Name: construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously
Uploaded: 2022-03-14T15:00:00
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Diese Arbeit wurde vom National Institute of Health (RO1 NS120945, R37NS119012 bis JK) und dem UVA Brain Institute unterstützt.

Die vorliegende Arbeit wurde vom Animal Care and Use Committee der University of Virginia genehmigt. Für die Experimente wurden C57Bl/6-Mäuse beiderlei Geschlechts (7-12 Wochen) verwendet. Die Tiere wurden in einem 12 h Hell/12 h Dunkelzyklus gehalten und hatten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser.
1. Aufbau von Mikroelektroden
<ol><li>Um die Mikroelektroden zu konstruieren, verwenden Sie 50 μm (Durchmesser) diamellbeschichteten Nickel-Chrom-Draht (siehe <str...

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).</li><li>Hubel, D. H., Wiesel, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptive+fields+of+single+neurones+in+the+cat's+striate+cortex.">Receptive fields of single neurones in the cat's striate cortex.</a> The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).</li><li>O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+units+in+the+hippocampus+of+the+freely+moving+rat.">Place units in the hippocampus of the freely moving rat.</a> Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).</li><li>Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+representation+in+the+entorhinal+cortex.">Spatial representation in the entorhinal cortex.</a> Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).</li><li>Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+intracellular+analysis+of+granule+cell+axon+reorganization+in+epileptic+rats.">In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats.</a> Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).</li><li>Driscoll, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+in+vivo+recording+using+transparent+graphene+microelectrodes+illuminates+spatiotemporal+seizure+dynamics+at+the+microscale.">Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale.</a> Communications Biology. 4, 1-14 (2021).</li><li>Roy, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+retrieval+by+activating+engram+cells+in+mouse+models+of+early+Alzheimer's+disease.">Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer's disease.</a> Nature. 531, 508-512 (2016).</li><li>Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+entorhinal-hippocampal+ensemble+activity+during+associative+learning.">Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning.</a> Nature. 510, 143-147 (2014).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+the+basal+ganglia+and+indirect+pathway+neurons+during+frontal+lobe+seizures.">Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures.</a> Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).</li><li>Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connectivity+and+neuronal+synchrony+during+seizures.">Connectivity and neuronal synchrony during seizures.</a> The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li></ol>

In der Vergangenheit wurden Mikroelektroden-Arrays häufig verwendet, um neuronale Aktivität aus einer bestimmten Gehirnregion von Interesseaufzuzeichnen 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Unser einfaches Mikroelektrodendesign ermöglic...

Lokale Feldpotentiale (LFPs) sind die elektrischen Potentiale, die aus dem extrazellulären Raum im Gehirn aufgezeichnet werden. Sie werden durch Ionenkonzentrationsungleichgewichte außerhalb von Neuronen erzeugt und repräsentieren die Aktivität einer kleinen, lokalisierten Population von Neuronen, so dass die Aktivität einer bestimmten Gehirnregion im Vergleich zu den makroskaligen EEG-Aufzeichnungen 1 genau überwachtwerden kann. Als Schätzung entsprechen die LFP-Mikroelektroden, die durch 1 mm getrennt sind, zwei völlig unterschiedlichen Populationen von Neuronen. Während das EEG-Signal von Hirngewebe, Zerebrospinalflüssigkeit, Schädel, Muskeln und Haut gefiltert wird, ist das LFP-Signal ein zuverlässiger Marker für die lokale neuronale Aktivität1.
Forscher müssen oft gleichzeitig LFPs aus mehreren Gehirnstrukturen aufzeichnen, aber kommerziell erhältliche Mikroelektroden-Arrays bieten oft keine solche Flexibilität. Hier beschreibt das vorliegende Protokoll vollständig anpassbare, einfach zu konstruierende Mikroelektroden, um LFPs aus jeder gewünschten Hirnregion in verschiedenen Tiefen gleichzeitig aufzuzeichnen. Obwohl LFPs ausgiebig verwendet wurden, um die neuronale Aktivität einer bestimmten Gehirnregionaufzuzeichnen 2,3,4,5,6,7,8,9, ermöglicht das derzeit leicht anpassbare Design die Aufzeichnung von LFPs aus mehreren oberflächlichen oder tiefen Hirnregionen 11,12 . Das Protokoll kann auch modifiziert werden, um ein beliebiges Mikroelektrodenarray zu konstruieren, indem stereotaktische Koordinaten der Gehirnregionen bestimmt und das Array entsprechend zusammengesetzt wird. Diese Mikroelektroden mit einer Abtastrate von 10 kHz und einem Widerstand von 60-70 kΩ (2 cm Länge) ermöglichen es uns, LFPs mit einer Genauigkeit von Millisekunden aufzunehmen. Die Daten können dann durch einen 16-Kanal-Verstärker verstärkt, gefiltert (Tiefpass 1 Hz, Hochpass 5 kHz) und digitalisiert werden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Amplifier 16-Channel</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 3600</td>
			<td>Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplasty cement</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade - Clear</td>
			<td>Cement to hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat Microtome</td>
			<td>Precisionary</td>
			<td>CF-6100</td>
			<td>To slice brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamel-coatednickel-chromium wire</td>
			<td>Johnson Matthey Inc.</td>
			<td>50 &#181;m</td>
			<td>Microelectrode wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>300 Series</td>
			<td>To drill holes in mouse skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy</td>
			<td>CEC Corp</td>
			<td>C-POXY 5</td>
			<td>Fast setting adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold the headset</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-10</td>
			<td>To see alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ohmmeter</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To measurre resistance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins (Headers and matching Sockets)</td>
			<td>Mill-Max</td>
			<td>Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets</td>
			<td>To attach microelectrodes to</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymicro Tubing Kit</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>ID 100 &#177; 04 &#181;m, OD 164 &#177; 06 &#181;m, coating thickness 12 &#181;m</td>
			<td>Glass tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Stimulator</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 2100</td>
			<td>To mark the microelectrode location at the end of the recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To cut microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superglue</td>
			<td>Gorilla</td>
			<td></td>
			<td>Adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thick wire 0.008 in. &#8211; 0.011 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791900</td>
			<td>Tick wire to hold the microelectrode array</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin wire 0.005 in. - 0.008 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>Thin wire for reference and ground</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously

Forscher müssen oft lokale Feldpotentiale (LFPs) gleichzeitig von mehreren Gehirnstrukturen erfassen. Die Aufzeichnung aus mehreren gewünschten Hirnregionen erfordert unterschiedliche Mikroelektrodendesigns, aber kommerziell erhältliche Mikroelektrodenarrays bieten oft keine solche Flexibilität. Hier skizziert das vorliegende Protokoll das einfache Design von maßgeschneiderten Mikroelektrodenarrays, um LFPs von mehreren Gehirnstrukturen gleichzeitig in verschiedenen Tiefen aufzuzeichnen. Diese Arbeit beschreibt exemplarisch die Konstruktion der bilateralen kortikalen, striatischen, ventrolateralen thalamischen und nigralen Mikroelektroden. Das skizzierte Designprinzip bietet Flexibilität, und die Mikroelektroden können modifiziert und angepasst werden, um LFPs von jeder Struktur aufzuzeichnen, indem stereotaktische Koordinaten berechnet und die Konstruktion schnell entsprechend geändert wird, um verschiedene Gehirnregionen in frei beweglichen oder betäubten Mäusen anzusprechen. Die Mikroelektrodenmontage erfordert Standardwerkzeuge und -zubehör. Diese kundenspezifischen Mikroelektroden-Arrays ermöglichen es den Ermittlern, Mikroelektroden-Arrays in jeder Konfiguration zu entwerfen, um die neuronale Aktivität zu verfolgen und LFP-Aufzeichnungen mit einer Auflösung von Millisekunden bereitzustellen.

In dieser Arbeit wurden die LFP-Mikroelektroden verwendet, um die Anfallsausbreitung durch die Basalganglien11 zu kartieren. Simultane LFP-Aufnahmen wurden vom rechten prämotorischen Kortex (wo sich der Anfallsfokus befand) und der linken VL, dem Striatum und dem SNR durchgeführt (Abbildung 4). Der Anfallsbeginn wurde als Ablenkung der Spannungsspur identifiziert, die mindestens doppelt so hoch war wie der Ausgangswert (Abbildung 4A, ro...

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Construction of Local Field Potential Microelectrodes for in vivo Recordings from Multiple Brain Structures Simultaneously

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Konstruktion von maßgeschneiderten Mikroelektrodenarrays, um lokale Feldpotentiale in vivo aus mehreren Gehirnstrukturen gleichzeitig aufzuzeichnen.

Aufbau von lokalen Feldpotential-Mikroelektroden für in vivo Aufnahmen aus mehreren Gehirnstrukturen gleichzeitig

Researchers often need to record local field potentials (LFPs) simultaneously from several brain structures. Recording from multiple desired brain regions ...

Forscher müssen oft lokale Feldpotentiale aus mehreren Strukturen gleichzeitig erfassen. Unser einfaches Mikroelektrodendesign ermöglicht es uns, LFPs von mehreren Gehirnstrukturen in verschiedenen Tiefen gleichzeitig aufzuzeichnen. Kommerziell erhältlichen Mikroelektroden fehlt es oft an Flexibilität und sie erlauben es nicht, von mehreren Gehirnstrukturen aufzuzeichnen.Unser Mikroelektrodendesign ermöglicht es, die Konstruktion einfach an jede gewünschte Struktur anzupassen. Beginnen Sie mit einem dianalbeschichteten Nickel-Chrom-Draht mit einem Durchmesser von 50 Mikrometern. Kleben Sie ein Ende des Drahtes an die Rückseite der Plattform und wickeln Sie den Draht dreimal um den nächsten Knopf auf der Plattform.Strecken Sie den Draht um den am weitesten entfernten zweiten Knopf, um zwei Schlaufen zwischen den Knöpfen zu machen. Wickeln Sie den Draht noch drei weitere Male um den ersten Knopf, um den Draht an Ort und Stelle zu befestigen, und kleben Sie das Ende an der Rückseite der Plattform ab. Legen Sie die Spannstangen unter die Drähte, wobei das Band um sie gewickelt ist.Machen Sie mit einem Mikroskop und einer feinen Pinzette entweder einen Drei-Millimeter-Spalt zwischen den Drähten, um kortikale, ventral-laterale, thalamische Nukleus-Mikroelektroden herzustellen, oder einen 4,5-Millimeter-Spalt, um striatal-nidrale Mikroelektroden herzustellen. Wenn am Mikroskop eine Vergrößerung verwendet wird, stellen Sie sicher, dass Sie den Unterschied in der Vergrößerung und den tatsächlichen Abstand zwischen den Drähten berechnen und anpassen. Schneiden Sie vier kleine Stücke aus 0,5 Millimeter dickem Kunststoff, etwa sechs Millimeter breit und drei Millimeter hoch.Tragen Sie Kleber auf den Kunststoff auf. Platzieren Sie die Kunststoffteile etwa einen Zentimeter von der Mitte des Drahtes entfernt, die einen Zentimeter von der Zugstange entfernt ist. Entfernen Sie überschüssigen Kleber mit einem Wattestäbchen.Nachdem der Kleber getrocknet ist, schneiden Sie den Draht mit einer feinen Schere ab. Schneiden Sie vier sieben Millimeter große Glasröhren mit einem handelsüblichen Kit und stecken Sie den Elektrodendraht in die Glasröhren. Legen Sie den Kleber an die Basis der Glasröhren, um sie mit dem Kunststoff zu verbinden.Warten Sie, bis der Kleber trocknet, und schneiden Sie dann die Glasröhren und Drähte mit einem Skalpell ab. Verwenden Sie Sekundenkleber, um Kunststoffe in der gewünschten Reihenfolge der Zielregionen zu befestigen. Tragen Sie Epoxidharz um den Kunststoff auf, um die Elektroden miteinander zu verbinden.Nehmen Sie einen dicken Draht und machen Sie eine Schlaufe an einem Ende, tauchen Sie die Schlaufe in die Epoxidlösung und legen Sie sie auf den Kunststoff, um sicherzustellen, dass der dicke Draht flach liegt, so dass dieser Draht als Griff verwendet werden kann. Schneiden Sie den Draht auf zwei Zentimeter ab. Gruppieren Sie die Drähte und kratzen Sie einen Millimeter der isolierten Enden mit einem Skalpell weg.Biegen Sie die kortikalen Elektroden und trennen Sie die Drähte. Machen Sie mit einer feinen Pinzette eine Schleife am Ende jedes Drahtes. Halten Sie ein 10-poliges Headset mit einem Hämostat und verwenden Sie das Holzende eines Wattestäbchens, um minimale Mengen an Flussmittel auf die Stifte aufzutragen.Verwenden Sie das Holzende des Wattestäbchens und tragen Sie Flussmittel auf die Drahtschlaufen auf. Löten Sie die Kabelschlaufen an das 10-polige Headset. Trocknen Sie das Headset ab, um einen Kurzschluss zwischen den Pins zu vermeiden.Nehmen Sie einen dünnen Draht von etwa 0,05 bis 0,008 Zoll für Referenz- und Erdungsdrähte und entfernen Sie den Kunststoff von einem Ende. Machen Sie eine Schleife am anderen Ende des Drahtes. Löten Sie die abisolierte Seite der Referenz- und Erdungsdrähte an ihre jeweiligen Pins.Halten Sie den dicken Draht fest und tragen Sie Kranioplastikzement um die Mikroelektroden auf, insbesondere dort, wo die Drähte mit den Stiften verbunden sind. Vermeiden Sie es, die eigentlichen Elektrodenenden mit dem Zement zu berühren. Nachdem der Zement getrocknet ist, legen Sie Epoxidharz an den Boden der Glasröhren, striatalen Mikroelektrodendrähte und um die gesamte Elektrode.Vermeiden Sie es, die Elektrodenenden mit Epoxidharz zu berühren. Lokale Feldpotentialaufnahmen wurden vom rechten prämotorischen Kortex, dem linken VL, dem Striatum und dem SNR durchgeführt. Der Anfallsbeginn wurde als eine Ablenkung der Spannungsspur identifiziert, die mindestens doppelt so hoch war wie die Ausgangslinie.Das Leistungsspektrumdiagramm zeigt die Frequenzverteilung für die aufgezeichneten lokalen potenziellen Aufnahmen. Anfallslatenzen konnten zwischen jeder Struktur mit einer Genauigkeit von Millisekunden verglichen werden. Am Ende der Aufnahmen wurde ein Stromimpuls angelegt, um die Position der Elektrodenspitzen, die die Läsion bilden, zu markieren und zu bestätigen.Wenn die Mikroelektroden für verschiedene Gehirnstrukturen konstruiert sind, denken Sie daran, die Lücken zwischen den Drähten entsprechend den stereotaktischen Koordinaten Ihrer gewünschten Struktur zu modifizieren. Platzieren Sie die Tiefenstrukturelektroden in den Glasröhren und passen Sie die Längen der Mikroelektroden an. Befestigen Sie dann die Kunststoffe in der gewünschten Reihenfolge.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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