Name: isogenic kidney glomerulus chip engineered from human induced pluripotent stem cells
Uploaded: 2022-11-04T13:15:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Isogenic Kidney Glomerulus Chip Engineered from Human Induced Pluripotent Stem Cells at JoVE.com

Ce travail a été soutenu par la Pratt School of Engineering de l’Université Duke, la Division de néphrologie du Département de médecine de Duke, une bourse Whitehead en recherche biomédicale et une bourse de recherche Genentech pour S. Musah. Y. Roye est récipiendaire de la bourse de la Duke University-Alfred P. Sloan Foundation et de la bourse d’études supérieures William M. « Monty » Reichert du département de génie biomédical de l’Université Duke. La lignée cellulaire UD11 (clone #11 de l’Université Duke) a été générée à l’installation principale de Duke iPSC et nous a été fournie par le laboratoire Bursac de l’Université Duke. Les auteurs remercient N. Abutaleb, J. Holmes, R. Bhattacharya et Y. Zhou pour leur assistance technique et leurs discussions utiles. Les auteurs aimeraient également remercier les membres du Musah Lab pour leurs commentaires utiles sur le manuscrit. Les auteurs remercient le laboratoire Segura pour le don d’un cytomètre en flux Acuri C6.

1. Préparer les solutions de matrice membranaire basale et les substrats revêtus
<ol><li>Décongeler la matrice 1 de la membrane basale pendant la nuit sur la glace à 4 °C. Aliquote selon la suggestion du fabricant pour le taux de dilution. À l’aide d’un tube conique et d’une pipette de 50 mL, bien mélanger une quantité appropriée de matrice membranaire basale 1 dans 25 mL de DMEM/F12 froid jusqu’à décongélation et dissolution complète.<ol><li>Pour dissoudre une aliquote congelée,...

<ol>
	<li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+disease+model+of+diabetic+nephropathy+in+a+glomerulus-on-a-chip+microdevice.">A disease model of diabetic nephropathy in a glomerulus-on-a-chip microdevice.</a> Lab on a Chip. 17 (10), 1749-1760 (2017).</li><li>Musah, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mature+induced-pluripotent-stem-cell-derived+human+podocytes+reconstitute+kidney+glomerular-capillary-wall+function+on+a+chip.">Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip.</a> Nature Biomedical Engineering. 1 (5), 1-12 (2017).</li><li>Petrosyan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+glomerulus-on-a-chip+to+recapitulate+the+human+glomerular+filtration+barrier.">A glomerulus-on-a-chip to recapitulate the human glomerular filtration barrier.</a> Nature Communications. 10 (1), 3656 (2019).</li><li>Hass, R., Kasper, C., B&#246;hm, S., Jacobs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+populations+and+sources+of+human+mesenchymal+stem+cells+(MSC):+A+comparison+of+adult+and+neonatal+tissue-derived+MSC.">Different populations and sources of human mesenchymal stem cells (MSC): A comparison of adult and neonatal tissue-derived MSC.</a> Cell Communication and Signaling. 9, 12 (2011).</li><li>Altschuler, S. J., Wu, L. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+heterogeneity:+when+do+differences+make+a+difference.">Cellular heterogeneity: when do differences make a difference.</a> Cell. 141 (4), 559-563 (2010).</li><li>Da Sacco, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+source+of+cultured+podocytes.">A novel source of cultured podocytes.</a> PloS One. 8 (12), 81812 (2013).</li><li>Singh, V. K., Kalsan, M., Kumar, N., Saini, A., Chandra, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells:+applications+in+regenerative+medicine,+disease+modeling,+and+drug+discovery.">Induced pluripotent stem cells: applications in regenerative medicine, disease modeling, and drug discovery.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 3, 2 (2015).</li><li>Ebert, A. D., Liang, P., Wu, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells+as+a+disease+modeling+and+drug+screening+platform.">Induced pluripotent stem cells as a disease modeling and drug screening platform.</a> Journal of cardiovascular pharmacology. 60 (4), 408-416 (2012).</li><li>Patsch, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+vascular+endothelial+and+smooth+muscle+cells+from+human+pluripotent+stem+cells.">Generation of vascular endothelial and smooth muscle cells from human pluripotent stem cells.</a> Nature Cell Biology. 17 (8), 994-1003 (2015).</li><li>Musah, S., Dimitrakakis, N., Camacho, D. M., Church, G. M., Ingber, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+differentiation+of+human+induced+pluripotent+stem+cells+into+mature+kidney+podocytes+and+establishment+of+a+Glomerulus+Chip.">Directed differentiation of human induced pluripotent stem cells into mature kidney podocytes and establishment of a Glomerulus Chip.</a> Nature Protocols. 13 (7), 1662-1685 (2018).</li><li>Burt, M., Bhattachaya, R., Okafor, A. E., Musah, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+differentiation+of+mature+kidney+podocytes+from+human+induced+pluripotent+stem+cells+under+chemically+defined+conditions.">Guided differentiation of mature kidney podocytes from human induced pluripotent stem cells under chemically defined conditions.</a> Journal of Visualized Experiments. (161), e61299 (2020).</li><li>Roye, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+personalized+glomerulus+chip+engineered+from+stem+cell-derived+epithelium+and+vascular+endothelium.">A personalized glomerulus chip engineered from stem cell-derived epithelium and vascular endothelium.</a> Micromachines. 12 (8), 967 (2021).</li><li>Roselli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Podocin+localizes+in+the+kidney+to+the+slit+diaphragm+area.">Podocin localizes in the kidney to the slit diaphragm area.</a> The American Journal of Pathology. 160 (1), 131-139 (2002).</li><li>Ruotsalainen, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nephrin+is+specifically+located+at+the+slit+diaphragm+of+glomerular+podocytes.">Nephrin is specifically located at the slit diaphragm of glomerular podocytes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (14), 7962-7967 (1999).</li><li>Privratsky, J. R., Newman, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PECAM-1:+regulator+of+endothelial+junctional+integrity.">PECAM-1: regulator of endothelial junctional integrity.</a> Cell and Tissue Research. 355 (3), 607-619 (2014).</li><li>Menon, M. C., Chuang, P. Y., He, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+glomerular+filtration+barrier:+components+and+crosstalk.">The glomerular filtration barrier: components and crosstalk.</a> International Journal of Nephrology. 2012, 749010 (2012).</li><li>Abutaleb, N. O., Truskey, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+and+characterization+of+human+iPSC-derived+vascular+endothelial+cells+under+physiological+shear+stress.">Differentiation and characterization of human iPSC-derived vascular endothelial cells under physiological shear stress.</a> STAR Protocols. 2 (2), 100394 (2021).</li><li>Pammolli, F., Magazzini, L., Riccaboni, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+productivity+crisis+in+pharmaceutical+R&amp;D.">The productivity crisis in pharmaceutical R&amp;D.</a> Nature Reviews. Drug Discovery. 10 (6), 428-438 (2011).</li><li>Atchison, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iPSC-derived+endothelial+cells+affect+vascular+function+in+a+tissue-engineered+blood+vessel+model+of+Hutchinson-Gilford+progeria+syndrome.">iPSC-derived endothelial cells affect vascular function in a tissue-engineered blood vessel model of Hutchinson-Gilford progeria syndrome.</a> Stem Cell Reports. 14 (2), 325-337 (2020).</li></ol>

Dans ce rapport, nous décrivons un protocole pour dériver l’endothélium vasculaire et l’épithélium glomérulaire (podocytes) à partir d’une lignée cellulaire iPS humaine isogénique et l’utilisation de ces cellules pour concevoir un système 3D d’organe sur puce qui imite la structure, l’interface tissu-tissu et la fonction de filtration moléculaire du glomérule rénal. Cette puce glomérule est équipée d’un endothélium et d’un épithélium glomérulaire qui, ensemble, constituent une barrièr...

Les dispositifs d’organe sur puce sont des modèles 3D dynamiques in vitro qui utilisent la stimulation moléculaire et mécanique, ainsi que la vascularisation, pour former des interfaces tissus-tissus qui modélisent la structure et la fonction d’organes spécifiques. Les dispositifs d’organe sur puce précédemment établis qui visaient à récapituler le glomérule du rein (puces de glomérule) étaient constitués de lignées cellulaires animales1 ou de lignées cellulaires primaires et immortalisées humaines de sources hétérogènes 2,3. L’utilisation de sources cellulaires génétiquement hétérogènes présente des variations qui limitent considérablement les études des réponses spécifiques aux patients et de la génétique ou des mécanismes de la maladie 4,5. Pour relever ce défi, il faut disposer de lignées cellulaires isogéniques provenant d’individus spécifiques ayant des profils moléculaires et génétiques préservés afin de fournir un microenvironnement plus précis pour l’ingénierie de modèles in vitro 2,3,6. Les lignées cellulaires isogéniques d’origine humaine peuvent maintenant être facilement générées grâce aux progrès de la culture cellulaire iPS humaine. Parce que les cellules iPS humaines sont généralement d’origine non invasive, peuvent s’auto-renouveler indéfiniment et se différencier en presque n’importe quel type de cellule, elles servent de source attrayante de cellules pour l’établissement de modèles in vitro, tels que la puce glomérule 7,8. La barrière de filtration glomérulaire est le site principal de filtration du sang. Le sang est d’abord filtré par l’endothélium vasculaire, la membrane basale glomérulaire, et enfin par un épithélium spécialisé appelé podocytes. Les trois composants de la barrière de filtration contribuent à la filtration sélective des molécules. Un protocole visant à établir un dispositif d’organe sur puce interfacé avec l’endothélium vasculaire et l’épithélium glomérulaire à partir d’une seule source de cellules iPS humaines est présenté. Bien que ce protocole soit particulièrement utile pour concevoir une puce isogénique et vascularisée pour récapituler la barrière de filtration glomérulaire, il fournit également un plan pour le développement d’autres types d’organes sur puce personnalisés et de plates-formes multi-organes telles qu’un système isogénique « corps sur puce ».
Le protocole décrit ici commence par une différenciation divergente des cellules iPS humaines en deux lignées distinctes - les cellules mésodermiques latérales et mésodermiques, qui sont ensuite différenciées en endothélium vasculaire et épithélium glomérulaire, respectivement. Pour générer des cellules mésodermiques latérales, des cellules iPS humaines ont été ensemencées sur des plaques recouvertes de matrice basale 1 de membrane basale et cultivées pendant 3 jours (sans échange de milieu) dans un milieu N2B27 complété par l’activateur Wnt, CHIR 99021, et le puissant inducteur du mésoderme, os-morphogénétique 4 (BMP4). Les cellules du mésoderme latéral résultantes étaient auparavant caractérisées par l’expression de la brachyurie (T), de l’homéobox mixte (MIXL) et de l’éomésodermine (EOMES)9. Par la suite, les cellules latérales du mésoderme ont été cultivées pendant 4 jours dans un milieu supplémenté en VEGF165 et en forskoline pour induire des cellules endothéliales vasculaires qui ont été triées en fonction de l’expression de VE-Cadhérine et / ou de PECAM-1 en utilisant le tri cellulaire activé magnétiquement (MACS). Les cellules endothéliales vasculaires résultantes (viEC) ont été dilatées en les cultivant sur des flacons recouverts de matrice 3 de membrane basale jusqu’à ce qu’ils soient prêts à être ensemencés dans le dispositif microfluidique.
Pour générer des cellules mésodermiques, des cellules iPS humaines ont été ensemencées sur des plaques recouvertes de matrice 2 membranaires basales et cultivées pendant 2 jours dans un milieu contenant de l’activine A et CHIR99021. Les cellules mésodermiques résultantes ont été caractérisées par l’expression de HAND1, goosecoid et brachury (T) comme décrit précédemment 2,10,11. Pour induire la différenciation cellulaire du mésoderme intermédiaire (IM), les cellules du mésoderme ont été cultivées pendant 14 jours dans un milieu supplémenté en BMP-7 et CHIR99021. Les cellules IM résultantes expriment la tumeur de Wilm 1 (WT1), le gène boîte apparié 2 (PAX2) et la protéine apparentée impair sautée 1 (OSR-1)2,10,11.
Une puce microfluidique à base de polydiméthylsiloxane à deux canaux (PDMS) a été conçue pour récapituler la structure de la barrière de filtration glomérulaire in vitro. Le canal urinaire est de 1 000 μm x 1 000 μm (l x h) et la dimension du canal capillaire est de 1 000 μm x 200 μm (l x h). Les cycles cycliques d’étirement et de relaxation ont été facilités par les chambres creuses présentes de chaque côté des canaux fluidiques. Les cellules ont été ensemencées sur une membrane PDMS flexible (50 μm d’épaisseur) qui sépare les canaux urinaire et capillaire. La membrane est équipée de pores hexagonaux (7 μm de diamètre, 40 μm de distance) pour aider à promouvoir la signalisation intercellulaire (Figure 1A)2,12. Deux jours avant la fin de l’induction de l’IM, les puces microfluidiques ont été recouvertes de la matrice 2 de la membrane basale. Les viECs ont été ensemencés dans le canal capillaire de la puce microfluidique à l’aide d’un milieu d’entretien endothélial 1 jour avant la fin de l’induction IM, et la puce a été retournée pour permettre l’adhésion cellulaire sur la face basale de la membrane PDMS recouverte d’ECM. Le jour où l’induction IM a été terminée, les cellules ont été ensemencées dans le canal urinaire de la puce microfluidique en utilisant un milieu supplémenté en BMP7, Activin A, CHIR99021, VEGF165 et tout l’acide rétinoïque trans pour induire la différenciation des podocytes dans la puce. Le lendemain, les réservoirs de milieux ont été remplis de milieu d’induction de podocyte et de milieu d’entretien endothélial, et une contrainte mécanique de 10 % à 0,4 Hz et un débit de fluide (60 μL/h) ont été appliqués sur les copeaux.
Les puces microfluidiques cellularisées ont été cultivées pendant 5 jours supplémentaires en utilisant le milieu d’induction Podocyte (dans le canal urinaire) et le milieu d’entretien endothélial (dans le canal vasculaire). Les copeaux de glomérule rénal résultants ont été cultivés jusqu’à 7 jours supplémentaires dans des milieux d’entretien pour les cellules podocytiques et endothéliales. Les podocytes différenciés exprimaient positivement les protéines spécifiques de la lignée, y compris la podocine et la néphrine 13,14, tandis que les viEC exprimaient positivement les protéines d’identification de la lignée PECAM-1 et VE-Cadhérine, qui sont toutes des molécules essentielles au maintien de l’intégrité de la barrière de filtration glomérulaire 15,16 . Les podocytes et les viECs se sont tous deux avérés sécréter la protéine de membrane basale glomérulaire la plus abondante, le collagène IV, qui est également importante pour la maturation et la fonction des tissus.
Le système à trois composants de la barrière de filtration - endothélium, membrane basale et épithélium - dans les puces gloméruleuses s’est avéré filtrer sélectivement les molécules et répondre à un traitement médicamenteux chimiothérapeutique néphrotoxique. Les résultats du traitement médicamenteux ont indiqué que la puce du glomérule peut être utilisée pour les études de néphrotoxicité et pour la modélisation de la maladie. Ce protocole fournit la ligne directrice générale pour la conception d’une puce de glomérule rénal microfluidique fonctionnelle à partir de dérivés isogéniques de cellules iPS. Les analyses en aval de la puce artificielle peuvent être effectuées comme le souhaite le chercheur. Pour plus d’informations sur l’utilisation de la puce glomérule pour modéliser les lésions glomérulaires induites par le médicament, reportez-vous aux publications précédentes 2,12.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa Fluor 488- and Alexa Fluor 594-conjugated secondary antibodies</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>A32744; A32754; A-11076; A32790; A21203; A11015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen IV</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>14-9871-82</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nephrin</td>
			<td>Progen</td>
			<td>GP-N2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PECAM-1</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>AF806</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Podocin</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab50339</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VE-Cadherin</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>sc-9989</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basement membrane matrices</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning Fibronectin, Human</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356008</td>
			<td>Basement membrane (3)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>iMatrix-511 Laminin-E8 (LM-E8) fragment</td>
			<td>Iwai North America</td>
			<td>N8922012</td>
			<td>Basement membrane matrix (2)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel hESC-qualified matrix, 5-mL vial</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>354277</td>
			<td>Basement membrane matrix (1); may show lot-to-lot variation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DU11 human iPS cells</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>The DU11 (Duke University clone #11) iPS cell line was generated at the Duke iPSC Core Facility and provided to us by the Bursac Lab at Duke University. The line has been tested and found to be free of mycoplasma (last test in November 2021) and karyotype abnormalities (July 2019)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Culture medium growth factors and media supplements</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5M EDTA, pH 8.0</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15575020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>21985023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumin from Bovine serum, Texas Red conjugate</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>A23017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-trans retinoic acid (500 mg)</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>72262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 serum-free supplement</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>17504044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27 supplement (50x) without Vitamin A</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>12587010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9418</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CHIR99021</td>
			<td>Stemgent</td>
			<td>04-0004</td>
			<td>May show lot-to-lot variation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Complete medium kit with CultureBoost-R</td>
			<td>Cell Systems</td>
			<td>4Z0-500-R</td>
			<td>Podocyte maintenance media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F12</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>12634028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F12 with GlutaMAX supplement</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>10565042</td>
			<td>DMEM/F12 with glutamine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forskolin (Adenylyl cyclase activator)</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab120058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX supplement</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>35050061</td>
			<td>glutamine supplement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat-inactivated FBS</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>10082147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin solution</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>7980</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Activin A</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>PHC9544</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human BMP4</td>
			<td>Preprotech</td>
			<td>120-05ET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human BMP7</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>PHC9544</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human VEGF</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>PHC9394</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inulin-FITC</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F3272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mTeSR1 medium</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>05850</td>
			<td>Human iPS cell culture media (CCM). Add 5x supplement according to the manufacturer. Human iPS CCM can be stored for up to 6 months at -20 &#176;C.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-2 Supplement (100x)</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>17502048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal media</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>21103049</td>
			<td>Lateral mesoderm basal media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (Phosphate-buffered saline)</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>14190-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin-streptomycin, liquid (100x)</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>15140-163</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ROCK inhibitor (Y27632)</td>
			<td>Tocris</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>StemPro-34 SFM</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>10639011</td>
			<td>Endothelial cell culture medium (CCM). Add supplement according to manufacturer. Endothelial CCM can be stored for up to two weeks at 4 &#176;C or -20 &#176;C for up to 6 months.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TGF-Beta inhibitor (SB431542)</td>
			<td>Stem Cell Technologies</td>
			<td>72234</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enzymes and other reagents</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accutase</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>A1110501</td>
			<td>Cell detachment buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl Suloxide (DMSO)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2438</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol solution, 70% (vol/vol), biotechnology grade</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97065-058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>28906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile distilled water</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>15230162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97062-208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin EDTA, 0.05%</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>25300-120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Orb) Hub module</td>
			<td>Emulate</td>
			<td>ORB-HM1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100mm x 15 mm round petri dish</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>FB087579B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>120 x 120 mm square cell culture dish</td>
			<td>VWR</td>
			<td>688161</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Accuri C6</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirating pipettes, individually wrapped</td>
			<td>Corning</td>
			<td>29442-462</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspirating Unit</td>
			<td>SP Bel-Art</td>
			<td>F19917-0150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avanti J-15R Centrifuge</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>B99516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical centrifuge tube, 15 mL</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Conical centrifuge tube, 50 mL</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352098</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EVOS M7000</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>AMF7000</td>
			<td>Fluorescent microscope to take images of fixed and stained cells.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>100503-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heracell VIOS 160i CO2 incubator</td>
			<td>Thermo/Life Technologies</td>
			<td>51030403</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Zeiss Axio Observer equipeed with AxioCam 503 camera</td>
			<td>Carl Zeiss Micrscopy</td>
			<td>491916-0001-000(microscope) ; 426558-0000-000(camera)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimberly-Clark nitrile gloves</td>
			<td>VWR</td>
			<td>40101-346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes, large</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21905-049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leoca SP8 Upright Confocal Microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Media reservoir (POD Portable Module)</td>
			<td>Emulate</td>
			<td>POD-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate shaker</td>
			<td>VWR</td>
			<td>12620-926</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Organ-chip</td>
			<td>Emulate</td>
			<td>S-1 Chip</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Organ-chip holder</td>
			<td>Emulate</td>
			<td>AK-CCR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P10 precision barrier pipette tips</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>P1096-FR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P100 barrier pipette tips</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>P1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P1000 barrier pipette tips</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>P1121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P20 barrier pipette tips</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>P1122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P200 barrier pipette tips</td>
			<td>Denville Scientific</td>
			<td>P1122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma Asher</td>
			<td>Quorum tech</td>
			<td>K1050X RF</td>
			<td>This Plasma Etcher/Asher/Cleaner was used as a part of Duke University&#39;s Shared Materials Instrumentation Facility (SMiF).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round bottom polystyrene test tube with cell strainer snap cap</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352235</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 10 mL, indivdually wrapped</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 25 mL, indivdually wrapped</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipette, 5 mL, indivdually wrapped</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356543</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steriflip, 0.22 &#181;m, PES</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SCGP00525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Microcentrifuge tubes</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>1138W14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75cm2 cell culture flask with vent cap</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430641U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture-treated 12 well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue culture-treated 6 well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353046</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum modulator and perstaltic pump (Zoe Culture Module)</td>
			<td>Emulate</td>
			<td>ZOE-CM1</td>
			<td>Organ Chip Bioreactor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VE-Cadherin CD144 anti-human antibody - APC conjugated</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-126-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide-beveled cell lifter</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD144 MicroBeads, human</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-097-857</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CD31 MicroBead Kit, human</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-091-935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LS columns</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-401</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isogenic kidney glomerulus chip engineered from human induced pluripotent stem cells

L’insuffisance rénale chronique (IRC) affecte 15% de la population adulte américaine, mais la mise en place de thérapies ciblées a été limitée par le manque de modèles fonctionnels capables de prédire avec précision les réponses biologiques humaines et la néphrotoxicité. Les progrès de la médecine rénale de précision pourraient aider à surmonter ces limites. Cependant, les modèles in vitro précédemment établis du glomérule rénal humain - le site principal pour la filtration du sang et une cible clé de nombreuses maladies et toxicités médicamenteuses - utilisent généralement des populations cellulaires hétérogènes avec des caractéristiques fonctionnelles limitées et des antécédents génétiques inégalés. Ces caractéristiques limitent considérablement leur application pour la modélisation de maladies spécifiques au patient et la découverte thérapeutique. 
Cet article présente un protocole qui intègre l’épithélium glomérulaire (podocytes) dérivé de cellules souches pluripotentes induites humaines (iPS) et l’endothélium vasculaire d’un seul patient pour concevoir une puce de glomérule rénal microfluidique isogénique et vascularisée. La puce glomérule résultante est composée de couches de cellules endothéliales et épithéliales dérivées de cellules souches qui expriment des marqueurs spécifiques à la lignée, produisent des protéines de membrane basale et forment une interface tissu-tissu ressemblant à la barrière de filtration glomérulaire du rein. La puce de glomérule modifiée filtre sélectivement les molécules et récapitule les lésions rénales induites par les médicaments. La capacité de reconstituer la structure et la fonction du glomérule rénal à l’aide de types de cellules isogéniques crée la possibilité de modéliser la maladie rénale avec la spécificité du patient et de faire progresser l’utilité des organes sur puce pour la médecine rénale de précision et les applications connexes.

Nous montrons ici qu’un modèle 3D in vitro fonctionnel du glomérule peut être vascularisé et épithélialisé à partir d’une source isogénique de cellules iPS humaines. Plus précisément, ce protocole fournit des instructions sur la façon d’appliquer la technologie des cellules iPS humaines, en particulier leur capacité à se différencier en types de cellules spécialisées, pour générer un épithélium glomérulaire rénal (podocytes) et un endothélium vasculaire (viCE) qui peuvent être int?...

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Isogenic Kidney Glomerulus Chip Engineered from Human Induced Pluripotent Stem Cells

Un protocole visant à concevoir un système personnalisé d’organe sur puce qui récapitule la structure et la fonction de la barrière de filtration glomérulaire rénal en intégrant des cellules endothéliales épithéliales et vasculaires génétiquement appariées différenciées des cellules souches pluripotentes induites par l’homme. Ce système de bio-ingénierie peut faire progresser la médecine de précision rénale et les applications connexes.

Puce de glomérule rénal isogénique conçue à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of ...

La puce de glomérule isogénique permettra la modélisation de maladies spécifiques au patient et les tests de néphrotoxicité et des applications avancées de médecine de précision. L’épithélium glomérulaire et l’endothélium sont dérivés d’une seule population de cellules souches pluripotentes induites par l’homme, ou CSIP. Les IPSC possèdent un auto-renouvellement illimité et peuvent se différencier dans presque tous les types de cellules.Cette technique peut être utilisée pour évaluer les phénotypes cellulaires pathologiques et la maladie. La puce d’organe spécifique au patient peut également servir de plate-forme pour le dépistage de médicaments et les études mécanistes. Ce modèle peut être appliqué au développement d’un système de corps sur puce personnalisé pour un patient spécifique.Ce système a le potentiel de prédire les réponses spécifiques au patient avant les essais cliniques. Commencez par ajouter doucement 25 microlitres de solution de matrice 2 de membrane basale au canal urinaire et 20 microlitres dans le canal capillaire de la puce. Prenez deux bouchons de tubes coniques stériles de 15 millilitres et remplissez-les de 500 microlitres d’eau distillée stérile.Placez le bouchon dans la boîte de Petri pour éviter le séchage et placez le couvercle sur la boîte. Incuber à 37 degrés Celsius pendant la nuit. En continuant, aspirer le milieu à partir de flacons T75 contenant une culture de 15 jours de cellules endothéliales vasculaires à 90% de confluence.Ajouter cinq millilitres de tampon de détachement cellulaire et incuber à 37 degrés Celsius pendant cinq à sept minutes. Ensuite, transférez les cellules dans un tube conique de 15 millilitres et ajoutez cinq millilitres de DMEM / F-12. Centrifuger à 200 fois G pendant cinq minutes.Retirer le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 300 microlitres de milieu d’entretien endothélial. Compter les cellules avec un hémocytomètre pour obtenir environ 2 millions de cellules. À l’aide d’une pointe barrière P200, rincer les canaux supérieur et inférieur de la puce microfluidique avec 200 microlitres de DMEM/F-12 tout en aspirant simultanément depuis la périphérie de la sortie.Tenez fermement la puce avec l’embout de barrière P200 fixé à l’aspirateur loin de la sortie du canal inférieur. Injectez fermement 20 microlitres de la suspension de cellules endothéliales vasculaires dans le canal capillaire de la puce et aspirez soigneusement le milieu de la périphérie de la sortie. Vérifiez au microscope s’il y a des bulles ou une densité de semis inégale.Inverser doucement la puce afin que les cellules puissent adhérer à la face basale de la membrane PDMS flexible. Placez la puce dans la cartouche de support et ajoutez trois millilitres de PBS dans la cartouche pour empêcher la membrane de sécher. Incuber la puce à 37 degrés Celsius pendant trois heures.Vérifiez le canal inférieur sous le microscope pour une couche confluente de cellules attachées à la membrane PDMS flexible. Lavez les cellules non attachées en ajoutant 200 microlitres de milieu d’entretien endothélial à l’entrée du canal inférieur tout en aspirant à partir de la périphérie de la sortie du canal capillaire. Replacez la puce dans la cartouche du support et incuber à 37 degrés Celsius pendant la nuit.Le lendemain, rincez doucement le canal capillaire avec 200 microlitres de milieu d’entretien endothélial. Rincez le canal urinaire avec 200 microlitres de DMEM/F-12 et déposez 50 microlitres de DMEM/F-12 sur les orifices d’entrée et de sortie. En procédant aux cellules intermédiaires du mésoderme, remplacer le milieu d’induction du mésoderme intermédiaire de chaque puits de la plaque de 12 puits par un millilitre de trypsine EDTA et incuber à 37 degrés Celsius pendant cinq minutes.Grattez doucement les cellules à l’aide d’un élévateur de cellules et dissociez les cellules à l’aide d’un pipetage. Ajouter deux millilitres de solution de neutralisation de la trypsine à chaque puits et transférer les cellules dans un tube conique de 50 millilitres. Compléter le volume de la suspension cellulaire à 50 millilitres avec DMEM/F-12 et centrifuger à 200 fois G pendant cinq minutes.Aspirer le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 500 microlitres de milieu d’induction mésodermique intermédiaire pour obtenir environ 3 millions de cellules. Comptez les cellules à l’aide d’un hémocytomètre. Tenez la puce et injectez fermement 25 microlitres de suspension cellulaire dans le canal urinaire de la puce tout en aspirant soigneusement le milieu à partir de la périphérie de la sortie.Vérifiez s’il y a des bulles ou une densité d’ensemencement cellulaire inégale. Ajoutez trois millilitres de PBS dans la cartouche du porte-puce et incuber à 37 degrés Celsius pendant trois heures. Après l’incubation, rincer les deux canaux avec 200 microlitres de leur milieu de culture cellulaire respectif.Fixez les embouts de barrière P200 vides dans les deux sorties des canaux urinaire et capillaire. Pipeter 200 microlitres de milieu d’entretien endothélial et en injecter la moitié dans l’entrée du canal capillaire. Relâchez l’embout de la pipette à l’intérieur de l’entrée de sorte que l’entrée et la sortie du canal soient fixées à des embouts de pipette remplis de milieu.Répétez cette procédure pour l’entrée du canal urinaire avec 200 microlitres de milieu d’entretien mésodermique intermédiaire. Incuber les copeaux avec des pointes intégrées à 37 degrés Celsius pendant la nuit. Pour connecter les puces au bioréacteur de puces d’organes, retirez d’abord les embouts P200 des canaux.Ajouter des gouttelettes de média respectif à l’entrée et à la sortie des canaux urinaires et capillaires pour éviter le dessèchement. Ajouter trois millilitres de milieu d’induction podoctytaire chaud au réservoir d’entrée urinaire et trois millilitres de milieu d’entretien endothélial chaud au réservoir d’entrée capillaire. Ajoutez 300 microlitres du média respectif aux réservoirs de sortie directement au-dessus de l’orifice de sortie.Faites glisser les capsules sur le plateau et dans le bioréacteur de la puce d’organe. Utilisez le cadran rotatif pour sélectionner et démarrer le cycle principal pendant deux minutes. Inspectez visuellement la face inférieure de la capsule à la recherche de petites gouttelettes aux quatre orifices fluidiques.Pour obtenir un contact fluide à fluide entre la face inférieure de la capsule et les ports de puce microfluidique, faites glisser doucement le support de puce dans la capsule. Appuyez doucement sur la languette du support de puce vers l’intérieur et vers le haut. Aspirez l’excès de milieu de la surface de la puce.Réglez le débit du bioréacteur à puce d’organe à 60 microlitres par heure. Réglez la contrainte cyclique à 10 % à 0,4 hertz. Utilisez le cadran rotatif du bioréacteur à puce d’organe pour sélectionner le cycle de régulation et fonctionner pendant deux heures.Inspectez visuellement les réservoirs de sortie pour une augmentation du niveau de milieu. Utilisez le cadran rotatif du bioréacteur de la puce d’organe pour sélectionner le cycle de régulation. Après le jour 17 de culture, aspirer quotidiennement le milieu des réservoirs de sortie du canal urinaire en diagonale loin du port, mais garder un peu de milieu dans le réservoir.Reconstituer le réservoir d’entrée du canal urinaire avec jusqu’à trois millilitres de milieu d’induction podocytaire tous les deux jours pendant cinq jours. Après cinq jours, aspirez le milieu du canal urinaire, mais gardez un peu de milieu dans le réservoir. Reconstituer quotidiennement le réservoir d’entrée du canal urinaire avec trois millilitres de milieu d’entretien podocytaire.De même, aspirez le milieu à partir de la sortie du canal capillaire et remplissez quotidiennement les réservoirs d’entrée avec un milieu d’entretien endothélial. En utilisant ce protocole, des cellules souches pluripotentes induites par l’homme ont été utilisées pour développer un modèle fonctionnel in vitro du glomérule en multipliant des cellules endothéliales vasculaires et des podocytes. Au jour 21 après l’induction du podocyte et la propagation de l’endothélium vasculaire, les cellules des puces ont exprimé des marqueurs d’identification de la lignée tels que Podocin et Nephrine pour les podocytes, VE Cadhérin et PECAM-1 pour les cellules endothéliales vasculaires.Les couches de cellules endothéliales podocytes et vasculaires ont exprimé le collagène IV qui est la protéine GBM la plus abondante dans le glomérule rénal. Les puces de glomérule filtraient sélectivement de petites molécules telles que l’inuline du capillaire dans le canal urinaire, tout en empêchant les grosses protéines comme l’albumine de quitter le canal capillaire, montrant une fonction de filtration moléculaire sélective. Au cours de l’induction endothéliale du quatrième au septième jour, une augmentation du nombre de cellules peut entraîner une couche secondaire de cellules, mais un ensemencement excessif peut provoquer une agrégation qui peut entraver la différenciation.Un écoulement croisé inattendu entre les canaux urinaire et capillaire peut être observé en cas de liaison inadéquate des composants de la puce PDMS, de blocage dans la voie d’écoulement du fluide ou de barrière de filtration compromise. Lors de l’ensemencement de l’endothélium et de l’épithélium et de l’entretien des copeaux à partir du jour 15, il est important d’inspecter visuellement les bulles d’air dans les canaux à chaque étape. Dans la puce du glomérule isogénique, des candidats médicaments cliniquement pertinents peuvent être administrés pour tester leur potentiel thérapeutique ou leurs niveaux de toxicité.Cette technique ouvre maintenant la possibilité de comprendre la base génétique de la maladie rénale humaine et de développer des thérapies personnalisées.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells (hESCs) and Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs)

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells hESCs and Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs

Le développement, l&#39;expansion et<em&gt; In vivo</em&gt; Suivi des cellules NK humaines à partir de cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et et induit des cellules souches pluripotentes (CISP)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to ...

Recherche

Bio-ingénierie

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Transplantation de progéniteurs myoangioblastes dérivés de cellules souches pluripotentes induites dans des modèles murins de régénération musculaire

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

Isolation of Mesenchymal Stem Cells from Human Alveolar Periosteum and Effects of Vitamin D on Osteogenic Activity of Periosteum-derived Cells

Isolement des cellules souches mésenchymateuses du périoste alvéolaire humaine et les effets de la vitamine D sur activité ostéogène du périoste dérivées des cellules

Mesenchymal stem cells (MSCs) are present in a variety of tissues and can be differentiated into numerous cell types, including osteoblasts. Among the ...

Isolation of Adult Human Dermal Fibroblasts from Abdominal Skin and Generation of Induced Pluripotent Stem Cells Using a Non-Integrating Method

Isolement des fibroblastes dermiques humains adultes de la peau abdominale et génération de cellules souches pluripotentes induites à l'aide d'une méthode de non-intégration

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable ...

Scalable Generation of Mature Cerebellar Organoids from Human Pluripotent Stem Cells and Characterization by Immunostaining

Génération évolutive d’Organoïdes cérébellaires matures à partir de cellules souches pluripotentes humaines et caractérisation par immunostaining

The cerebellum plays a critical role in the maintenance of balance and motor coordination, and a functional defect in different cerebellar neurons can ...

Preparation of Mesh-Shaped Engineered Cardiac Tissues Derived from Human iPS Cells for In Vivo Myocardial Repair

Préparation de tissus cardiaques en forme de maille dérivés de cellules iPS humaines pour la réparation myocardique in vivo

The current protocol describes methods to generate scalable, mesh-shaped engineered cardiac tissues (ECTs) composed of cardiovascular cells derived from ...

Guided Differentiation of Mature Kidney Podocytes from Human Induced Pluripotent Stem Cells Under Chemically Defined Conditions

Différenciation guidée des podocytes rénaux matures à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme dans des conditions chimiquement définies

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Mesure du potentiel d’action optique unicellulaire dans les cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

Fibroblast Derived Human Engineered Connective Tissue for Screening Applications

Tissu conjonctif humain dérivé de fibroblastes pour les applications de dépistage

Fibroblasts are phenotypically highly dynamic cells, which quickly transdifferentiate into myofibroblasts in response to biochemical and biomechanical ...

Generation of Human Blood Vessel Organoids from Pluripotent Stem Cells

Génération d’organoïdes de vaisseaux sanguins humains à partir de cellules souches pluripotentes

An organoid is defined as an engineered multicellular in vitro tissue that mimics its corresponding in vivo organ such that it can be used to study ...