Name: pattern generation for micropattern traction microscopy
Uploaded: 2022-02-17T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Forfatterne vil gerne takke Dr. Paul Barbone fra Boston University Department of Mechanical Engineering for nyttige diskussioner og hjælp til dataanalyse. Denne undersøgelse blev støttet af NSF-bevilling CMMI-1910401.

1. Oprettelse af silikonemestre
BEMÆRK: Det meste af processen med design, oprettelse og fejlfinding af siliciummastere til gentagen støbning af PDMS-frimærker er tidligere blevet dækket21, så kun nøgleforskelle i denne nye tilgang vil blive beskrevet her.
<ol><li>Opret designet til fotomasken ved hjælp af AutoCAD eller lignende designsoftware. Belæg den ene side af fotomasken, et tyndt stykke glas, med et tyndt lag krom for at kontrollere UV-...

En forbedret metode til indirekte mønster af PAA-hydrogeler er beskrevet i dette papir. Denne tilgang bygger på metoder, der tidligere har været anvendt 20,35,36,37,38,39,40,41,42. Den primære ændring er, at PDMS-stem...

De fleste cellefænotyper udøver trækkraft på deres miljø. Disse trækkrafter genereres af en celles kontraktile cytoskelet, som er et netværk af actin og myosin og andre trådformede biopolymerer og tværbindingsproteiner 1,2,3,4. Kræfter, der genereres i cellen, kan overføres til det ekstracellulære miljø eller tilstødende celler, primært via transmembranproteiner såsom integriner og cadheriner, henholdsvis 5,6. Hvordan en celle spredes eller trækker sig sammen - og størrelsen af de trækkrafter, der er forbundet med disse bevægelser - er resultatet af en intim samtale med sit miljø, som i vid udstrækning afhænger af typen og mængden af protein, der er til stede i den ekstracellulære matrix (ECM)7,8 og stivheden af ECM. Faktisk er trækkraftmikroskopi blevet et uvurderligt værktøj til at forstå celleresponsivitet over for lokale stimuli såsom substratstivhed, pålagt mekaniske belastninger og stammer eller kontakt med andre celler. Disse oplysninger er direkte relevante for forståelsen af sygdomme som kræft og astma 9,10,11,12.
Et system, der kan bruges til at måle kraftinduceret deformation af et substrat med kendte materialeegenskaber, er nødvendigt for at beregne trækkraft. Disse ændringer skal spores over tid, hvilket kræver både billedbehandlings- og billedbehandlingsteknikker. En af de første metoder, der blev brugt til at bestemme cellulære trækkrafter, var observation og analyse af sammentrækningen af kollagenhydrogeler podet med celler, selvom denne metode kun var semikvantitativ13. En anden, mere raffineret metode var at måle de trækkrafter, der udøves af enkeltceller, ved at bestemme de kræfter, der er resultatet af deformationen af et tyndt ark silikone14. Senere blev der udviklet mere kvantitative måleteknikker, og disse metoder tillod også anvendelse af bløde hydrogeler såsom polyacrylamid (PAA)12,15,16. Ved anvendelse af disse bløde materialer kunne trækkraften bestemmes ud fra den kraftinducerede forskydning af tilfældigt forskudte perler indlejret i hydrogelen og de mekaniske egenskaber af gelen16,17. Et andet fremskridt kom med udviklingen af mikropostarrays lavet af blød polydimethylsiloxan (PDMS), så deres afbøjning kunne måles og konverteres til kraft ved hjælp af stråleteorien18.
Endelig blev der udviklet metoder til mikromønster af bløde hydrogeler, da disse tilgange tillader kontrol af kontaktområderne for celleadhæsion. Ved at måle deformationen af mikromønsteret inden for en celles kontaktområde kan trækkraften let beregnes, fordi der ikke kræves et kraftfrit referencebillede19. Denne metode er blevet bredt vedtaget, da den giver mulighed for indirekte mønster af et regelmæssigt udvalg af mikron-størrelse, diskrete fluorescerende proteinadhæsionspunkter på PAA-geler til måling af cellulære trækkraftkræfter20. For at beregne disse kræfter er der udviklet en billedbehandlingsalgoritme, der kan spore bevægelserne af hver mikromønstret prikke uden at kræve brugerinput21.
Mens denne metode er enkel til at skabe hele gitre af prikker mønstre, er det mere kompliceret, når mønstre af isolerede patches (eller øer) af prikker ønskes. Mikromønstrede øer er nyttige, når der er behov for kontrol af form og til en vis grad af størrelse af klynger af celler. For at skabe disse øer kræver den førnævnte metode til mikrokontaktudskrivning to forskellige trin: i) brug af et PDMS-stempel til at skabe et high-fidelity-mønster af prikker på et omslagsseddel og derefter ii) brug af et andet andet PDMS-stempel til at fjerne de fleste af disse prikker og efterlade isolerede øer af prikker21. Vanskeligheden ved at skabe øer med denne oprindelige metode forværres af det faktum, at det er udfordrende i sig selv at lave konsistente gittermønstre i det første trin i processen. Mikroprintstempler består af en række cirkulære mikrostolper, hvis diameter svarer til den ønskede prpoststørrelse. Disse frimærker belægges derefter med et jævnt lag protein og stemples derefter med en præcis mængde tryk på behandlede dæksedler for at skabe det ønskede mønster. På den ene side kan påføring af for meget tryk på frimærket resultere i ujævn proteinoverførsel og dårlig mønstertroskab på grund af søjlespændning eller sagging mellem søjler, hvilket fører til kontakt med glasset. På den anden side resulterer anvendelse af for lidt tryk i lidt eller ingen proteinoverførsel og dårlig mønstertroskab. Af disse grunde ønskes en overførselsproces, der kan bruges til konsekvent at skabe mikromønstre af høj kvalitet af isolerede øer af prikker i kun et trin.
Heri beskrives en metode til indirekte mikromønster af øer af fluorescerende proteinadhæsionspunkter i mikronstørrelse på en PAA-gel, der er mere konsistent og alsidig end tidligere udviklede metoder. Mens ældre indirekte mikromønstermetoder er afhængige af overførsel af proteinmønstre fra et PDMS-stempel til et mellemliggende substrat, bruger den metode, der introduceres her, PDMS-stempler i stedet som et kar til proteinfjernelse, ikke tilsætning. Dette gøres ved først fundamentalt at ændre strukturen af de anvendte PDMS-frimærker. I stedet for at lave frimærker, der er sammensat af et mønster af jævnt fordelte cirkulære søjler, består frimærker af et mønster af jævnt fordelte cirkulære huller i denne metode.
Med denne nye struktur kan overfladen på disse PDMS-frimærker derefter behandles med glutaraldehyd som beskrevet tidligere 20,29,30, hvilket gør frimærket i stand til at binde kovalent med protein. Når de anvendes på et glasdæksler, der er jævnt belagt med fluorescerende protein, bruges disse glutaraldehydbehandlede PDMS-stempler til at fjerne det meste af proteinet på overfladen af dæksedlen og efterlader kun det ønskede mønster af prikker, der er forudbestemt af placeringen af mikronstore huller på frimærket. Denne ændring øger succesraten for at generere mønstre, der består af et næsten kontinuerligt gitter af prikker og for at skabe isolerede øer af prikker gennem kun et trin.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>(3-aminopropyl)trimethoxysilane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#281778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Microcentrifuge tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL conical tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-539-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 x 4 in 0.060 Quartz LR Chrome Photomask</td>
			<td>Advance Reproductions Corporation</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-designed mask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 Well Plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#07-200-83</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#A18P-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylamide Solution, 40%</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#A4058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 488</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#A20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aminonium Persulfate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP179-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bisacrylamide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#PR-V3141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Greenfield Global</td>
			<td>#111000200C1GL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 25 mm round</td>
			<td>Fisher Scientifc</td>
			<td>#12-545-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 30 mm round</td>
			<td>Warner</td>
			<td>#64-1499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamamatsu ORCA-R2 Camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>#C10600-10B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Plasma</td>
			<td>Valley Biomedical</td>
			<td>#HP1051P</td>
			<td>Used to isolate fibronectin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric Acid, 1.0 N</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>#1.09057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>Wayne Rasband</td>
			<td>#1.53n</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Interchangeable Coverslip Dish Set</td>
			<td>Bioptechs</td>
			<td>#190310-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kim Wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#06-666-11C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mask Alinger</td>
			<td>Karl Suss</td>
			<td>#MA6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab 2021</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td>#R2021a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MetaMorph Basic</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>#v7.7.1.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-hydroxysuccinimide ester</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#130672-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucBlue Live Cell Stain</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#R37605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus IX2-ZDC Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD-10 Desalting Columns</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>#52-1308-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist Spinner Hood</td>
			<td>Headway Research</td>
			<td>#PWM32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Cleaner</td>
			<td>Harrick</td>
			<td>#PDC-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Etcher</td>
			<td>TePla</td>
			<td>#M4L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prior Lumen 200Pro Light Source</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>#L200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Wafers, 100 mm</td>
			<td>University Wafer</td>
			<td>#809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 2005</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9463827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 Developer</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9901158</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer</td>
			<td>Essex Brownell</td>
			<td>#DC-184-1.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramethylethylenediamine</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#448931</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UAPON-40XW340 Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#N2709300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Flood Exposure</td>
			<td>Newport</td>
			<td>#69910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Carrier Tray, 110 x 11 mm</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>#19395-40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pattern generation for micropattern traction microscopy

Mikromønster trækkraftmikroskopi tillader kontrol af formen af enkeltceller og celleklynger. Desuden tillader evnen til at mønstre på mikrometerlængdeskalaen brugen af disse mønstrede kontaktzoner til måling af trækkraft, da hver mikromønstret prik muliggør dannelsen af en enkelt fokal vedhæftning, som derefter deformerer den bløde, underliggende hydrogel. Denne tilgang er blevet anvendt til en bred vifte af celletyper, herunder endotelceller, glatte muskelceller, fibroblaster, blodplader og epitelceller. 
Denne gennemgang beskriver udviklingen af teknikker, der tillader udskrivning af ekstracellulære matrixproteiner på polyacrylamidhydrogeler i et regelmæssigt udvalg af prikker af forudspecificeret størrelse og afstand. Da mikrometerskalamønstre er vanskelige at udskrive direkte på bløde underlag, genereres mønstre først på stive glasdæksler, der derefter bruges til at overføre mønsteret til hydrogelen under gelering. For det første beskrives den originale mikrokontaktudskrivningsmetode til at generere arrays af små prikker på omslagssedlen. Et andet trin, der fjerner det meste af mønsteret for at forlade øer med små prikker, er nødvendigt for at kontrollere formerne af celler og celleklynger på sådanne arrays af mønstrede prikker. 
Dernæst beskrives en udvikling af denne tilgang, der muliggør generering af øer af prikker ved hjælp af et enkelt subtraktivt mønstertrin. Denne tilgang er stærkt forenklet for brugeren, men har ulempen ved en nedsat levetid for masterformen, der er nødvendig for at fremstille mønstrene. Endelig beskrives de beregningsmetoder, der er udviklet til analyse af billeder af forskudte prikker og efterfølgende cellegenererede trækkraftfelter, og opdaterede versioner af disse analysepakker leveres.

PAA-hydrogeler med Youngs modul af E = 3,6 kPa og Poissons forhold på ν = 0,445 blev lavet til brug ved denne subtraktive mikromønstermetode. Hydrogelerne blev lavet til at være ~ 100 μm tykke, hvilket gør det muligt at afbilde dem med den billedbehandlingsopsætning, der anvendes her, samtidig med at cellerne forhindres i at registrere det stive dækslip under gelen, hvilket ville forårsage problemer i undersøgelser med fokus på cellulær stivhed, der senserer23,33...

Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy

Vi beskriver forbedringer af en standardmetode til måling af cellulære trækkrafter baseret på mikrokontaktudskrivning med et enkelt subtraktivt mønstertrin af dot arrays af ekstracellulære matrixproteiner på bløde hydrogeler. Denne metode giver mulighed for enklere og mere konsekvent fremstilling af ømønstre, der er afgørende for at kontrollere celleklyngeformen.

Mønstergenerering til mikromønstertrækkraftmikroskopi

Micropattern traction microscopy allows control of the shape of single cells and cell clusters. Furthermore, the ability to pattern at the micrometer ...

Denne protokol giver mulighed for konsekvent at skabe mikromønstre af protein med høj kvalitet, uanset hvilken form der ønskes, navnlig isolerede øer af mønster til undersøgelse af celleklynger. Denne teknik kan bruges til at lave isolerede ø-mikromønstre af enhver form og størrelse i kun et trin, mens det tidligere krævede to separate trin at lave sådanne mønstre. Begynd med at blande PDMS i det korrekte hærdningsmiddel til basisforhold som beskrevet i producentens anvisninger.Inkuber ved stuetemperatur og tryk i 15 minutter, og afgas derefter blandingen under vakuum i 15 minutter. Hæld PDMS i masterformen og overfør den til en inkubator, der er indstillet til 37 grader Celsius for at helbrede natten over. Fjern masterformen fra inkubatoren og lad den køle ned til stuetemperatur.Mens masterformen køler ned, dækker sonikat 25 millimeter i ethanol i 10 minutter. Brug lige så mange omslag som antallet af frimærker, der forberedes. Skyl dækslipsene grundigt med DI-vand og tør dem med en filtreret luftpistol.Behandl dækslipsene med plasma i et minut ved hjælp af plasmarenseren under et højt vakuum. Slip langsomt vakuumet efter behandling for at forhindre, at dækslipsene bevæger sig inde i kammeret. Belæg hvert dækslip med 100 mikroliter af den fluorescerende mærkede proteinopløsning i et rum uden direkte sollys eller overheadbelysning.Dæk prøverne til for ekstra beskyttelse mod lys og inkuber dem i 20 minutter ved stuetemperatur. Skyl hvert dækslip grundigt med DI-vand. Fjern overskydende vand fra overfladen ved forsigtigt at trykke på siderne af hvert dækslerlip på et papirhåndklæde eller et lignende absorberende materiale.Lad dækslipsene tørre helt ved at lade dem være afdækket i mørket i mindst 30 minutter. Mens det proteinbelagte dæksler tørrer, skal du fjerne PDMS-stemplet fra masterformen ved at skære det med en skalpel eller et skarpt blad. Behandl PDMS-frimærkerne med plasma i to minutter under et højt vakuum.Anbring frimærkerne i en beholder med låg under stinkhætten, og belæg derefter hvert frimærke med et tyndt lag på 10% 3-APTMS fortyndet i 100% ethanol. Dæk beholderen med frimærkerne og inkuber ved stuetemperatur i fem minutter. Skyl hvert stempel grundigt på begge sider med DI-vand.Læg frimærkerne i en ren beholder og belæg dem med 2,5% glutaraldehyd fremstillet i DI-vand. Dæk frimærkerne og inkuber dem ved stuetemperatur i 30 minutter. Skyl frimærkerne grundigt med DI-vand.Fjern overskydende vand fra overfladen som tidligere beskrevet, og lad stemplerne tørre afdækket i 30 minutter. Hvis de proteinovertrukne dæksler eller stemplerne efter 30 minutter ikke er helt tørre, skal du bruge en filtreret luftpistol til at tørre dem helt. Skub mønstersiden af frimærkerne på dækslipsene med tilstrækkeligt tryk til, at de kan få fuldstændig kontakt.Lad det stå uforstyrret i 15 minutter. Skræl derefter PDMS-stemplerne forsigtigt af omslagssedlerne. Brug et fluorescerende mikroskop med det relevante filter til at kontrollere troskaben af de mønstrede dæksedler.Brug de mønstrede dæksler med det samme, eller opbevar dem væk fra direkte lys indtil videre brug. Før PAA-hydrogelprækursoren forberedes, skal du fjerne akrylsyre-NHS-esteren fra køleskabet for at nå stuetemperatur, inden den åbnes. Forbered et udskifteligt coverslipsfad ved at sterilisere det med 70% ethanol, og inkuber det derefter under UV-lys i et biosikkerhedsskab i mindst 30 minutter før brug.Under stinkhætten tilsættes 1,25 ml 40% acrylamid fremstillet i DI-vand til et 15 ml konisk rør. Til det samme rør tilsættes 175 mikroliter bis-acrylamidopløsning fremstillet i DI-vand. Tilsæt derefter 500 mikroliter 10X PBS efterfulgt af 2.915 ml DI-vand.Pipette 969 mikroliter af denne forløber i et 1,5 ml mikrocentrifugerør og opbevare resten ved fire grader Celsius i op til to uger. Mål 50 til 100 mg APS i et frisk mikrocentrifugerør og fortynd det til 100 mg pr. Milliliter i DI-vand. Åbn NHS-esteren i emhætten, og mål omhyggeligt op til tre milligram NHS i et mikrocentrifugerør.Fortynd NHS-esteren til et milligram pr. Milliliter i 1X PBS. Under stinkhætten tilsættes to mikroliter TEMED til mikrocentrifugerøret, der indeholder 969 mikroliter aliquot af PAA-forløberen. Tilsæt 15 mikroliter af en molær HCL for at reducere pH i hydrogelopløsningen og undgå hydrolyse af NHS-esteren.Tilsæt 10 mikroliter NHS-esteropløsningen til røret. Udfør følgende trin i et biosikkerhedsskab. Placer forsigtigt 30 millimeter dæksedlen i den midterste del af dækslipskålen med den 3-APTMS og glutaraldehydbehandlede side op, og skru plastringen ovenpå.Konfigurer det mønstrede dækslip med minimal lyseksponering for at forberede dig på det næste trin. Pipette fem mikroliter APS-opløsning i PAA-precursoren aliquotrør, derefter invertere og blande. Umiddelbart pipette 35 mikroliter af denne opløsning på 30 millimeter dæksedlen.Placer det mønstrede dækslip på opløsningen med proteinsiden nedad. Pas på ikke at skabe luftbobler i hydrogelen. Beskyt hydrogelen mod lys og lad den polymerisere i 90 minutter.Når hydrogelen er polymeriseret, skal du bruge et barberblad eller skalpel til at fjerne det øverste dækslip, sørg for, at dæksedlen ikke falder tilbage eller glider af gelen, når den er fjernet, for at undgå at ødelægge mønsteret på gelens overflade. For at passivere enhver resterende NHS-ester i hydrogelen tilsættes to milliliter steril PBS til gelen og inkuberes ved 37 grader Celsius i 45 minutter. Forbered straks gelerne til forsøg eller opbevar dem natten over i steril PBS ved fire grader Celsius indtil videre brug.Hydrogelerne blev indirekte mønstret med fluorescerende fibronectin for at visualisere og måle cellulære trækkraft inden for klynger og skabe ømønstre af forudbestemt størrelse og form. Mønsterkvaliteten var direkte relateret til troskaben af masterformen, hvorfra PDMS-stemplet blev støbt. Denne metode kunne fremstille isolerede, veldefinerede ømønstre af forudbestemt form.Fibronectinadhæsions prikkerne var kun til stede inden for det ønskede område af øen. Disse isolerede øer af adhæsionsp prikker tillod yderligere bedre kontrol over klyngeformen. Belægning af PDMS-frimærker med to små 3-APTMS er kritisk, fordi det vil begrænse effektiviteten af fjernelsesmetoden, mens for meget vil skabe en orange rest på frimærkeoverfladen.De mønstre, der skabes her, kan bruges til at bestemme cellulære trækkraftkræfter i både individuelle celler og klynger, hvilket giver indsigt i deres evne til at opretholde mekanisk homeostase.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Low-Cost Cryo-Light Microscopy Stage Fabrication for Correlated Light/Electron Microscopy

The coupling of cryo-light microscopy (cryo-LM) and cryo-electron microscopy (cryo-EM) poses a number of advantages for understanding cellular 
dynamics ...

A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

En ny metode til lokalisering Reporter fluorescerende kugler nærheden cellekulturen overflade for trækkraft Microscopy

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

Correlative Light- and Electron Microscopy Using Quantum Dot Nanoparticles

Korrelative lys- og Electron Microscopy Brug Quantum Dot Nanopartikler

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

En High-throughput Cell Microarray Platform for korrelative Analyse af Cell Differentiering og Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Pattern-based Search of Epigenomic Data Using GeNemo

Mønster-baseret søgning af epigenomiske Data ved hjælp af GeNemo

Compared with the robust text-based search tools for genomic or RNA sequencing data, current methodologies for pattern-based searches of epigenomic and ...

Correlative Light Electron Microscopy (CLEM) for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Correlative Light Electron Microscopy CLEM for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Korrelationsmaalinger lys Elektron Mikroskopi (CLEM) til sporing og Imaging Viral Protein associeret strukturer i Cryo-immobiliserede celler

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Visualisere vedhæftning dannelse i celler ved hjælp af avancerede Spinning Disk-Total interne Reflection Fluorescens mikroskopi

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Initial 3D Cell Cluster Control in a Hybrid Gel Cube Device for Repeatable Pattern Formations

Indledende 3D celle klynge kontrol i en Hybrid Gel Cube enhed for gentagelig mønster formationer

The importance of in vitro 3D cultures is considerably emphasized in cell/tissue culture. However, the lack of experimental repeatability is one of its ...

High Throughput Traction Force Microscopy Using PDMS Reveals Dose-Dependent Effects of Transforming Growth Factor-&#946; on the Epithelial-to-Mesenchymal Transition

Høj kapacitet trækkraft mikroskopi ved hjælp af PDMS afslører dosis-afhængige effekter af omdanne vækstfaktor-β på epitelial-til-Mesenchymal overgang

Cellular contractility is essential in diverse aspects of biology, driving processes that range from motility and division, to tissue contraction and ...

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualisering af Germinosomes og den indre membran i Bacillus subtilis sporer

The small size of spores and the relatively low abundance of germination proteins, cause difficulties in their microscopic analyses using epifluorescence ...