Name: pattern generation for micropattern traction microscopy
Uploaded: 2022-02-17T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Författarna vill tacka Dr. Paul Barbone från Boston University Department of Mechanical Engineering för hjälpsamma diskussioner och hjälp med dataanalys. Denna studie stöddes av NSF-anslaget CMMI-1910401.

1. Skapande av silikonmästare
OBS: Det mesta av processen med design, skapande och felsökning av kiselmästare för upprepad gjutning av PDMS-stämplar har täckts tidigare21, så endast viktiga skillnader i detta nya tillvägagångssätt kommer att beskrivas här.
<ol><li>Skapa designen för fotomasken med AutoCAD eller liknande designprogramvara. Täck ena sidan av fotomasken, en tunn glasbit, med ett tunt lager krom för att kontrollera UV-ljussp...

En förbättrad metod för indirekt mönstrande PAA-hydrogeler beskrivs i detta dokument. Den här metoden bygger på metoder som har använts tidigare, dvs. 20,35,36,37,38,39,40,41,42. Den primära förändringen är att ...

De flesta cellfenotyper utövar dragkrafter på sin miljö. Dessa dragkrafter genereras av en cells kontraktila cytoskelett, som är ett nätverk av aktin och myosin, och andra trådformiga biopolymerer och tvärbindningsproteiner 1,2,3,4. Krafter som genereras i cellen kan överföras till den extracellulära miljön eller intilliggande celler, främst via transmembranproteiner såsom integriner respektive kadheriner, 5,6. Hur en cell sprider sig eller kontraherar - och storleken på dragkrafterna i samband med dessa rörelser - är resultatet av en intim konversation med sin miljö, som till stor del beror på typen och mängden protein som finns i den extracellulära matrisen (ECM)7,8 och STYVHETEN HOS ECM. Faktum är att dragkraftmikroskopi har blivit ett ovärderligt verktyg för att förstå cellens lyhördhet för lokala stimuli som substratstyvhet, pålagda mekaniska spänningar och stammar eller kontakt med andra celler. Denna information är direkt relevant för förståelsen av sjukdomar som cancer och astma 9,10,11,12.
Ett system som kan användas för att mäta kraftinducerad deformation av ett substrat med kända materialegenskaper krävs för att beräkna dragkrafter. Dessa förändringar måste spåras över tid, vilket kräver både bildbehandling och bildbehandlingsteknik. En av de första metoderna som användes för att bestämma cellulära dragkrafter var observation och analys av sammandragningen av kollagenhydrogeler sådda med celler, även om denna metod endast var semikvantitativ13. En annan, mer förfinad metod var att mäta dragkrafterna som utövades av enskilda celler genom att bestämma krafterna som härrör från deformationen av ett tunt ark silikon14. Senare utvecklades mer kvantitativa mättekniker, och dessa metoder möjliggjorde också användning av mjuka hydrogeler såsom polyakrylamid (PAA)12,15,16. Vid användning av dessa mjuka material kunde dragkrafter bestämmas från den kraftinducerade förskjutningen av slumpmässigt förskjutna pärlor inbäddade i hydrogelen och gelens mekaniska egenskaper16,17. Ett annat framsteg kom med utvecklingen av mikropostmatriser gjorda av mjuk polydimetylsiloxan (PDMS) så att deras avböjning kunde mätas och omvandlas till kraft med hjälp av strålteorin18.
Slutligen utvecklades metoder för mikromönstering av mjuka hydrogeler eftersom dessa metoder möjliggör kontroll av kontaktytorna för cellvidhäftning. Genom att mäta deformationen av mikromönstret inom en cells kontaktyta kan dragkrafter enkelt beräknas eftersom en kraftfri referensbild inte krävs19. Denna metod har antagits i stor utsträckning eftersom den möjliggör indirekt mönstran av en regelbunden uppsättning mikronstora, diskreta fluorescerande proteinvidhäftningspunkter på PAA-geler för mätning av cellulära dragkrafter20. För att beräkna dessa krafter har en bildbehandlingsalgoritm, som kan spåra rörelserna för varje mikroförtunnad prick utan att kräva användarinmatning, utvecklats21.
Även om denna metod är enkel för att skapa hela rutnät av punktmönster, är det mer komplicerat när mönster av isolerade fläckar (eller öar) av prickar önskas. Mikromönsrade öar är användbara när kontroll av form, och till viss del av storlek, av kluster av celler behövs. För att skapa dessa öar kräver den ovannämnda metoden för mikrokontaktutskrift två distinkta steg: i) att använda en PDMS-stämpel för att skapa ett högkvalitativt mönster av prickar på en täckglas, och sedan ii) använda en andra annan PDMS-stämpel för att ta bort de flesta av dessa prickar och lämna isolerade öar av prickar21. Svårigheten att skapa öar med denna ursprungliga metod förvärras av det faktum att det är utmanande på egen hand att göra konsekventa rutmönster i processens första steg. Mikroutskriftsfrimärken består av en rad cirkulära mikrostolpar, vars diameter motsvarar önskad prickstorlek. Dessa frimärken beläggs sedan med ett jämnt lager protein och stämplas sedan med en exakt mängd tryck på behandlade täckglas för att skapa önskat mönster. Å ena sidan kan applicering av för mycket tryck på stämpeln resultera i ojämn proteinöverföring och dålig mönstertrohet på grund av pelarspännning eller sjunkande mellan pelare, vilket leder till kontakt med glaset. Å andra sidan resulterar applicering av för lite tryck i liten eller ingen proteinöverföring och dålig mönstertrohet. Av dessa skäl önskas en överföringsprocess som kan användas för att konsekvent skapa högkvalitativa mikromönster av isolerade öar av prickar i bara ett steg.
Här beskrivs en metod för indirekt mikromönstran av öar av mikronstora fluorescerande proteinvidhäftningspunkter på en PAA-gel som är mer konsekvent och mångsidig än tidigare utvecklade metoder. Medan äldre indirekta mikromönstranmetoder bygger på överföring av proteinmönster från en PDMS-stämpel till ett mellanliggande substrat, använder metoden som introduceras här PDMS-stämplar istället som ett kärl för proteinavlägsnande, inte tillsats. Detta görs genom att först fundamentalt ändra strukturen hos de PDMS-stämplar som används. I stället för att göra frimärken som består av ett mönster av jämnt fördelade cirkulära pelare, består frimärken av ett mönster av jämnt fördelade cirkulära hål i denna metod.
Med denna nya struktur kan ytan på dessa PDMS-stämplar sedan behandlas med glutaraldehyd som beskrivits tidigare 20,29,30, vilket gör att stämpeln kan binda kovalent med protein. När de används på en glasöverdragslip jämnt belagd med fluorescerande protein används dessa glutaraldehydbehandlade PDMS-stämplar för att avlägsna det mesta av proteinet på ytan av täckglaset, vilket endast lämnar det önskade mönstret av prickar förutbestämda av placeringen av mikronstora hål på stämpeln. Denna förändring ökar framgångsgraden för att generera mönster som består av ett nästan kontinuerligt rutnät av prickar och för att skapa isolerade öar av prickar genom bara ett steg.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>(3-aminopropyl)trimethoxysilane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#281778</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL Microcentrifuge tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL conical tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#05-539-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 x 4 in 0.060 Quartz LR Chrome Photomask</td>
			<td>Advance Reproductions Corporation</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom-designed mask</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 Well Plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#07-200-83</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#A18P-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylamide Solution, 40%</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#A4058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlexaFluor 488</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#A20000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aminonium Persulfate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP179-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bisacrylamide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#PR-V3141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Greenfield Global</td>
			<td>#111000200C1GL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 25 mm round</td>
			<td>Fisher Scientifc</td>
			<td>#12-545-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Coverslips, 30 mm round</td>
			<td>Warner</td>
			<td>#64-1499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamamatsu ORCA-R2 Camera</td>
			<td>Hamamatsu</td>
			<td>#C10600-10B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Plasma</td>
			<td>Valley Biomedical</td>
			<td>#HP1051P</td>
			<td>Used to isolate fibronectin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric Acid, 1.0 N</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>#1.09057</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>Wayne Rasband</td>
			<td>#1.53n</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Interchangeable Coverslip Dish Set</td>
			<td>Bioptechs</td>
			<td>#190310-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kim Wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#06-666-11C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mask Alinger</td>
			<td>Karl Suss</td>
			<td>#MA6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matlab 2021</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td>#R2021a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MetaMorph Basic</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td>#v7.7.1.0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-hydroxysuccinimide ester</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#130672-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NucBlue Live Cell Stain</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>#R37605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus IX2-ZDC Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PD-10 Desalting Columns</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>#52-1308-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Photoresist Spinner Hood</td>
			<td>Headway Research</td>
			<td>#PWM32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Cleaner</td>
			<td>Harrick</td>
			<td>#PDC-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Etcher</td>
			<td>TePla</td>
			<td>#M4L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prior Lumen 200Pro Light Source</td>
			<td>Prior Scientific</td>
			<td>#L200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon Wafers, 100 mm</td>
			<td>University Wafer</td>
			<td>#809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 2005</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9463827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU-8 Developer</td>
			<td>Kayaku Advanced Materials Inc.</td>
			<td>#NC9901158</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184 Silicone Elastomer</td>
			<td>Essex Brownell</td>
			<td>#DC-184-1.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetramethylethylenediamine</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#BP150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>#448931</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UAPON-40XW340 Objective</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>#N2709300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Flood Exposure</td>
			<td>Newport</td>
			<td>#69910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer Carrier Tray, 110 x 11 mm</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>#19395-40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

pattern generation for micropattern traction microscopy

Mikromönsterdragmikroskopi möjliggör kontroll av formen på enskilda celler och cellkluster. Dessutom möjliggör förmågan att mönstra vid mikrometerlängdskalan användningen av dessa mönstrade kontaktzoner för mätning av dragkrafter, eftersom varje mikromönstrad prick möjliggör bildandet av en enda fokal vidhäftning som sedan deformerar den mjuka, underliggande hydrogelen. Detta tillvägagångssätt har använts för ett brett spektrum av celltyper, inklusive endotelceller, glattmuskelceller, fibroblaster, blodplättar och epitelceller. 
Denna översyn beskriver utvecklingen av tekniker som möjliggör utskrift av extracellulära matrisproteiner på polyakrylamidhydrogeler i en regelbunden uppsättning prickar av förspecificerad storlek och avstånd. Eftersom mikrometerskalemönster är svåra att direkt skriva ut på mjuka underlag genereras mönster först på styva glasöverdrag som sedan används för att överföra mönstret till hydrogelen under gelering. Först beskrivs den ursprungliga mikrokontaktutskriftsmetoden för att generera matriser med små prickar på omslaget. Ett andra steg som tar bort det mesta av mönstret för att lämna öar av små prickar krävs för att kontrollera formerna på celler och cellkluster på sådana arrays av mönstrade prickar. 
Därefter beskrivs en utveckling av detta tillvägagångssätt som möjliggör generering av öar av prickar med hjälp av ett enda subtraktivt mönstersteg. Detta tillvägagångssätt är mycket förenklat för användaren men har nackdelen med en minskad livslängd för huvudformen som behövs för att göra mönstren. Slutligen beskrivs de beräkningsmetoder som har utvecklats för analys av bilder av förskjutna prickar och efterföljande cellgenererade dragfält, och uppdaterade versioner av dessa analyspaket tillhandahålls.

PAA-hydrogeler med Youngs modul E = 3,6 kPa och Poissons förhållande ν = 0,445 gjordes för användning med denna subtraktiva mikromönstermetod. Hydrogelerna gjordes för att vara ~ 100 μm tjocka, vilket gör att de kan avbildas med den bildinställning som används här samtidigt som cellerna förhindras från att känna av den styva täckglaset under gelén, vilket skulle orsaka problem i studier fokuserade på cellulär styvhet som avkännar23,33<sup class="xre...

Watch this Scientific Journal Video about Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy at JoVE.com

Pattern Generation for Micropattern Traction Microscopy

Vi beskriver förbättringar av en standardmetod för mätning av cellulära dragkrafter, baserad på mikrokontakttryck med ett enda subtraktivt mönstersteg av prickmatriser av extracellulära matrisproteiner på mjuka hydrogeler. Denna metod möjliggör enklare och mer konsekvent tillverkning av ömönster, vilket är viktigt för att kontrollera cellklusterformen.

Mönstergenerering för mikromönsterdragelektronkopi

Micropattern traction microscopy allows control of the shape of single cells and cell clusters. Furthermore, the ability to pattern at the micrometer ...

Detta protokoll möjliggör konsekvent skapande av högkvalitativa proteinmikromönster av vilken form som helst, särskilt isolerade öar av mönster för studier av cellkluster. Denna teknik kan användas för att göra isolerade ömikromönster av vilken form och storlek som helst i endast ett steg, medan tidigare att göra sådana mönster krävde två separata steg. Börja med att blanda PDMS i rätt härdningsmedel till basförhållande enligt beskrivningen i tillverkarens instruktioner.Inkubera vid rumstemperatur och tryck i 15 minuter, avgas sedan blandningen under vakuum i 15 minuter. Häll PDMS i huvudformen och överför den till en inkubator inställd på 37 grader Celsius för att bota över natten. Ta bort huvudformen från inkubatorn och låt den svalna till rumstemperatur.Medan huvudformen svalnar, sonicate 25 millimeter täckglas i etanol i 10 minuter. Använd så många omslagsglas som antalet frimärken som förbereds. Skölj täckglasen noggrant med DI-vatten och torka dem med en filtrerad luftpistol.Behandla täckglasen med plasma i en minut med plasmarengöraren under högt vakuum. Släpp långsamt vakuumet efter behandling för att förhindra att täckglasen rör sig inuti kammaren. Täck varje täckglas med 100 mikroliter av den fluorescerande märkta proteinlösningen i ett rum utan direkt solljus eller takbelysning.Täck proverna för extra skydd mot ljus och inkubera dem i 20 minuter vid rumstemperatur. Skölj noggrant varje täckglas med DI-vatten. Ta bort överflödigt vatten från ytan genom att försiktigt knacka på sidorna på varje täckglas på en pappershandduk eller ett liknande absorberande material.Låt täckglasen torka helt genom att låta dem vara avtäckta i mörkret i minst 30 minuter. Medan de proteinbelagda täcken är torra, ta bort PDMS-stämpeln från huvudformen genom att skära den med en skalpell eller något vasst blad. Behandla PDMS-stämplarna med plasma i två minuter under högt vakuum.Placera stämplarna i en behållare med lock under draghuven och täck sedan varje stämpel med ett tunt lager av 10%3-APTMS utspätt i 100%etanol. Täck behållaren med stämplarna och inkubera vid rumstemperatur i fem minuter. Skölj noggrant varje stämpel på båda sidor med DI-vatten.Placera stämplarna i en ren behållare och belägg dem med 2,5% glutaraldehyd beredd i DI-vatten. Täck frimärkena och inkubera dem vid rumstemperatur i 30 minuter. Skölj frimärkena noggrant med DI-vatten.Ta bort överflödigt vatten från ytan som tidigare beskrivits och låt stämplarna torka utan lock i 30 minuter. Om de proteinbelagda täckglasen eller frimärkena inte är helt torra efter 30 minuter, använd en filtrerad luftpistol för att torka dem helt. Tryck mönstersidan av stämplarna på täckglasen med tillräckligt tryck för att de ska få fullständig kontakt.Låt det ostört i 15 minuter. Skala sedan försiktigt PDMS-stämplarna från täckglasen. Använd ett fluorescerande mikroskop med lämpligt filter, kontrollera troheten hos de mönstrade täckglasen.Använd de mönstrade täckglasen omedelbart eller förvara dem borta från direkt ljus tills vidare. Innan du förbereder PAA-hydrogelprekursorn, ta bort akrylsyran NHS-ester från kylskåpet för att nå rumstemperatur innan den öppnas. Förbered en utbytbar täckglasskål genom att sterilisera den med 70% etanol och inkubera den sedan under UV-ljus i ett biosäkerhetsskåp i minst 30 minuter före användning.Under draghuven tillsätt 1,25 ml 40% akrylamid framställd i DI-vatten till ett 15 ml koniskt rör. Tillsätt 175 mikroliter bis-akrylamidlösning framställd i DI-vatten till samma rör. Tillsätt sedan 500 mikroliter 10X PBS, följt av 2.915 ml DI-vatten.Pipettera 969 mikroliter av denna föregångare i ett 1,5 ml mikrocentrifugrör och förvara resten vid fyra grader Celsius i upp till två veckor. Mät 50 till 100 milligram APS i ett nytt mikrocentrifugrör och späd det till 100 milligram per milliliter i DI-vatten. Öppna NHS-estern i huven och mät försiktigt upp till tre milligram NHS i ett mikrocentrifugrör.Späd NHS-estern till ett milligram per milliliter i 1X PBS. Under draghuven tillsätt du två mikroliter TEMED till mikrocentrifugröret som innehåller 969 mikroliter alikvot av PAA-prekursorn. Tillsätt 15 mikroliter av en molär HCL för att minska hydrogellösningens pH och undvika hydrolys av NHS-estern.Tillsätt 10 mikroliter av NHS-esterlösningen till röret. Utför följande steg i ett biosäkerhetsskåp. Placera försiktigt den 30 millimeter stora täckglaset i den mellersta delen av täckglasskålen med 3-APTMS- och glutaraldehydbehandlad sida uppåt och skruva fast plastringen ovanpå.Ställ in den mönstrade täckglaset med minimal ljusexponering för att förbereda dig för nästa steg. Pipettera fem mikroliter APS-lösning i PAA-prekursorns alikvotrör, sedan invertera och blanda. Pipettera omedelbart 35 mikroliter av denna lösning på 30 millimeter täckglaset.Placera den mönstrade täckglaset på lösningen med proteinsidan nedåt. Var försiktig så att du inte skapar luftbubblor i hydrogelen. Skydda hydrogelen från ljus och låt den polymerisera i 90 minuter.När hydrogelen har polymeriserats, använd ett rakblad eller skalpell för att ta bort den övre täckglaset, se till att täckglaset inte faller tillbaka eller glider av gelén när den har tagits bort för att undvika att förstöra mönstret på gelens yta. För att passivera eventuell kvarvarande NHS-ester i hydrogelen, tillsätt två milliliter steril PBS till gelén och inkubera vid 37 grader Celsius i 45 minuter. Förbered omedelbart gelerna för experiment eller förvara dem över natten i steril PBS vid fyra grader Celsius tills vidare användning.Hydrogelerna mönstrades indirekt med fluorescerande fibronektin för att visualisera och mäta cellulära dragkrafter inom kluster och skapa ömönster av förutbestämd storlek och form. Mönsterkvaliteten var direkt relaterad till troheten hos huvudformen från vilken PDMS-stämpeln gjutits. Denna metod kan tillverka isolerade, väldefinierade ömönster av förutbestämd form.Fibronektinvidhäftnings prickarna var endast närvarande inom det önskade området på ön. Dessa isolerade öar av vidhäftnings prickar möjliggjorde ytterligare bättre kontroll över klusterformen. Att belägga PDMS-stämplar med två små 3-APTMS är kritiskt eftersom det kommer att begränsa effektiviteten hos borttagningsmetoden, medan för mycket kommer att skapa en orange rest på stämpelytan.De mönster som skapas här kan användas för att bestämma cellulära dragkrafter i både enskilda celler och kluster, vilket ger insikt i deras förmåga att upprätthålla mekanisk homeostas.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Low-Cost Cryo-Light Microscopy Stage Fabrication for Correlated Light/Electron Microscopy

Låg kostnad Cryo-ljusmikroskopi Stage Fabrication för korrelerade ljus / elektronmikroskopi

The coupling of cryo-light microscopy (cryo-LM) and cryo-electron microscopy (cryo-EM) poses a number of advantages for understanding cellular 
dynamics ...

A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

En ny metod för att lokalisera Reporter Fluorescent Pärlor Nära Cell Culture Yta för Traction Force Microscopy

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

Correlative Light- and Electron Microscopy Using Quantum Dot Nanoparticles

Korrelat Ljus- och elektronmikroskopi Använda Quantum Dot Nanopartiklar

A method is described whereby quantum dot (QD) nanoparticles can be used for correlative immunocytochemical studies of human pathology tissue using ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

En hög kapacitet Cell microarray plattform för Korrelat analys av celldifferentiering och dragkrafter

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Pattern-based Search of Epigenomic Data Using GeNemo

Mönster-baserade Sök epigenetisk data med GeNemo

Compared with the robust text-based search tools for genomic or RNA sequencing data, current methodologies for pattern-based searches of epigenomic and ...

Correlative Light Electron Microscopy (CLEM) for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Correlative Light Electron Microscopy CLEM for Tracking and Imaging Viral Protein Associated Structures in Cryo-immobilized Cells

Korrelat ljus elektronmikroskopi (CLEM) för att spåra och Imaging virala Protein associerade strukturer i Cryo-orörlig celler

Due to its high resolution, electron microscopy (EM) is an indispensable tool for virologists. However, one of the main difficulties when analyzing ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Visualisera vidhäftning bildandet i celler med hjälp av avancerade Spinning Disk-totalt inre reflektion fluorescensmikroskopi

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Initial 3D Cell Cluster Control in a Hybrid Gel Cube Device for Repeatable Pattern Formations

Klusterkontroll har inledande 3D Cell i en Hybrid Gel kub enhet för repeterbara mönster formationer

The importance of in vitro 3D cultures is considerably emphasized in cell/tissue culture. However, the lack of experimental repeatability is one of its ...

High Throughput Traction Force Microscopy Using PDMS Reveals Dose-Dependent Effects of Transforming Growth Factor-&#946; on the Epithelial-to-Mesenchymal Transition

Hög genomströmning dragkraft mikroskopi med PDMS avslöjar dosberoende effekter omvandla tillväxtfaktor-β på epitelial-till-mesenkymala övergång

Cellular contractility is essential in diverse aspects of biology, driving processes that range from motility and division, to tissue contraction and ...

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualization of Germinosomes and the Inner Membrane in Bacillus subtilis Spores

Visualisering av Germinosomes och det inre membranet i Bacillus subtilis sporer

The small size of spores and the relatively low abundance of germination proteins, cause difficulties in their microscopic analyses using epifluorescence ...