Name: in vitro apical-out enteroid model of necrotizing enterocolitis
Uploaded: 2022-06-08T14:45:00
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Ce contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des National Institutes of Health. SC est soutenu par la subvention P20GM134973 des National Institutes of Health. KB est soutenu par une subvention de la Fondation de l’hôpital pour enfants (CHF) et de la Presbyterian Health Foundation (PHF). Nous remercions le Laboratoire de recherche en biologie moléculaire et cytométrie de l’OUHSC pour l’utilisation de l’installation centrale, qui a fourni l’imagerie confocale.

Toutes les procédures animales de cette étude ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux du Centre des sciences de la santé de l’Université de l’Oklahoma. Des échantillons de commodité de l’intestin grêle provenant d’un primate non humain prématuré (PSN, gestation à 90%, babouin olive, Papio anubis) ont été obtenus après euthanasie pour une étude distincte (Protocole #101523-16-039-I).
1. Mise en place d’un ...

Le développement récent de modèles entéroïdes dérivés de cryptes épithéliales intestinales permet d’obtenir un tissu in vitro plus pertinent sur le plan physiologique dans lequel étudier la pathogenèse de l’entérocolite nécrosante. Bien qu’ils incluent tous les principaux types de cellules différenciées de l’épithélium intestinal, les entéroïdes 3D sont toujours soumis à plusieurs limitations importantes. Les entéroïdes conventionnels à sortie basolatérale sont suspendus dans des ...

L’entérocolite nécrosante (ECN), une maladie inflammatoire grave de l’intestin grêle survenant chez jusqu’à 10 % des nouveau-nés prématurés, est généralement associée à une morbidité et une mortalité élevées 1,2. Les taux de mortalité approchant les 50% chez les nourrissons de très faible poids de naissance (<1500 g), nécessitant une intervention chirurgicale, ne sont pas rares3. Bien que l’étiologie exacte de l’ECN ne soit pas actuellement comprise, on pense que les facteurs de risque, tels que l’alimentation au lait maternisé, s’ajoutent à des anomalies physiologiques, telles que la dysbiose, un épithélium intestinal immature et une barrière intestinale dysfonctionnelle, dans le développement de la maladie 2,4. Malgré des efforts importants, peu de progrès ont été réalisés dans la prévention ou le traitement de l’ECN au cours de la dernière décennie5. Une nouvelle méthode in vitro pour étudier l’ECN et le dysfonctionnement de la barrière épithéliale intestinale associée est nécessaire pour faire progresser la compréhension de la pathogenèse de la maladie, car les résultats des modèles animaux ont, jusqu’à présent, mal transposé au chevet du patient6.
Un certain nombre de modèles in vitro ont été utilisés pour étudier les mécanismes en jeu pendant l’ECN. La lignée cellulaire épithéliale intestinale humaine, Caco-2, est parmi les modèles in vitro les plus couramment utilisés de NEC 7,8. Les cellules Caco-2 émulent les caractéristiques morphologiques de l’intestin grêle, mais, en tant que lignée cellulaire, ne se différencient pas dans la grande variété de types de cellules in vivo, y compris les cellules caliciformes productrices de mucus, nécessaires pour un modèle hautement traduisible. HT-29-MTX, cellules d’adénocarcinome du côlon humain, comprennent un phénotype mixte d’entérocyte et de cellules caliciformes, mais manquent encore de types cellulaires à base de cryptes de l’épithélium intestinal9. IEC-6 et IEC-18 sont des lignées cellulaires non transformées avec une morphologie immature semblable à une crypte iléale mais ne sont pas dérivées de tissus humains, ce qui limite leur capacité de traduction. Les lignées cellulaires intestinales FHs 74-Int et H4 sont dérivées de tissus fœtaux humains et ne forment pas de jonctions serrées ou de monocouches polarisées10,11, et sont donc immatures par rapport aux nourrissons les plus prématurés sensibles à l’ECN. En règle générale, les modèles in vitro d’ECN utilisent des traitements lipopolysaccharidiques (LPS) pour induire le récepteur 4 de type Toll (TLR4), un récepteur majeur initiant l’inflammation intestinale dans NEC12. Les dommages induits par le traitement des espèces réactives de l’oxygène (ROS), généralement par le peroxyde d’hydrogène, sont souvent utilisés pour induire des dommages oxydatifs de type NEC et l’apoptose13,14. En tant que principal moteur de l’inflammation intestinale, le facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α), un composant en aval de la signalisation inflammatoire TLR4, est également couramment utilisé dans ces modèles in vitro pour imiter la pathogenèse in vivo 15.
Les organoïdes, générés à partir de cellules souches pluripotentes inductibles (CSPi), ont gagné en popularité en tant que modèle in vitro de l’intestin en raison de leur capacité à récapituler l’architecture complexe in vivo et la composition de type cellulaire du tissu dont ils sont dérivés16,17. Un système in vitro apparenté, les entéroïdes, sont des organoïdes dérivés de cryptes intestinales réséquées qui sont plus faciles à établir et à maintenir que les organoïdes dérivés de CSPi. Les entéroïdes sont généralement cultivés dans une matrice extracellulaire (ECM) tridimensionnelle (3D) avec un accès expérimental limité à la surface cellulaire basolatérale. Des méthodes, telles que la microinjection18,19, ont été développées pour surmonter cette barrière à la surface apicale, mais l’accumulation de débris cellulaires et de mucus dans la lumière rend la micro-injection à la fois techniquement difficile et incohérente. Comme les plates-formes de micro-injection robotique personnalisées ne sont pas largement accessibles20, la variabilité de la capacité technique et de la technique générale d’un laboratoire à l’autre devient une variable importante à surmonter avec les protocoles de micro-injection. Les monocouches bidimensionnelles (2D) dérivées d’entéroïdes 3D dissociés, comprenant encore tous les principaux types cellulaires de l’épithélium intestinal, permettent d’accéder à la surface apicale mais ont toujours été difficiles à maintenir sans couche nourricière de myofibroblastes mésenchymateux21. Alors que des supports perméables à la culture cellulaire peuvent être utilisés pour accéder aux côtés apical et basolatéral des monocouches entéroïdes sans utiliser de myofibroblastes sous-jacents, ces inserts nécessitent l’excision et le montage de la membrane avant utilisation avec des modalités telles que la microscopie confocale, ce qui entraîne un processus plus exigeant et plus difficile sur le plan technique lors de l’utilisation de méthodes de microscopie traditionnelles22. NEC a été modélisé in vitro en utilisant des entéroïdes 3D traditionnels 23,24,25 et des supports perméables 26,27, et l’inflammation intestinale a récemment été reproduite avec des modèles intestin-sur-puce 28,29. Bien que les modèles gut-on-a-chip intégrant la microfluidique soient, de loin, les modèles les plus avancés et les plus traduisibles, cette technologie est coûteuse, complexe et inaccessible à la plupart des chercheurs30.
Les progrès récents dans les techniques d’entéroïdes apicals ont permis un accès plus facile à la surface apicale des entéroïdes 3D sans risquer d’endommager l’intégrité structurelle de l’épithélium in vitro 31,32,33. Les entéroïdes à sortie apicale partagent la composition de type cellulaire et la fonction barrière de l’épithélium intestinal in vivo, mais, contrairement aux entéroïdes 3D typiques, les surfaces apicales de ces cellules font face au milieu de culture, ce qui permet des études plus pertinentes sur le plan physiologique sur l’absorption des nutriments, l’infection microbienne et la sécrétion luminale31. Un avantage supplémentaire des entéroïdes à élimination apicale est la capacité de distribuer de manière homogène des agents expérimentaux aux entéroïdes. Il n’est pas nécessaire de faire varier les volumes de traitement en fonction de la taille des entéroïdes, comme c’est le cas avec la micro-injection, et la capacité de maintenir ces entéroïdes en culture en suspension annule toute interférence ECM sur la diffusion expérimentale de l’agent32.
L’entérocolite nécrosante est une maladie multifactorielle impliquant plusieurs types de cellules épithéliales intestinales et divers facteurs environnementaux et physiopathologiques34. La composition cellulaire variée des entéroïdes intestinaux est une nette amélioration par rapport aux monocultures dans la modélisation d’une maladie complexe telle que l’ECN. Il est intéressant de noter que, alors qu’une seule exposition inflammatoire est souvent suffisante pour induire des dommages dans les monocultures in vitro , les entéroïdes, comme avec les modèles murins23, semblent nécessiter au moins deux composants inflammatoires pour induire des dommages de type NEC6. Ici, nous présentons un modèle de NEC-in-a-dish apical-out, utilisant des entéroïdes apical-out en combinaison avec l’hypoxie (une caractéristique clinique importante de NEC6) et le LPS ou le TNF-α, comme un modèle in vitro amélioré et physiologiquement plus pertinent pour étudier les réponses épithéliales à l’inflammation de type NEC et, potentiellement, identifier des cibles thérapeutiques. Nous décrivons un protocole pour inverser la polarité des entéroïdes 3D de l’intestin grêle, ainsi qu’un protocole de coloration immunofluorescente pour identifier la perturbation de la barrière épithéliale et les altérations de l’expression des protéines jonctionnelles. Enfin, nous démontrons en outre un test de viabilité entéroïde simple pour déterminer l’impact de notre modèle NEC-in-a-dish à double coup et à sortie apicale.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 M EDTA, pH 8.0</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15575-020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mL microcentrifuge tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL Conical tube</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CellTiter-Glo 3D Cell Viability Assay</td>
			<td>Promega</td>
			<td>G9681</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning Costar Ultra-Low Attachment 24-Well Microplates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Glass 24 mm x 60 mm</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>102460</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>A-21202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Donkey Anti-Rabbit IgG Antibody, Cy3 conjugate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>AP182C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle&#39;s Medium/Nutrient Ham&#39;s Mixture F-12 (DMEM-F12) with 15 mM HEPES buffer</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>36254</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E-cadherin antibody (7H12)</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NBP2-19051</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde solution 4%, buffered, pH 6.9</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>1004960700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>56-81-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>Fiji</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IntestiCult Organoid Growth Medium (Human)</td>
			<td>STEMCELL Technologies</td>
			<td>06010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica SP8 Confocal Microscope</td>
			<td>Leica Biosystems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lipopolysaccharides from Escherichia coli O111:B4, purified by gel filtration chromatography</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>L3012-10MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-544-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Donkey Serum</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>566460</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nunc MicroWell 96-Well, Nunclon Delta-Treated, Flat-Bottom Microplate</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>136101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (Phosphate Buffered Saline), 1x [-] calcium, magnesium, pH 7.4</td>
			<td>Corning</td>
			<td>21-040-CM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Glass Antifade Mountant with NucBlue</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>P36983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Anti-Villin antibody [SP145]</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab130751</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Human TNF-&#945; protein 100 &#181;g</td>
			<td>Bio-Techne</td>
			<td>210-TA-100/CF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SpectraMax iD3 Multi-Mode Microplate Reader</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Forma Series II Water-Jacketed Tri-Gas Incubator, 184L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>3140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TO-PRO-3 Iodide (642/661)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>T3605</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>9002-93-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubes, 0.5 mL, flat cap</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>AB0350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>9005-64-5</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vitro apical-out enteroid model of necrotizing enterocolitis

L’entérocolite nécrosante (ECN) est une maladie dévastatrice qui touche les nouveau-nés prématurés, caractérisée par une inflammation intestinale et une nécrose. Les entéroïdes sont récemment apparus comme un système prometteur pour modéliser les pathologies gastro-intestinales. Cependant, les méthodes actuellement utilisées pour la manipulation entéroïde n’ont pas accès à la surface apicale de l’épithélium (tridimensionnel [3D]) ou sont longues et gourmandes en ressources (monocouches bidimensionnelles [2D]). Ces méthodes nécessitent souvent des étapes supplémentaires, telles que la micro-injection, pour que le modèle devienne physiologiquement transposable. Ici, nous décrivons un protocole physiologiquement pertinent et peu coûteux pour étudier l’ECN in vitro en inversant la polarité entéroïde, ce qui donne à la surface apicale tournée vers l’extérieur (apical-out). Un protocole de coloration immunofluorescente pour examiner l’intégrité de la barrière entéroïde et l’expression des protéines jonctionnelles après une exposition au facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α) ou au lipopolysaccharide (LPS) dans des conditions normoxiques ou hypoxiques est également fourni. La viabilité des entéroïdes 3D exposés au LPS normoxique ou hypoxique ou au TNF-α pendant 24 heures est également évaluée. Les entéroïdes exposés au LPS ou au TNF-α, en combinaison avec l’hypoxie, présentaient une perturbation de l’architecture épithéliale, une perte de l’expression de la protéine de jonction adhérente et une réduction de la viabilité cellulaire. Ce protocole décrit un nouveau modèle d’ECN dans une boîte qui présente une plate-forme physiologiquement pertinente et rentable pour identifier les cibles épithéliales potentielles pour les thérapies NEC et étudier la réponse intestinale prématurée aux traitements.

L’utilisation d’entéroïdes pour modéliser l’inflammation intestinale, même dans le contexte d’une entérocolite nécrosante, est maintenant courante. Cependant, la plupart des méthodes actuellement utilisées soit n’ont pas accès à la surface apicale des entéroïdes, ce qui annule la pertinence physiologique des composés destinés à une utilisation éventuelle comme traitements oraux, soit sont techniquement difficiles et prennent beaucoup de temps, comme dans le cas des monocouches dérivées d’ent...

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In Vitro Apical-Out Enteroid Model of Necrotizing Enterocolitis

Ce protocole décrit un modèle apico-out d’entérocolite nécrosante (ECN) dans une boîte utilisant des entéroïdes intestinaux grêles à polarité inversée, permettant l’accès à la surface apicale. Nous fournissons un protocole de coloration immunofluorescente pour détecter la perturbation épithéliale liée à l’ECN et une méthode pour déterminer la viabilité des entéroïdes à sortie apicale soumis au protocole NEC-in-a-dish.

In vitro Modèle entéroïde apical-out de l’entérocolite nécrosante

Necrotizing enterocolitis (NEC) is a devastating disease affecting preterm infants, characterized by intestinal inflammation and necrosis. Enteroids have ...

Ce protocole décrit le premier modèle apical-out dans une boîte et constitue une amélioration critique par rapport aux modèles entéroïdes latéraux basaux dans une boîte lors de l’établissement de la modélisation in vitro de thérapies potentielles destinées à une administration orale. Cette méthode permet d’accéder à la surface apicale des entéroïdes. Les composés peuvent être ajoutés aux milieux cellulaires et les composés sont absorbés par voie apicale comme ils le seraient in vivo.Les chercheurs intéressés par l’établissement d’un système in vitro d’inflammation intestinale pour tester des thérapies orales potentielles peuvent trouver cette technique particulièrement utile. Les tissus provenant de différents âges et espèces peuvent nécessiter une normalisation plus poussée. Ainsi, les patients tout en établissant des temps d’inversion de polarité peuvent être nécessaires.Pour inverser la polarité des entéroïdes 3D, aspirez les milieux de chaque puits d’une plaque de 24 puits d’entéroïdes basolatéraux 3D établis. Ajoutez 500 microlitres de cinq millimolaires glacés, d’EDTA ou de PBS à chaque puits d’une plaque de 24 puits et perturbez doucement mécaniquement l’extrait de membrane basale ou le dôme de matrice extracellulaire en pipetant de haut en bas cinq à six fois avec une pipette P 200. Transférer le contenu de quatre puits dans un tube chronique de 15 millilitres.Ajoutez ensuite huit millilitres de PBS glacé à l’EDTA dans le tube. Transférer les 20 puits restants de la même manière. Incuber les tubes à quatre degrés Celsius pendant une heure sur une plate-forme rotative ou un agitateur à 330 tr / min.Après incubation, centrifuger les tubes et jeter le surnageant de chaque tube. Mélanger et laver les granulés avec cinq millilitres de DMEM F12. Ensuite, centrifugez la suspension cellulaire et retirez le surnageant avant d’ajouter 12 millilitres de milieu sans antibiotiques dans le tube en veillant à ce que les granulés cellulaires soient remis en suspension.Pippet 500 microlitres de la suspension entéroïde dans chaque puits d’une plaque de fixation ultra-basse de 24 puits. Incuber la plaque à 37 degrés Celsius et 5% de dioxyde de carbone pendant deux à cinq jours ou jusqu’à ce que les entéroïdes aient inversé la polarité. Le premier jour, en vous abstenant, transférer le contenu de quatre puits d’une plaque de 24 puits dans un tube microcentrifuge de 1,5 millilitre.Répéter pour tous les puits souhaités avec chaque traitement dans un tube séparé. Centrifuger les tubes et remettre en suspension la pastille dans 300 microlitres de 4% de fixateur d’aldéhyde à température ambiante. Après 30 minutes, lavez les granulés avec 500 microlitres de PBS.Ajouter 500 microlitres de 0,1% Triton X 100 aux tubes. Incuber les tubes pendant une heure à température ambiante. Ensuite, placez les tubes sur un rotateur ou un agitateur à 200 tr / min pendant 15 minutes à deux à huit degrés Celsius.Après la dernière incubation, ajouter 500 microlitres de NDS à 10% dans du PBS T et incuber à température ambiante pendant 45 minutes. Pendant l’incubation, préparer la solution d’anticorps primaires. Le lendemain, ajoutez 250 à 500 microlitres de PBS T aux tubes en fonction de la taille de la pastille, et placez-les sur le rotateur ou le shaker à 200 tr / min pendant une heure à deux à huit degrés Celsius.Ajouter 200 microlitres de la solution d’anticorps secondaire et incuber les tubes à deux à huit degrés Celsius dans l’obscurité. Le lendemain, procédez au montage des entéroïdes apical colorés en faisant tourner les tubes et en retirant 100 microlitres de surnageant. Remettez les cellules en suspension dans les 100 microlitres de surnageant restants et transférez la suspension cellulaire dans des tubes de 500 microlitres.Centrifuger les tubes dans une mini-centrifugeuse pendant 20 secondes. Retirez le surnageant et remettez les pastilles en suspension dans 100 microlitres de coloration d’acide nucléique rouge à température ambiante. Après 20 minutes d’incubation, centrifuger les cellules et remettre les granulés en suspension dans 100 microlitres de PBS.Après le deuxième lavage et la centrifugation, retirez 70 microlitres du surnageant et remettez les granulés en suspension dans le volume restant de PBS. Ensuite, transférez la suspension cellulaire sur un couvercle étiqueté de 24 x 60 millimètres. Appliquez 75 microlitres de support directement sur l’échantillon et retirez les bulles avec un embout de pipette.Après une nuit de durcissement dans l’obscurité, appliquez une fine couche de glycérol sur les feuillets de couverture, puis montez les feuillets de couvercle sur la lame de verre et appuyez doucement en place. Appuyez pour supprimer les bulles entre le bordereau de couverture et la glissière. Laissez le couvercle reposer à température ambiante dans l’obscurité pendant deux heures avant d’imager les entéroïdes à un grossissement de 20 fois avec un microscope confocal.Pour les traitements entéroïdes, établir une entérocolite nécrosante apicale dans un modèle de plat pendant 24 heures, comme décrit dans le manuscrit du texte. Avant d’effectuer le test, retirez 100 microlitres de média de chaque puits en laissant les 400 microlitres restants. Ajoutez 400 microlitres de réactif d’essai de viabilité cellulaire à chaque puits.Mélanger vigoureusement le contenu sur une plaque agitateur pendant cinq minutes à 200 RPM pour induire la lyse cellulaire. Ensuite, transférez 200 microlitres dans un seul puits d’une plaque à fond clair de 96 puits. Répétez pour les 600 microlitres restants en créant quatre réplications techniques par puits.À l’aide d’un lecteur de plaques capable de luminescence, enregistrez les valeurs à 0,25 milliseconde d’intégration et comparez les valeurs relatives entre les traitements. La coloration représentative par immunofluorescence du contrôle a confirmé la localisation apicale des noyaux vers la lumière et la détection du méchant au bord externe de l’épithélium. Par rapport au contrôle, l’exposition au lipopolysaccharide, à la nécrose tumorale alpha ou à l’hypoxie seule n’a pas induit de changements manifestes dans la morphologie cellulaire globale E-cadhérine ou la localisation du méchant ou l’intensité fluorescente.Le traitement par lipopolysaccharide ou nécrose tumorale alpha en combinaison avec l’hypoxie a perturbé l’architecture épithéliale et a démontré une perte significative de jonction d’adhérence et d’expression de la protéine de bordure de brosse révélée par la perte de l’audition ECA et la coloration du méchant. La viabilité de la cellule apicale a été déterminée dans des conditions normoxiques ou hypoxiques. Dans des conditions normoxiques, par rapport au lipo polysaccharide témoin ou à la nécrose tumorale, la nécrose alpha n’a pas affecté de manière significative la viabilité cellulaire des entéroïdes.Cependant, des réductions significatives de la viabilité ont été observées dans le lipopolysaccharide ou la nécrose tumorale alpha en combinaison avec l’hypoxie par rapport à l’hypoxie seule. Tout en établissant un modèle apical dans un plat. N’oubliez pas de garder l’EDTA dans la suspension cellulaire glacée.Cela améliorera l’inversion de polarité et garantira que tous les ECM sont correctement liquéfiés et retirés. D’autres applications en aval telles que QPCR, RNA-seq, Western blot ou évaluations fonctionnelles de la perméabilité de la barrière peuvent être effectuées davantage pour caractériser la réponse à la signalisation inflammatoire dans l’hypoxie.

Research

JoVE Journal

Medicine

In Vitro Apical-Out Enteroid Model of Necrotizing Enterocolitis

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

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Transplantation de cellules souches dans un In vitro Simulation d&#39;ischémie / reperfusion modèle

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Fetal alcohol syndrome (FAS) is a severe manifestation of embryonic exposure to ethanol. It presents with characteristic defects to the face and organs, ...

Stretch in Brain Microvascular Endothelial Cells (cEND) as an In Vitro Traumatic Brain Injury Model of the Blood Brain Barrier

Stretch in Brain Microvascular Endothelial Cells cEND as an In Vitro Traumatic Brain Injury Model of the Blood Brain Barrier

Étirer dans le cerveau cellules endothéliales microvasculaires (CEND) comme<em&gt; In Vitro</em&gt; Traumatisme modèle du cerveau de la barrière hémato-encéphalique

Due to the high mortality incident brought about by traumatic brain injury (TBI), methods that would enable one to better understand the underlying ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

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Excitotoxiques stimulation de Microslices cerveau comme un<em&gt; In vitro</em&gt; Modèle de l&#39;AVC

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Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

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