Name: construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously
Uploaded: 2022-03-14T15:00:00
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Ce travail a été soutenu par le National Institute of Health (RO1 NS120945, R37NS119012 à JK) et l’UVA Brain Institute.

Le présent travail est approuvé par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université de Virginie. Des souris C57Bl/6 des deux sexes (7-12 semaines) ont été utilisées pour les expériences. Les animaux ont été maintenus sur un cycle de lumière de 12 h / 12 h d’obscurité et avaient un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.
1. Construction de microélectrodes
<ol><li>Pour construire les microélectrodes, utilisez un fil de nic...

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).</li><li>Hubel, D. H., Wiesel, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptive+fields+of+single+neurones+in+the+cat's+striate+cortex.">Receptive fields of single neurones in the cat's striate cortex.</a> The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).</li><li>O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+units+in+the+hippocampus+of+the+freely+moving+rat.">Place units in the hippocampus of the freely moving rat.</a> Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).</li><li>Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+representation+in+the+entorhinal+cortex.">Spatial representation in the entorhinal cortex.</a> Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).</li><li>Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+intracellular+analysis+of+granule+cell+axon+reorganization+in+epileptic+rats.">In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats.</a> Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).</li><li>Driscoll, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+in+vivo+recording+using+transparent+graphene+microelectrodes+illuminates+spatiotemporal+seizure+dynamics+at+the+microscale.">Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale.</a> Communications Biology. 4, 1-14 (2021).</li><li>Roy, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+retrieval+by+activating+engram+cells+in+mouse+models+of+early+Alzheimer's+disease.">Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer's disease.</a> Nature. 531, 508-512 (2016).</li><li>Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+entorhinal-hippocampal+ensemble+activity+during+associative+learning.">Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning.</a> Nature. 510, 143-147 (2014).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+the+basal+ganglia+and+indirect+pathway+neurons+during+frontal+lobe+seizures.">Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures.</a> Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).</li><li>Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connectivity+and+neuronal+synchrony+during+seizures.">Connectivity and neuronal synchrony during seizures.</a> The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li></ol>

Historiquement, les réseaux de microélectrodes ont été largement utilisés pour enregistrer l’activité neuronale d’une région spécifique du cerveau d’intérêt 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Cependant, notre conception f...

Les potentiels de champ local (LFP) sont les potentiels électriques enregistrés à partir de l’espace extracellulaire dans le cerveau. Ils sont générés par des déséquilibres de concentration d’ions en dehors des neurones et représentent l’activité d’une petite population localisée de neurones, permettant de surveiller avec précision l’activité d’une région spécifique du cerveau par rapport aux enregistrements EEG à l’échelle macro1. À titre d’estimation, les microélectrodes LFP séparées par 1 mm correspondent à deux populations de neurones complètement différentes. Alors que le signal EEG est filtré par le tissu cérébral, le liquide céphalo-rachidien, le crâne, les muscles et la peau, le signal LFP est un marqueur fiable de l’activité neuronale locale1.
Les chercheurs ont souvent besoin d’enregistrer simultanément des LFP à partir de plusieurs structures cérébrales, mais les réseaux de microélectrodes disponibles dans le commerce n’offrent souvent pas une telle flexibilité. Ici, le présent protocole décrit des microélectrodes entièrement personnalisables et faciles à construire pour enregistrer simultanément des LFP de n’importe quelle région cérébrale souhaitée à différentes profondeurs. Bien que les LFP aient été largement utilisés pour enregistrer l’activité neuronale d’une région spécifique du cerveau 2,3,4,5,6,7,8,9, la conception actuelle facilement personnalisable permet d’enregistrer des LFP à partir de plusieurs régions cérébrales superficielles ou profondes 11,12 . Le protocole peut également être modifié pour construire n’importe quel réseau de microélectrodes souhaité en déterminant les coordonnées stéréotaxiques des régions du cerveau et en assemblant le réseau en conséquence. Ces microélectrodes avec un taux d’échantillonnage de 10 kHz et une résistance de 60-70 kΩ (longueur de 2 cm) nous permettent d’enregistrer des LFP avec une précision de l’ordre de la milliseconde. Les données peuvent ensuite être amplifiées par un amplificateur à 16 canaux, filtrées (passe-bas 1 Hz, passe-haut 5 kHz) et numérisées.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Amplifier 16-Channel</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 3600</td>
			<td>Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplasty cement</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade - Clear</td>
			<td>Cement to hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat Microtome</td>
			<td>Precisionary</td>
			<td>CF-6100</td>
			<td>To slice brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamel-coatednickel-chromium wire</td>
			<td>Johnson Matthey Inc.</td>
			<td>50 &#181;m</td>
			<td>Microelectrode wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>300 Series</td>
			<td>To drill holes in mouse skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy</td>
			<td>CEC Corp</td>
			<td>C-POXY 5</td>
			<td>Fast setting adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold the headset</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-10</td>
			<td>To see alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ohmmeter</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To measurre resistance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins (Headers and matching Sockets)</td>
			<td>Mill-Max</td>
			<td>Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets</td>
			<td>To attach microelectrodes to</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymicro Tubing Kit</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>ID 100 &#177; 04 &#181;m, OD 164 &#177; 06 &#181;m, coating thickness 12 &#181;m</td>
			<td>Glass tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Stimulator</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 2100</td>
			<td>To mark the microelectrode location at the end of the recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To cut microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superglue</td>
			<td>Gorilla</td>
			<td></td>
			<td>Adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thick wire 0.008 in. &#8211; 0.011 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791900</td>
			<td>Tick wire to hold the microelectrode array</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin wire 0.005 in. - 0.008 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>Thin wire for reference and ground</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously

Les chercheurs ont souvent besoin d’enregistrer simultanément les potentiels de champ local (LFP) de plusieurs structures cérébrales. L’enregistrement à partir de plusieurs régions cérébrales souhaitées nécessite différentes conceptions de microélectrodes, mais les réseaux de microélectrodes disponibles dans le commerce n’offrent souvent pas une telle flexibilité. Ici, le présent protocole décrit la conception simple de réseaux de microélectrodes sur mesure pour enregistrer des LFP de plusieurs structures cérébrales simultanément à différentes profondeurs. Ce travail décrit la construction des microélectrodes bilatérales corticales, striatales, thalamiques ventrolatérales et nigrales à titre d’exemple. Le principe de conception décrit offre de la flexibilité, et les microélectrodes peuvent être modifiées et personnalisées pour enregistrer les LFP de n’importe quelle structure en calculant les coordonnées stéréotaxiques et en modifiant rapidement la construction en conséquence pour cibler différentes régions du cerveau chez des souris en mouvement libre ou anesthésiées. L’assemblage de microélectrodes nécessite des outils et des fournitures standard. Ces réseaux de microélectrodes personnalisés permettent aux chercheurs de concevoir facilement des réseaux de microélectrodes dans n’importe quelle configuration pour suivre l’activité neuronale, fournissant des enregistrements LFP avec une résolution de l’ordre de la milliseconde.

Dans ce travail, les microélectrodes LFP ont été utilisées pour cartographier la propagation de la crise à travers les noyaux gris centraux11. Des enregistrements LFP simultanés ont été effectués à partir du cortex prémoteur droit (où se trouvait le foyer de la crise) et du VL gauche, du striatum et du SNR (Figure 4). Le début de la crise a été identifié comme une déviation de la trace de tension au moins deux fois supérieure à la ligne de base (<st...

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Construction of Local Field Potential Microelectrodes for in vivo Recordings from Multiple Brain Structures Simultaneously

Le présent protocole décrit la construction de réseaux de microélectrodes sur mesure pour enregistrer les potentiels de champ local in vivo à partir de plusieurs structures cérébrales simultanément.

Construction de microélectrodes de potentiel de champ local pour des enregistrements in vivo à partir de plusieurs structures cérébrales simultanément

Researchers often need to record local field potentials (LFPs) simultaneously from several brain structures. Recording from multiple desired brain regions ...

Les chercheurs ont souvent besoin d’enregistrer les potentiels de champs locaux de plusieurs structures en même temps. Notre conception facile en microélectrodes nous permet d’enregistrer simultanément des LFP à partir de plusieurs structures cérébrales à différentes profondeurs. Les microélectrodes disponibles dans le commerce manquent souvent de flexibilité et ne permettent pas d’enregistrer à partir de plusieurs structures cérébrales.Notre conception en microélectrode permet de modifier facilement la construction pour s’adapter à n’importe quelle structure souhaitée. Commencez par prendre un fil de nickel-chrome recouvert de dianal de 50 micromètres de diamètre. Collez une extrémité du fil à l’arrière de la plate-forme et enroulez le fil trois fois autour du bouton le plus proche de la plate-forme.Étirez le fil autour du deuxième bouton le plus éloigné pour faire deux boucles entre les boutons. Enroulez le fil trois fois de plus autour du premier bouton pour fixer le fil en place et collez l’extrémité à l’arrière de la plate-forme. Placez les barres de tension sous les fils avec le ruban adhésif enroulé autour d’eux.À l’aide d’un microscope et de pinces fines, faites soit un espace de trois millimètres entre les fils pour fabriquer des microélectrodes corticales, ventrales-latérales et thalamiques, soit un espace de 4,5 millimètres pour fabriquer des microélectrodes striatales-nidrales. Si le grossissement est utilisé sur le microscope, assurez-vous de calculer et d’ajuster la différence de grossissement et la distance réelle entre les fils. Coupez quatre petits morceaux de plastique de 0,5 millimètre d’épaisseur d’environ six millimètres de largeur et trois millimètres de hauteur.Appliquez de la colle sur le plastique. Placez les morceaux de plastique à environ un centimètre du milieu du fil, qui est à un centimètre de la barre de tension. Enlevez l’excès de colle avec un coton-tige.Une fois la colle sèche, coupez le fil à l’aide de ciseaux fins. Coupez quatre tubes de verre de sept millimètres à l’aide d’un kit disponible dans le commerce et insérez le fil d’électrode dans les tubes en verre. Placez la colle à la base des tubes de verre pour les connecter au plastique.Attendez que la colle sèche, puis coupez les tubes et les fils de verre à l’aide d’un scalpel. Utilisez de la super colle pour fixer les plastiques dans l’ordre souhaité des régions cibles. Appliquez de la résine époxy autour du plastique pour lier les électrodes ensemble.Prenez un fil épais et faites une boucle à une extrémité, trempez la boucle dans la solution époxy et placez-la sur le plastique, en vous assurant que le fil épais est à plat afin que ce fil puisse être utilisé comme poignée. Coupez le fil à deux centimètres. Regroupez les fils et grattez un millimètre des extrémités isolées avec un scalpel.Pliez les électrodes corticales et séparez les fils. À l’aide de pinces fines, faites une boucle à l’extrémité de chaque fil. Tenez un casque à 10 broches avec un hémostat et utilisez l’extrémité en bois d’un coton-tige pour appliquer un minimum de flux sur les broches.À l’aide de l’extrémité en bois du coton-tige, appliquez un flux sur les boucles de fil. Soudez les boucles de fil au casque à 10 broches. Séchez le casque pour éviter les courts-circuits entre les broches.Prenez un fil mince d’environ 0,05 à 0,008 pouce pour référence et des fils de terre et retirez le plastique d’une extrémité. Faites une boucle à l’autre extrémité du fil. Souder le côté dénudé des fils de référence et de terre à leurs broches respectives.En tenant le fil épais, appliquez du ciment de cranioplastie autour des microélectrodes, en particulier là où les fils se connectent aux broches. Évitez de toucher les extrémités de l’électrode avec le ciment. Une fois le ciment séché, placez de la résine époxy à la base des tubes de verre, des fils de microélectrode striatale et autour de toute l’électrode.Évitez de toucher les extrémités de l’électrode avec de la résine époxy. Des enregistrements de potentiel de champ local ont été effectués à partir du cortex prémoteur droit, du VL gauche, du striatum et du SNR. Le début de la crise a été identifié comme une déviation de la trace de tension au moins deux fois la ligne de base.Le diagramme du spectre de puissance montre la distribution de fréquence pour les enregistrements de potentiel local enregistrés. Les latences d’apparition des crises ont pu être comparées entre chaque structure avec une précision de l’ordre de la milliseconde. Une impulsion de courant a été appliquée à la fin des enregistrements pour marquer et confirmer l’emplacement des extrémités des électrodes formant la lésion.Si les microélectrodes sont construites pour différentes structures cérébrales, n’oubliez pas de modifier les espaces entre les fils en fonction des coordonnées stéréotaxiques de la structure souhaitée. Placez les électrodes de structure profonde dans les tubes de verre et ajustez les longueurs des microélectrodes. Ensuite, fixez les plastiques dans l’ordre requis.

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