
			<td>XRK-S</td>
			<td>Small</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>C-14 W</td>
			<td>5.5&#34;, 8 mm, 0.4 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Press n&#39; Seal</td>
			<td>Glad</td>
			<td>70441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Braun</td>
			<td>BA210</td>
			<td>10 blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Mini Vessel Clamp</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.ABB11M</td>
			<td>.31 (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Black Pair</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>06-669-62</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Disposable Drape Sheets</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td>DYN4410-CASE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Gauze Pads</td>
			<td>Dukal</td>
			<td>1212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline&#160;</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>236173</td>
			<td>NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Surgical Gloves</td>
			<td>Gammex</td>
			<td>851_A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00108-11</td>
			<td>11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forceps</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.JFLP3</td>
			<td>13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Pattern Scissors&#160;</td>
			<td>Accurate Surgical &#38; Scientific Instruments</td>
			<td>ASSI.SDC15RV</td>
			<td>15 cm, 8 mm, curved 7mm blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Spring Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-10</td>
			<td>3 mm cutting edge, curved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator Tip&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00126-11</td>
			<td>Diameter 0.1 mm/Angled 10/11 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel Dilator, Classic line</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.3 W</td>
			<td>9 mm, 0.3 mm, angled 10</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a heterotopic mouse model for studying laryngeal transplantation

El trasplante heterotópico laríngeo, aunque es un procedimiento técnicamente desafiante, ofrece más análisis científicos y beneficios de costos en comparación con otros modelos animales. Aunque fue descrita por primera vez por Shipchandler et al. en 2009, esta técnica no es ampliamente utilizada, posiblemente debido a las dificultades para aprender la técnica microquirúrgica y el tiempo requerido para dominarla. Este documento describe los pasos quirúrgicos en detalle, así como las posibles trampas a evitar, con el fin de fomentar el uso eficaz de esta técnica.
En este modelo, las arterias carótidas bilaterales de la laringe del donante se anastomosan a la arteria carótida receptora y a la vena yugular externa, lo que permite el flujo sanguíneo a través del injerto. El flujo sanguíneo se puede confirmar intraoperatoriamente mediante la visualización del llenado de sangre en las arterias carótidas bilaterales del injerto, el enrojecimiento de las glándulas tiroides del injerto y el sangrado de los microvasos en el injerto. Los elementos cruciales para el éxito incluyen la delicada preservación de los vasos del injerto, la realización del tamaño correcto de arteriotomía y venotomía, y el uso del número apropiado de suturas en las anastomosis arterial-arterial y arterial-venosa para asegurar los vasos sin fugas y evitar la oclusión. 
Cualquier persona puede dominar este modelo con suficiente capacitación y realizar el procedimiento en aproximadamente 3 h. Si se realiza con éxito, este modelo permite realizar estudios inmunológicos con facilidad y a bajo costo.

Confirmación del éxito del trasplante Utilizando el protocolo descrito anteriormente, es posible evaluar el flujo sanguíneo al complejo LTE observando la pulsación de la arteria carótida del donante después de retirar las pinzas de los vasos. La pulsación es típicamente visible, y la coloración roja inmediata de la arteria donante confirma el flujo sanguíneo activo (Figura 4A). Si la anastomosis no es efectiva, la arteria no tendrá pulsación, se verá parcialm...

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A Heterotopic Mouse Model for Studying Laryngeal Transplantation

El objetivo de este manuscrito es describir los pasos microquirúrgicos necesarios para realizar un trasplante de laringe heterotópico en ratones. Las ventajas de este modelo de ratón en comparación con otros modelos animales de trasplante de laringe son su costo-efectividad y la disponibilidad de ensayos y datos inmunológicos.

Un modelo heterotópico de ratón para estudiar el trasplante de laringe

Laryngeal heterotopic transplantation, although a technically challenging procedure, offers more scientific analysis and cost benefits compared to other ...

Se describieron modelos de trasplante laríngeo en ratones y ratas. El trabajo previo de Senior alter se centró en idear un método más eficiente utilizando las arterias carótidas del donante para la anastomosis, evitando la necesidad de diseccionar las arterias tiroideas superiores. En este video, describimos este procedimiento en ratones.Este modelo de trasplante laríngeo de ratón permite realizar estudios inmunológicos con facilidad y a bajo costo. Aunque técnicamente es más desafiante debido al tamaño más pequeño de los vasos en comparación con un modelo de rata, este procedimiento se puede realizar en aproximadamente tres horas si se obtiene familiaridad con los pasos quirúrgicos. Después de que el animal esté completamente anestesiado, transfiera el ratón al área de afeitado donde se administrará un 1,5% de isoflurano con un flujo de oxígeno de un litro por minuto a través de una máscara facial para el mantenimiento de la anestesia.Confirme la profundidad de la anestesia con un pellizco en el dedo del pie. Afeite el pecho y el cuello del ratón hasta la línea de la mandíbula y aplica crema depilatoria. Y después de 30 segundos, limpie la crema y transfiera el ratón al área quirúrgica.Inmovilice al ratón y prepare el área quirúrgica tres veces con povidona yodada y alcohol, luego cubra el ratón. Haga una pequeña incisión horizontal justo superior a la muesca supraesternal. Usando tijeras finas, eleve la piel bilateralmente a través de esa incisión hasta la mandíbula y extirpe un segmento de piel en forma trapezoidal.Extirpe las glándulas salivales bilaterales usando cauterio en la parte superior donde se visualiza una pequeña vena que viaja a través de la glándula. Diseccionar los músculos esternocleidomastoideos bilaterales de los tejidos circundantes y retraerlos lateralmente. Haga una incisión en la línea media en los músculos de la correa y escúbralos bilateralmente teniendo cuidado de no dañar la glándula tiroides subyacente y dejándola en el esófago laringotraqueal o complejo LTE.Después de este paso, las arterias carótidas bilaterales son visibles. Diseccionar circunferencialmente las arterias carótidas comunes al nivel de la clavícula inferiormente y al nivel de la bifurcación carotídea superiormente. El nervio vago y la vena yugular interna se diseccionan libres de las arterias carótidas y no se incluyen en el injerto adquirido.Diseccionar las arterias carótidas internas y externas lo suficientemente superior como para poder ligar y dividir. Usando unas suturas de nylon 10-0, liga las arterias carótidas internas de dos a tres milímetros superiores a la bifurcación carotídea. Ligate las arterias carótidas externas al menos tres milímetros superiores al punto de ramificación de la arteria tiroidea superior y ligan las arterias carótidas comunes a nivel del esternón.Cortar todos los vasos ligados bilateralmente. Mantenga los pedículos vasculares en la parte superior del complejo LTE para evitar daños accidentales durante la disección adicional. Para evitar cualquier fuga de gas o pérdida inadvertida de anestesia, asegúrese de que el animal haya expirado antes de hacer cualquier corte de las vías respiratorias.Transecto la tráquea por debajo del quinto anillo traqueal y lleve la incisión a través del esófago hasta la fascia prevertebral para liberar el complejo LTE inferiormente. Libere la tráquea y el esófago de la fascia prevertebral subyacente de inferior a superior. Crear una faringectomía anterior justo inferior a la hioides.Lleve la incisión hasta la fascia prevertebral para liberar el complejo LTE superiormente. Divida cualquier unión de tejido linfoide o conectivo restante entre el complejo LTE y el tejido circundante. Y finalmente, retire el injerto.Coloque el injerto obtenido en una placa de Petri estéril y lávese con solución salina normal para eliminar cualquier coágulo de sangre. Dilatar las arterias carótidas bilaterales utilizando microdilatadores de un milímetro. Usando una aguja roma de calibre 30, inyecte aproximadamente dos mililitros de solución salina heparinizada en cada arteria carótida para enjuagar el injerto.Se verá sangre y solución salina saliendo de la arteria carótida contralateral y de los pequeños extremos de los vasos libres, lo que confirma las arterias tiroideas superiores intactas. El injerto se puede dejar en solución salina heparinizada y se puede tomar un breve descanso de hasta tres horas antes de trasplantarlo al receptor. Prepare el ratón receptor exactamente de la misma manera que se describe para el donante después de los pasos de inducción de anestesia, afeitado y preparación quirúrgica.Inyecte al ratón receptor con analgésico de liberación prolongada por vía subcutánea 30 minutos antes del inicio de la cirugía. Usando un bisturí, haga una incisión en la línea media del cuello que se extienda desde la línea de la mandíbula superiormente hasta el esternón inferiormente. Eleve la piel del lado izquierdo y retírela lateralmente.Extirpar la glándula salival izquierda cauterizando los vasos superiores como se describió anteriormente. Extirpar el tejido adiposo y linfoide dividiendo cualquier vaso visible con cauterio a baja temperatura. Teniendo cuidado de no dañar la vena yugular externa subyacente.Diseccionar la vena yugular externa circunferencialmente. Use al menos cinco milímetros de longitud libre del vaso para la anastomosis. Diseccionar el músculo esternomatoideo y retraerlo lateralmente.Diseccionar circunferencialmente la arteria carótida común desde la clavícula inferiormente hasta la bifurcación carotídea superiormente. Pase el material de fondo debajo de la vena yugular externa y aplique las abrazaderas de vaso B-3 de doble aproximación. Coloque una sutura de nylon 10-0 a través de la pared anterior de la vena yugular externa en la ubicación de la monotomía deseada, y use la sutura para tirar anteriormente del vaso.Corte profundamente a la sutura con micro tijeras para facilitar la creación de la venotomía de hendidura única del tamaño adecuado, y para garantizar que el corte sea completamente a través de la pared venosa. Con una aguja roma de calibre 30, enjuague el interior de la vena con solución salina heparinizada. Coloque el complejo LTE del donante entre la arteria carótida izquierda del receptor y la vena yugular externa izquierda.Alinee el extremo libre de la arteria carótida izquierda del donante hacia la vena yugular externa izquierda receptora y bisele el extremo con tijeras afiladas. Usando cuatro suturas interrumpidas de nylon 10-0, anastomosar la arteria carótida izquierda del donante y la vena yugular externa izquierda del receptor de manera integral a lateral. Deslice el material de fondo debajo de la arteria carótida común receptora y aplique las pinzas de vaso A-3 de doble aproximación.Crear una arteriotomía de la misma manera que la venotomía. Anastomosar la arteria carótida derecha del donante a la arteria carótida izquierda receptora de manera integral a lateral. El uso de seis suturas interrumpidas con nylon 10-0 es ideal para la anastomosis arterial.Retire las pinzas del lado venoso. Si se encuentra sangrado, aplique una presión suave con puntas de algodón. Retire las pinzas de la arteria e inmediatamente aplique una presión suave con puntas de algodón.Se espera algo de sangrado en el paso que generalmente se detiene después de un minuto con una presión suave. Verifique la integridad del flujo sanguíneo en la arteria de la vena. Con el flujo arterial intacto, generalmente se observa pulsación de la arteria carótida del donante y la glándula tiroides del donante cambiará de su color transparente enrojecido a su color rojizo original.También se puede observar la coloración roja de los pequeños recipientes en el complejo LTE. Cierre la incisión de la piel con la sutura de monofilamento 5-0 en forma de correr. Aplique un adhesivo para la piel en la incisión.Inyecte un mililitro de solución salina tibia por vía subcutánea para tener en cuenta la pérdida de líquido durante la cirugía. Detenga la anestesia y transfiera el ratón a una jaula de recuperación. Observe el ratón en una almohadilla térmica hasta que esté completamente despierto para evitar la hipotermia.El éxito quirúrgico se puede evaluar inmediatamente después de retirar las pinzas vasculares. La figura A es representativa de una cirugía exitosa porque el flujo sanguíneo se puede visualizar en las arterias carótidas de la laringe del donante y las glándulas tiroides se volvieron rojas. La figura B es representativa de una cirugía fallida porque el flujo sanguíneo no se puede visualizar en las arterias carótidas de la laringe del donante y las glándulas tiroides permanecieron pálidas.Después de 15 días en ausencia de inmunosupresión, la mayoría de los receptores no tienen flujo sanguíneo al trasplante. La permeabilidad de la arteria se puede evaluar macroscópicamente diseccionando el complejo laringotraqueal libre del tejido receptor circundante y visualizando la anastomosis de extremo a lado. Gracias. Después de ver este video, debe comprender cómo trasplantar heterotópicamente un complejo traqueoesofágico laríngeo de un ratón a otro en aproximadamente tres horas.Este modelo factible y de costo relativamente bajo ofrece un potencial significativo en el estudio del papel del sistema inmune en el rechazo del complejo laringotraqueal, ofreciendo así el potencial para nuevas terapias en el trasplante de órganos.

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