Name: construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously
Uploaded: 2022-03-14T15:00:00
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Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional de Salud (RO1 NS120945, R37NS119012 a JK) y el Instituto del Cerebro UVA.

El presente trabajo está aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Virginia. Se utilizaron ratones C57Bl/ 6 de ambos sexos (7-12 semanas) para los experimentos. Los animales se mantuvieron en un ciclo de luz de 12 h / 12 h de oscuridad y tuvieron acceso ad libitum a alimentos y agua.
1. Construcción de microelectrodos
<ol><li>Para construir los microelectrodos, utilice alambre de níquel-cromo recubierto de diamel de 50 μm (diámet...

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).</li><li>Hubel, D. H., Wiesel, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Receptive+fields+of+single+neurones+in+the+cat's+striate+cortex.">Receptive fields of single neurones in the cat's striate cortex.</a> The Journal of Physiology. 148 (3), 574-591 (1959).</li><li>O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+units+in+the+hippocampus+of+the+freely+moving+rat.">Place units in the hippocampus of the freely moving rat.</a> Experimental Neurology. 51 (1), 78-109 (1976).</li><li>Fyhn, M., Molden, S., Witter, M. P., Moser, E. I., Moser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatial+representation+in+the+entorhinal+cortex.">Spatial representation in the entorhinal cortex.</a> Science. 305 (5688), 1258-1264 (2004).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neuroscience. 7, 446-451 (2004).</li><li>Buckmaster, P. S., Edward Dudek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+intracellular+analysis+of+granule+cell+axon+reorganization+in+epileptic+rats.">In vivo intracellular analysis of granule cell axon reorganization in epileptic rats.</a> Journal of Neurophysiology. 81 (2), 712-721 (1999).</li><li>Driscoll, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+in+vivo+recording+using+transparent+graphene+microelectrodes+illuminates+spatiotemporal+seizure+dynamics+at+the+microscale.">Multimodal in vivo recording using transparent graphene microelectrodes illuminates spatiotemporal seizure dynamics at the microscale.</a> Communications Biology. 4, 1-14 (2021).</li><li>Roy, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+retrieval+by+activating+engram+cells+in+mouse+models+of+early+Alzheimer's+disease.">Memory retrieval by activating engram cells in mouse models of early Alzheimer's disease.</a> Nature. 531, 508-512 (2016).</li><li>Igarashi, K. M., Lu, L., Colgin, L. L., Moser, M. B., Moser, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+entorhinal-hippocampal+ensemble+activity+during+associative+learning.">Coordination of entorhinal-hippocampal ensemble activity during associative learning.</a> Nature. 510, 143-147 (2014).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Brodovskaya, A., Shiono, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+the+basal+ganglia+and+indirect+pathway+neurons+during+frontal+lobe+seizures.">Activation of the basal ganglia and indirect pathway neurons during frontal lobe seizures.</a> Brain. 144 (7), 2074-2091 (2021).</li><li>Ren, X., Brodovskaya, A., Hudson, J. L., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connectivity+and+neuronal+synchrony+during+seizures.">Connectivity and neuronal synchrony during seizures.</a> The Journal of Neuroscience. 41 (36), 7623-7635 (2021).</li><li>Chang, E. H., Frattini, S. A., Robbiati, S., Huerta, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+microdrive+arrays+for+chronic+neural+recordings+in+awake+behaving+mice.">Construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (77), e50470 (2013).</li></ol>

Históricamente, las matrices de microelectrodos se han utilizado ampliamente para registrar la actividad neuronal de una región específica del cerebro de interés 2,3,4,5,6,7,8,9,13. Sin embargo, nuestro fácil diseño ...

Los potenciales de campo local (LFP) son los potenciales eléctricos registrados desde el espacio extracelular en el cerebro. Se generan por desequilibrios de concentración de iones fuera de las neuronas y representan la actividad de una pequeña población localizada de neuronas, lo que permite monitorear con precisión la actividad de una región específica del cerebro en comparación con los registros de EEG a macroescala1. Como estimación, los microelectrodos LFP separados por 1 mm corresponden a dos poblaciones de neuronas completamente diferentes. Mientras que la señal de EEG se filtra por el tejido cerebral, el líquido cefalorraquídeo, el cráneo, el músculo y la piel, la señal de LFP es un marcador confiable de la actividad neuronal local1.
Los investigadores a menudo necesitan registrar simultáneamente LFP de varias estructuras cerebrales, pero las matrices de microelectrodos disponibles comercialmente a menudo no ofrecen tal flexibilidad. Aquí, el presente protocolo describe microelectrodos totalmente personalizables y fáciles de construir para registrar simultáneamente LFP de cualquier región del cerebro deseada a diferentes profundidades. Aunque los LFP se han utilizado ampliamente para registrar la actividad neuronal de una región cerebral específica 2,3,4,5,6,7,8,9, el diseño actual fácilmente personalizable permite registrar LFP desde cualquier región cerebral superficial o profunda múltiple 11,12 . El protocolo también se puede modificar para construir cualquier matriz de microelectrodos deseada mediante la determinación de coordenadas estereotáxicas de las regiones cerebrales y el ensamblaje de la matriz en consecuencia. Estos microelectrodos con una frecuencia de muestreo de 10 kHz y una resistencia de 60-70 kΩ (longitud de 2 cm) nos permiten registrar LFP con precisión de milisegundos. Los datos pueden ser amplificados por un amplificador de 16 canales, filtrados (paso bajo 1 Hz, paso alto 5 kHz) y digitalizados.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Amplifier 16-Channel</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 3600</td>
			<td>Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplasty cement</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>Perm Reeline/Repair Resin Type II Class I Shade - Clear</td>
			<td>Cement to hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostat Microtome</td>
			<td>Precisionary</td>
			<td>CF-6100</td>
			<td>To slice brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamel-coatednickel-chromium wire</td>
			<td>Johnson Matthey Inc.</td>
			<td>50 &#181;m</td>
			<td>Microelectrode wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>300 Series</td>
			<td>To drill holes in mouse skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epoxy</td>
			<td>CEC Corp</td>
			<td>C-POXY 5</td>
			<td>Fast setting adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold the headset</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To hold microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-10</td>
			<td>To see alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ohmmeter</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To measurre resistance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins (Headers and matching Sockets)</td>
			<td>Mill-Max</td>
			<td>Interconnects, 833 series, 2 mm grid gull wing surface mount headers and sockets</td>
			<td>To attach microelectrodes to</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymicro Tubing Kit</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>ID 100 &#177; 04 &#181;m, OD 164 &#177; 06 &#181;m, coating thickness 12 &#181;m</td>
			<td>Glass tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Stimulator</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>Model 2100</td>
			<td>To mark the microelectrode location at the end of the recordings</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td>To cut microelectrodes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superglue</td>
			<td>Gorilla</td>
			<td></td>
			<td>Adhesive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thick wire 0.008 in. &#8211; 0.011 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791900</td>
			<td>Tick wire to hold the microelectrode array</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin wire 0.005 in. - 0.008 in.</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>Thin wire for reference and ground</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

construction of local field potential microelectrodes for in vivo recordings from multiple brain structures simultaneously

Los investigadores a menudo necesitan registrar potenciales de campo locales (LFP) simultáneamente de varias estructuras cerebrales. La grabación desde múltiples regiones cerebrales deseadas requiere diferentes diseños de microelectrodos, pero las matrices de microelectrodos disponibles comercialmente a menudo no ofrecen tal flexibilidad. Aquí, el presente protocolo describe el diseño sencillo de matrices de microelectrodos hechas a medida para registrar LFP de múltiples estructuras cerebrales simultáneamente a diferentes profundidades. Este trabajo describe la construcción de los microelectrodos bilaterales corticales, estriatales, talámicos ventrolaterales y nigrales como ejemplo. El principio de diseño esbozado ofrece flexibilidad, y los microelectrodos se pueden modificar y personalizar para registrar LFP de cualquier estructura calculando coordenadas estereotáxicas y cambiando rápidamente la construcción en consecuencia para apuntar a diferentes regiones del cerebro en ratones que se mueven libremente o anestesiados. El ensamblaje de microelectrodos requiere herramientas y suministros estándar. Estas matrices de microelectrodos personalizadas permiten a los investigadores diseñar fácilmente matrices de microelectrodos en cualquier configuración para rastrear la actividad neuronal, proporcionando grabaciones LFP con resolución de milisegundos.

En este trabajo, se utilizaron los microelectrodos LFP para mapear la convulsión diseminada a través de los ganglios basales11. Se realizaron registros simultáneos de LFP desde la corteza premotora derecha (donde estaba el foco de la convulsión) y la VL izquierda, el cuerpo estriado y el SNR (Figura 4). El inicio de la convulsión se identificó como la desviación de la traza de voltaje al menos dos veces la línea de base (Figura 4A...

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Construction of Local Field Potential Microelectrodes for in vivo Recordings from Multiple Brain Structures Simultaneously

El presente protocolo describe la construcción de matrices de microelectrodos hechas a medida para registrar potenciales de campo locales in vivo de múltiples estructuras cerebrales simultáneamente.

Construcción de microelectrodos de potencial de campo local para grabaciones in vivo de múltiples estructuras cerebrales simultáneamente

Researchers often need to record local field potentials (LFPs) simultaneously from several brain structures. Recording from multiple desired brain regions ...

Los investigadores a menudo necesitan registrar los potenciales de campo locales de múltiples estructuras al mismo tiempo. Nuestro fácil diseño de microelectrodos nos permite registrar LFP de varias estructuras cerebrales a diferentes profundidades simultáneamente. Los microelectrodos disponibles comercialmente a menudo carecen de flexibilidad y no permiten grabar desde múltiples estructuras cerebrales.Nuestro diseño de microelectrodos permite modificar fácilmente la construcción para que se ajuste a cualquier estructura deseada. Comience tomando un alambre de níquel cromo recubierto de dianal de 50 micrómetros de diámetro. Pega un extremo del cable a la parte posterior de la plataforma y envuelve el cable tres veces alrededor de la perilla más cercana en la plataforma.Estira el cable alrededor de la segunda perilla más lejana para hacer dos bucles entre las perillas. Envuelva el cable tres veces más alrededor de la primera perilla para fijar el cable en su lugar y pegue con cinta adhesiva el extremo en la parte posterior de la plataforma. Coloque las barras de tensión debajo de los cables con la cinta envuelta alrededor de ellos.Usando un microscopio y fórceps finos, haga un espacio de tres milímetros entre los cables para hacer microelectrodos corticales, ventral-laterales, de núcleo talámico o un espacio de 4.5 milímetros para hacer microelectrodos estriatales-nidrales. Si se utiliza la ampliación en el microscopio, asegúrese de calcular y ajustar la diferencia de aumento y la distancia real entre los cables. Corte cuatro piezas pequeñas de plástico de 0,5 milímetros de espesor de aproximadamente seis milímetros de ancho y tres milímetros de alto.Aplique pegamento sobre el plástico. Coloque las piezas de plástico aproximadamente a un centímetro de distancia del centro del cable, que está a un centímetro de la barra de tensión. Retire el exceso de pegamento con un hisopo de algodón.Después de que el pegamento se seque, corte el alambre con tijeras finas. Corte cuatro tubos de vidrio de siete milímetros con un kit disponible comercialmente e inserte el cable del electrodo en los tubos de vidrio. Coloque el pegamento en la base de los tubos de vidrio para conectarlos al plástico.Espere hasta que el pegamento se seque, luego corte los tubos de vidrio y los cables con un bisturí. Use súper pegamento para colocar plásticos en el orden deseado de las regiones objetivo. Aplique resina epoxi alrededor del plástico para unir los electrodos.Tome un alambre grueso y haga un bucle en un extremo, sumerja el bucle en la solución epoxi y colóquelo sobre el plástico, asegurándose de que el alambre grueso esté plano para que este cable pueda usarse como mango. Corta el alambre a dos centímetros. Agrupa los cables y raspa un milímetro de los extremos aislados con un bisturí.Dobla los electrodos corticales y separa los cables. Usando pinzas finas, haga un bucle al final de cada cable. Sostenga un auricular de 10 pines con un hemostático y use el extremo de madera de un hisopo de algodón para aplicar cantidades mínimas de flujo en los pines.Usando el extremo de madera del hisopo de algodón, aplique fundente a los bucles de alambre. Suelde los bucles de cable a los auriculares de 10 pines. Seque el auricular para evitar cortocircuitos entre los pines.Tome un alambre delgado de aproximadamente 0.05 a 0.008 pulgadas como referencia y conecte a tierra los cables y retire el plástico de un extremo. Haga un bucle en el otro extremo del cable. Suelde el lado pelado de la referencia y conecta a tierra los cables a sus respectivos pines.Sosteniendo el alambre grueso, aplique cemento de craneoplastia alrededor de los microelectrodos, especialmente donde los cables se conectan a los pines. Evite tocar los extremos reales del electrodo con el cemento. Después de que el cemento se seque, coloque resina epoxi en la base de los tubos de vidrio, los cables de microelectrodos estriatales y alrededor de todo el electrodo.Evite tocar los extremos del electrodo con resina epoxi. Se realizaron registros de potencial de campo local desde la corteza premotora derecha, la VL izquierda, el cuerpo estriado y el SNR. El inicio de la convulsión se identificó como una desviación de la traza de voltaje al menos dos veces la línea de base.La gráfica del espectro de potencia muestra la distribución de frecuencias para las grabaciones potenciales locales grabadas. Las latencias de inicio de las convulsiones se pueden comparar entre cada estructura con una precisión de milisegundos. Se aplicó un pulso de corriente al final de las grabaciones para marcar y confirmar la ubicación de las puntas de los electrodos que forman la lesión.Si los microelectrodos se construyen para diferentes estructuras cerebrales, recuerde modificar los espacios entre los cables de acuerdo con las coordenadas estereotácticas de su estructura deseada. Coloque los electrodos de estructura profunda en los tubos de vidrio y ajuste las longitudes de los microelectrodos. Luego, coloque los plásticos en el orden requerido.

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