Name: pattern generation for micropattern traction microscopy
Uploaded: 2022-02-17T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Forfatterne vil takke Dr. Paul Barbone fra Boston University Department of Mechanical Engineering for nyttige diskusjoner og hjelp med dataanalyse. Denne studien ble støttet av NSF grant CMMI-1910401.

1. Opprettelse av silikonmestere
MERK: Det meste av prosessen med design, opprettelse og feilsøking av silisiummestere for gjentatt støping av PDMS-frimerker har blitt dekket tidligere21, så bare viktige forskjeller i denne nye tilnærmingen vil bli beskrevet her.
<ol><li>Lag designet for fotomasken ved hjelp av AutoCAD eller lignende designprogramvare. Belegge den ene siden av fotomasken, et tynt stykke glass, med et tynt lag med krom for å kontr...

En forbedret metode for indirekte mønster av PAA-hydrogeler er beskrevet i dette dokumentet. Denne tilnærmingen bygger på metoder som har blitt brukt tidligere 20,35,36,37,38,39,40,41,42. Den primære endringen er at PD...

De fleste celle fenotyper utøver trekkraft krefter på deres miljø. Disse trekkraft kreftene genereres av en celles kontraktile cytoskeleton, som er et nettverk av aktin og myosin, og andre filamentøse biopolymerer og krysskoblingsproteiner 1,2,3,4. Krefter generert i cellen kan overføres til det ekstracellulære miljøet eller tilstøtende celler, hovedsakelig via transmembranproteiner som integriner og kaderiner, henholdsvis 5,6. Hvordan en celle sprer seg eller trekker seg sammen - og størrelsen på trekkraftkreftene knyttet til disse bevegelsene - er resultatet av en intim samtale med miljøet, som i stor grad avhenger av type og mengde protein som er tilstede i den ekstracellulære matrisen (ECM) 7,8 og stivheten til ECM. Faktisk har trekkraftmikroskopi blitt et uvurderlig verktøy for å forstå cellerespons på lokale stimuli som substratstivhet, pålagt mekaniske belastninger og stammer, eller kontakt med andre celler. Denne informasjonen er direkte relevant for forståelsen av sykdommer som kreft og astma 9,10,11,12.
Et system som kan brukes til å måle kraftindusert deformasjon av et substrat av kjente materialegenskaper, er nødvendig for å beregne trekkraftkrefter. Disse endringene må spores over tid, noe som krever både bilde- og bildebehandlingsteknikker. En av de første metodene som ble brukt for å bestemme cellulære trekkraftkrefter var observasjon og analyse av sammentrekningen av kollagenhydrgeler frøet med celler, selv om denne metoden bare var semikantiv13. En annen, mer raffinert metode var å måle trekkraftkreftene som utøves av enkeltceller ved å bestemme kreftene som følge av deformasjon av et tynt ark silikon14. Senere ble det utviklet mer kvantitative måleteknikker, og disse metodene tillot også bruk av myke hydrogeler som polyakrylamid (PAA) 12,15,16. Ved bruk av disse myke materialene kan trekkraftkrefter bestemmes fra den kraftinduserte forskyvningen av tilfeldig fordrevne perler innebygd i hydrogelen og gelens mekaniske egenskaper16,17. Et annet fremskritt kom med utviklingen av mikropostmatriser laget av myk polydimetylsiloksan (PDMS) slik at deres avbøyning kunne måles og konverteres til kraft ved hjelp av stråleteorien18.
Til slutt ble metoder for mikropatterning av myke hydrogeler utviklet da disse tilnærmingene tillater kontroll av kontaktområdene for celleadhesjon. Ved å måle deformasjonen av mikropatternen i en celles kontaktområde, kan trekkraftkrefter enkelt beregnes fordi et kraftfritt referansebilde ikke er nødvendig19. Denne metoden har blitt allment vedtatt da den tillater indirekte mønster av et vanlig utvalg av mikron-størrelse, diskret fluorescerende proteinadhesjonspunkter på PAA geler for måling av cellulære trekkraftkrefter20. For å beregne disse kreftene erdet utviklet en bildebehandlingsalgoritme, som kan spore bevegelsene til hver mikropatterned prikk uten å kreve brukerinndata.
Selv om denne metoden er enkel for å lage hele rutenett med prikkmønstre, er det mer komplisert når mønstre av isolerte flekker (eller øyer) av prikker er ønsket. Mikropatterned øyer er nyttige når kontroll av form, og til en viss grad av størrelse, av klynger av celler er nødvendig. For å skape disse øyene, nødvendiggjør den nevnte metoden for mikrokontaktutskrift to forskjellige trinn: i) ved hjelp av ett PDMS-stempel for å lage et høygjengivelsesmønster av prikker på en coverlip, og deretter ii) ved hjelp av et annet annet PDMS-stempel for å fjerne de fleste av disse prikkene, og etterlater isolerte øyer med prikker21. Vanskeligheten med å skape øyer med denne opprinnelige metoden er sammensatt av det faktum at det er utfordrende å lage konsistente rutenettmønstre i det første trinnet i prosessen. Mikrotrykksstempler består av en rekke sirkulære mikroposter, hvis diameter tilsvarer ønsket punktstørrelse. Disse frimerkene er deretter belagt med et jevnt lag protein og deretter stemplet med en presis mengde trykk på behandlede deksler for å skape ønsket mønster. På den ene siden kan påføring av for mye trykk på stempelet føre til ujevn proteinoverføring og dårlig mønstergjengivelse på grunn av søylespenning eller sagging mellom søyler, noe som fører til kontakt med glasset. På den annen side resulterer det i lite eller ingen proteinoverføring og dårlig mønstergjengivelse å bruke for lite trykk. Av disse grunnene er det ønskelig med en overføringsprosess som konsekvent kan brukes til å lage mikropatterner av høy kvalitet av isolerte øyer med prikker på bare ett trinn.
Heri er en metode beskrevet for indirekte mikropattering av øyer av mikron-størrelse fluorescerende proteinadhesjonspunkter på en PAA gel som er mer konsistent og allsidig enn tidligere utviklede metoder. Mens eldre indirekte mikropatterningsmetoder er avhengige av overføring av proteinmønstre fra et PDMS-stempel til et mellomliggende substrat, bruker metoden som introduseres her PDMS-frimerker i stedet som et fartøy for proteinfjerning, ikke tillegg. Dette gjøres ved først å fundamentalt endre strukturen til PDMS-stemplene som brukes. I stedet for å lage frimerker som består av et mønster av jevnt fordelte sirkulære søyler, består frimerker av et mønster av jevnt fordelte sirkulære hull i denne metoden.
Med denne nye strukturen kan overflaten av disse PDMS-frimerkene deretter behandles med glutaraldehyd som beskrevet tidligere 20,29,30, noe som gjør stempelet i stand til å binde kovalent med protein. Når de brukes på et glassdeksler jevnt belagt med fluorescerende protein, brukes disse glutaraldehydbehandlede PDMS-frimerkene til å fjerne det meste av proteinet på overflaten av dekslene, og etterlater bare ønsket mønster av prikker forhåndsbestemt av plasseringen av mikronstore hull på stempelet. Denne endringen øker suksessraten for å generere mønstre som består av et nesten kontinuerlig rutenett av prikker og for å skape isolerte øyer med prikker gjennom bare ett trinn.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>(3-aminopropyl)trimethoxysilane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#281778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Microcentrifuge tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL conical tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-539-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 x 4 in 0.060 Quartz LR Chrome Photomask</td>
			<td>Advance Reproductions Corporation</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-designed mask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 Well Plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#07-200-83</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#A18P-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylamide Solution, 40%</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#A4058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 488</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#A20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aminonium Persulfate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP179-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bisacrylamide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#PR-V3141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Greenfield Global</td>
			<td>#111000200C1GL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 25 mm round</td>
			<td>Fisher Scientifc</td>
			<td>#12-545-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 30 mm round</td>
			<td>Warner</td>
			<td>#64-1499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamamatsu ORCA-R2 Camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>#C10600-10B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Plasma</td>
			<td>Valley Biomedical</td>
			<td>#HP1051P</td>
			<td>Used to isolate fibronectin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric Acid, 1.0 N</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>#1.09057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>Wayne Rasband</td>
			<td>#1.53n</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Interchangeable Coverslip Dish Set</td>
			<td>Bioptechs</td>
			<td>#190310-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kim Wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#06-666-11C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mask Alinger</td>
			<td>Karl Suss</td>
			<td>#MA6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab 2021</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td>#R2021a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MetaMorph Basic</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>#v7.7.1.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-hydroxysuccinimide ester</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#130672-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucBlue Live Cell Stain</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#R37605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus IX2-ZDC Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD-10 Desalting Columns</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>#52-1308-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist Spinner Hood</td>
			<td>Headway Research</td>
			<td>#PWM32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Cleaner</td>
			<td>Harrick</td>
			<td>#PDC-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Etcher</td>
			<td>TePla</td>
			<td>#M4L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prior Lumen 200Pro Light Source</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>#L200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Wafers, 100 mm</td>
			<td>University Wafer</td>
			<td>#809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 2005</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9463827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 Developer</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9901158</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer</td>
			<td>Essex Brownell</td>
			<td>#DC-184-1.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramethylethylenediamine</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#448931</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UAPON-40XW340 Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#N2709300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Flood Exposure</td>
			<td>Newport</td>
			<td>#69910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Carrier Tray, 110 x 11 mm</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>#19395-40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pattern generation for micropattern traction microscopy

Micropattern trekkraft mikroskopi gir kontroll over formen på enkeltceller og celleklynger. Videre tillater evnen til å mønstre på mikrometerlengdeskalaen bruk av disse mønstrede kontaktsonene for måling av trekkraftkrefter, da hver mikropatterned prikk tillater dannelse av en enkelt fokal vedheft som deretter deformerer den myke, underliggende hydrogelen. Denne tilnærmingen har blitt brukt til et bredt spekter av celletyper, inkludert endotelceller, glatte muskelceller, fibroblaster, blodplater og epitelceller. 
Denne gjennomgangen beskriver utviklingen av teknikker som tillater utskrift av ekstracellulære matriseproteiner på polyakrylamidhydrgeler i et vanlig utvalg av prikker av forhåndsspesifisert størrelse og avstand. Siden mikrometerskalamønstre er vanskelige å skrive ut direkte på myke substrater, genereres mønstre først på stive glassdeksler som deretter brukes til å overføre mønsteret til hydrogelen under gelering. For det første er den opprinnelige mikrokontaktutskriftsmetoden for å generere matriser med små prikker på dekslene beskrevet. Et annet trinn som fjerner det meste av mønsteret for å forlate øyer med små prikker, er nødvendig for å kontrollere formene til celler og celleklynger på slike matriser med mønstrede prikker. 
Deretter beskrives en utvikling av denne tilnærmingen som gjør det mulig for generering av øyer med prikker ved hjelp av et enkelt subtraktivt mønstertrinn. Denne tilnærmingen er sterkt forenklet for brukeren, men har ulempen med en redusert levetid for mesterformen som trengs for å lage mønstrene. Til slutt beskrives beregningsmetodene som er utviklet for analyse av bilder av fordrevne prikker og etterfølgende cellegenererte trekkraftfelt, og oppdaterte versjoner av disse analysepakkene er gitt.

PAA hydrogeler med Youngs modulus av E = 3,6 kPa og Poissons forhold på ν = 0,445 ble laget for bruk ved hjelp av denne subtraktive mikropatteringsmetoden. Hydrogelene ble laget for å være ~ 100 μm tykke, noe som gjør at de kan avbildes med bildeoppsettet som brukes her, samtidig som de forhindrer cellene i å føle den stive dekslen under gelen, noe som vil føre til problemer i studier fokusert på cellulær stivhet sensing23,33. Geler a...

Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy

Vi beskriver forbedringer av en standardmetode for måling av cellulære trekkraftkrefter, basert på mikrokontakttrykk med et enkelt subtraktivt mønstertrinn av punktmatriser av ekstracellulære matriseproteiner på myke hydrogeler. Denne metoden gir enklere og mer konsistent fabrikasjon av øymønstre, avgjørende for å kontrollere celleklyngeform.

Mønstergenerering for mikropattern trekkraftmikroskopi

Micropattern traction microscopy allows control of the shape of single cells and cell clusters. Furthermore, the ability to pattern at the micrometer ...

Denne protokollen muliggjør konsekvent opprettelse av high-fidelity protein mikromønstre av hvilken som helst form er ønsket, spesielt isolerte øyer av mønster for studie av celleklynger. Denne teknikken kan brukes til å lage isolerte øymikromønstre av hvilken som helst form og størrelse i bare ett trinn, mens tidligere å lage slike mønstre krevde to separate trinn. Begynn med å blande PDMS i riktig herdemiddel til basisforhold som beskrevet i produsentens instruksjoner.Inkuber ved romtemperatur og trykk i 15 minutter, og avfett deretter blandingen under vakuum i 15 minutter. Hell PDMS i mesterformen og overfør den til en inkubator satt til 37 grader Celsius for å kurere over natten. Fjern masterformen fra inkubatoren og la den avkjøles til romtemperatur.Mens mesterformen kjøler seg ned, sonikerer 25 millimeter deksler i etanol i 10 minutter. Bruk så mange coverlips som antall frimerker som utarbeides. Skyll dekslene grundig med DI-vann og tørk dem med en filtrert luftpistol.Behandle dekslene med plasma i ett minutt ved hjelp av plasmarenseren under et høyt vakuum. Slipp vakuumet langsomt etter behandling for å forhindre at dekslene beveger seg inne i kammeret. Belegge hver dekslelip med 100 mikrolitere av fluorescerende merket proteinoppløsning i et rom uten direkte sollys eller overheadbelysning.Dekk prøvene for ekstra beskyttelse mot lys og inkuber dem i 20 minutter ved romtemperatur. Skyll hvert deksler grundig med DI-vann. Fjern overflødig vann fra overflaten ved å banke forsiktig på sidene av hvert deksle på et papirhåndkle eller et lignende absorberende materiale.La dekslene tørke helt ved å la dem være avdekket i mørket i minst 30 minutter. Mens proteinbelagte deksler tørker, fjern PDMS-stempelet fra masterformen ved å kutte det med en skalpell eller et skarpt blad. Behandle PDMS-stemplene med plasma i to minutter under et høyt vakuum.Plasser frimerkene i en beholder med lokk under avtrekkshetten, og belegge deretter hvert stempel med et tynt lag på 10%3-APTMS fortynnet i 100% etanol. Dekk beholderen med frimerker og inkuber ved romtemperatur i fem minutter. Skyll hvert stempel grundig på begge sider med DI-vann.Legg frimerkene i en ren beholder og belegge dem med 2,5% glutaraldehyd tilberedt i DI-vann. Dekk frimerkene og inkuber dem ved romtemperatur i 30 minutter. Skyll frimerkene grundig med DI-vann.Fjern overflødig vann fra overflaten som tidligere beskrevet og la frimerkene tørke avdekket i 30 minutter. Hvis de proteinbelagte dekslene eller frimerkene ikke er helt tørre etter 30 minutter, bruk en filtrert luftpistol for å tørke dem helt. Skyv mønstersiden av frimerkene på dekslene med nok trykk til at de kan få full kontakt.La det stå uforstyrret i 15 minutter. Skrell deretter PDMS-stemplene forsiktig av dekslene. Bruk et fluorescerende mikroskop med riktig filter, kontroller gjengivelsen av de mønstrede dekslene.Bruk de mønstrede dekslene umiddelbart eller oppbevar dem borte fra direkte lys til videre bruk. Før du forbereder PAA hydrogelforløperen, må du fjerne akrylsyren NHS ester fra kjøleskapet for å nå romtemperatur før den åpnes. Forbered en utskiftbar coverlip-tallerken satt ved å sterilisere den med 70% etanol, og inkuber den deretter under UV-lys i et biosikkerhetsskap i minst 30 minutter før bruk.Under avtrekkshetten tilsettes 1,25 milliliter 40% akrylamid fremstilt i DI-vann til et 15 milliliter konisk rør. Til samme rør, tilsett 175 mikroliter bis-akrylamidoppløsning tilberedt i DI-vann. Tilsett deretter 500 mikroliter 10X PBS, etterfulgt av 2,915 milliliter DI-vann.Pipette 969 mikroliter av denne forløperen inn i et 1,5 milliliter mikrosentermikrosenterrør og lagre resten på fire grader Celsius i opptil to uker. Mål 50 til 100 milligram APS i et friskt mikrosenterrør og fortynn det til 100 milligram per milliliter i DI-vann. Åpne NHS-esteren i hetten og mål forsiktig opptil tre milligram NHS i et mikrosenterrør.Fortynn NHS-esteren til ett milligram per milliliter i 1X PBS. Under avtrekkshetten legger du til to mikroliter TEMED i mikrocentrifugerøret som inneholder 969 mikroliter aliquot av PAA forløper. Tilsett 15 mikroliter av en molar HCL for å redusere pH i hydrogeloppløsningen og unngå hydrolyse av NHS-esteren.Tilsett 10 mikroliter av NHS ester-løsningen på røret. Utfør følgende trinn i et biosikkerhetsskap. Plasser forsiktig 30 millimeter dekslene i den midterste delen av dekslene med 3-APTMS og glutaraldehydbehandlet side opp og skru plastringen på toppen.Sett opp den mønstrede dekslen med minimal lyseksponering for å forberede deg til neste trinn. Pipette fem mikroliter APS-oppløsning i PAA-forløperen aliquot-røret, og inverter og bland deretter. Rør straks 35 mikroliter av denne løsningen på 30 millimeter dekslerlip.Plasser den mønstrede dekslen på løsningen med proteinsiden ned. Pass på at du ikke lager luftbobler i hydrogelen. Beskytt hydrogelen mot lys og la den polymerisere i 90 minutter.Når hydrogelen har polymerisert, bruk et barberblad eller skalpell for å fjerne den øvre dekslen, sørg for at dekslene ikke faller tilbake eller skyver av gelen når den er fjernet for å unngå å ødelegge mønsteret på overflaten av gelen. For å passivisere gjenværende NHS-ester i hydrogelen, tilsett to milliliter steril PBS til gelen og inkuber ved 37 grader Celsius i 45 minutter. Forbered straks gelene for eksperimenter eller lagre dem over natten i steril PBS ved fire grader Celsius til videre bruk.Hydrogelene ble indirekte mønstret med fluorescerende fibronectin for å visualisere og måle cellulære trekkraftkrefter i klynger og skape øymønstre av forhåndsbestemt størrelse og form. Mønsterkvaliteten var direkte relatert til gjengivelsen av mesterformen som PDMS-stempelet ble støpt fra. Denne metoden kan fremstille isolerte, veldefinerte øymønstre av forhåndsbestemt form.Fibronectin adhesion prikker var bare til stede innenfor ønsket område av øya. Disse isolerte øyene med vedheft prikker ytterligere tillot bedre kontroll over klyngeform. Belegg PDMS-stempler med to små 3-APTMS er avgjørende fordi det vil begrense effektiviteten av fjerningsmetoden, mens for mye vil skape en oransje rest på stempeloverflaten.Mønstrene som er opprettet her kan brukes til å bestemme cellulære trekkraftkrefter i både individuelle celler og klynger, noe som gir innsikt i deres evne til å opprettholde mekanisk homeostase.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Low-Cost Cryo-Light Microscopy Stage Fabrication for Correlated Light/Electron Microscopy

The coupling of cryo-light microscopy (cryo-LM) and cryo-electron microscopy (cryo-EM) poses a number of advantages for understanding cellular 
dynamics ...

A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

En ny metode for lokalisering Reporter fluoriserende perler Nær Cell Culture Surface for trekkraft Mikros

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

Correlative Light- and Electron Microscopy Using Quantum Dot Nanoparticles

Samsvarende lys- og elektronmikroskopi Bruke Quantum Dot Nanopartikler

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

En High-throughput Cell microarray plattform for samsvarende analyse av celledifferensiering og Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Pattern-based Search of Epigenomic Data Using GeNemo

Mønsterbaserte søk Epigenomic Data ved hjelp av GeNemo

Compared with the robust text-based search tools for genomic or RNA sequencing data, current methodologies for pattern-based searches of epigenomic and ...

Correlative Light Electron Microscopy (CLEM) for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Correlative Light Electron Microscopy CLEM for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Correlative lys elektronmikroskop (CLEM) for sporing og Imaging Viral Protein forbundet strukturer i Cryo-immobilisert celler

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Visualisere vedheft formasjon i celler ved hjelp av avansert spinner disken totalt interne refleksjon fluorescens mikroskopi

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Initial 3D Cell Cluster Control in a Hybrid Gel Cube Device for Repeatable Pattern Formations

Første 3D celle klynge kontroll i en Hybrid Gel kube enhet for repeterbare mønster formasjoner

The importance of in vitro 3D cultures is considerably emphasized in cell/tissue culture. However, the lack of experimental repeatability is one of its ...

High Throughput Traction Force Microscopy Using PDMS Reveals Dose-Dependent Effects of Transforming Growth Factor-&#946; on the Epithelial-to-Mesenchymal Transition

Høy gjennomstrømming traction Force mikroskopi bruke PDMS avslører dose avhengige effekter av transformere vekstfaktor-β på epitel-til-mesenchymal overgang

Cellular contractility is essential in diverse aspects of biology, driving processes that range from motility and division, to tissue contraction and ...

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualisering av Germinosomes og interne membran i Bacillus subtilis Spores

The small size of spores and the relatively low abundance of germination proteins, cause difficulties in their microscopic analyses using epifluorescence ...