Name: anesthesia and intubation of preadolescent mouse pups for cardiothoracic surgery
Uploaded: 2022-06-02T14:30:00
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Diese Arbeit wurde durch den NHMRC Program Grant [ID 1074386], ein Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research Grant [RMG] und einen Zuschuss des RT Hall Trust [RMG & SEI] unterstützt.

Alle beschriebenen Tierversuche wurden vom Garvan/St. Vincent's Hospital Animal Ethics Committee in Übereinstimmung mit dem Australian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes und den ARRIVE-Richtlinien genehmigt, und alle Experimente wurden von einem erfahrenen Kleintierchirurgen (JW) unter Anleitung eines Kinderanästhesisten (JJS) durchgeführt.
1. Vorbereitung der Instrumente
<ol><li>Stellen Sie am Tag der Operation spezielle Geräte für...

<ol>
	<li>Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+animal+models+of+heart+failure+related+to+coronary+heart+disease.">Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease.</a> Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).</li><li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+regenerative+potential+of+the+neonatal+mouse+heart.">Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart.</a> Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).</li><li>Porrello, E. 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Second edition. , (2000).</li><li>Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mice+anesthesia,+analgesia,+and+care,+Part+I:+anesthetic+considerations+in+preclinical+research.">Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research.</a> Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).</li><li>Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. 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S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+methods+of+inducing+transverse+aortic+stenosis+and+myocardial+infarction+in+the+mouse.">Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse.</a> Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).</li><li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+and+intubation+of+10-Day+old+C57BL/6J+mouse+pups+for+cardiothoracic+surgery.">Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery.</a> Research Square. , (2021).</li><li>Silver, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Genetics:+Concepts+and+Applications.">Mouse Genetics: Concepts and Applications.</a> Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).</li><li>West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Allometric+scaling+of+metabolic+rate+from+molecules+and+mitochondria+to+cells+and+mammals.">Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).</li><li>Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+metabolism+and+transport+pathways+in+the+rodent+and+human+fetal+liver.">Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver.</a> International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).</li><li>Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+oxygen+supplementation+on+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+C57BL/6+mice.">Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).</li></ol>

Derzeit gibt es keine gut dokumentierten Methoden zur Anästhesie und Intubation von 10 Tage alten Mäusen für die Herz-Thorax-Chirurgie. Zu diesem Zweck haben wir Ketamin/Xylazin/Atropin-Dosierungsschemata auf das Körpergewicht titriert, wobei Dosen von 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg und 50/6/0,18 mg/kg die Intubation von Welpen mit niedrigem (3,15-4,49 g), mittlerem (4,50-5,49 g) bzw. hohem (5,50-8,10 g) Körpergewicht erleichterten. Das Überleben nach der Intubation korrelierte mit dem Körpergewicht (59%, 70% bz...

Murine-Modelle sind von unschätzbarem Wert in der präklinischen Herz-Thorax-Forschung, insbesondere wegen der Leichtigkeit, mit der gentechnisch veränderte Mauslinien erzeugt werden können, und auch wegen der Leichtigkeit, mit der die Mäuse chirurgisch manipuliert werden können, um pathologische Krankheitsmodelle bereitzustellen, die beispielsweise die Untersuchung der Myokardregeneration nach Herzverletzungen ermöglichen1 . In diesem Zusammenhang ist es von Interesse, dass im Gegensatz zu erwachsenen Mäusen, bei denen sich Kardiomyozyten aus dem Zellzyklus zurückgezogen haben, 0-2 Tage alte neonatale Mausherzen nach apikaler Resektion oder Induktion eines Myokardinfarkts mit minimaler Narbenbildung reparieren 2,3,4. Im Gegensatz dazu regenerieren sich 7 Tage alte neonatale Herzen unvollständig mit einer höheren Inzidenz von Narbenbildung 2,3. Da Kardiomyozyten in der Spitze des linken Ventrikels bis zu 2 Wochen nach der Geburt proliferative Kapazität behalten, können mechanistische Studien zur Regeneration nach Herzverletzungen bei 0-14 Tage alten Mäusen informativ sein, um therapeutische Ziele für die Regeneration des verletzten erwachsenen Herzens zu identifizieren5.
Die Entwicklung von Mausmodellen für Herzverletzungen beinhaltet chirurgische Manipulationen unter Narkose. Dies erfordert, dass der Thorax geöffnet wird, um Zugang zum Herzen zu erhalten, was im Allgemeinen Intubation und mechanische Beatmung erfordert. Mausbelastung, Körpergewicht und Alter beeinflussen die Empfindlichkeit gegenüber Anästhetika6. Erwachsene Mäuse können mit einer Vielzahl von Wirkstoffen betäubt werden, wobei ein übliches Intubationsschema Ketamin / Xylazin / Atropin bei 100/13/0,5 mg / kg 6,7 ist. Neugeborenen Mäusen (0-7 Tage alt) fehlt ein zentralisierter Schmerzreflex und sie können effektiv auf Eis immobilisiert und ohne Intubation operiert werden 6,8,9. Vorpubertäre (8-14 Tage alte) Mauswelpen können nicht mit Hypothermiebetäubt werden 9,10; Sie erfordern eine Intubation für die Herz-Thorax-Chirurgie. Es gibt keine früheren Studien zur Herz-Thorax-Chirurgie bei vorpubertären Mäusen, die weniger als 14 Tage alt sind. Nach unserer Erfahrung ist die Intubation von Isofluran-anästhesierten präadoleszenten Mäusen unter 14 Tagen schwierig. Das empfohlene injizierbare Anästhesieschema für Mäuse, die älter als 7 Tage sind, beträgt 50-150 mg / kg Ketamin und 5-10 mg / kg Xylazin10. Präadoleszente Mäuse entwickeln sich immer noch neurologisch und ihre Reaktionen auf Medikamente und Medikamentenstoffwechsel unterscheiden sich stark von erwachsenen Tieren6. Dies stellt ein erhöhtes Risiko für Flüssigkeits-, Elektrolyt- und Säure-Basen-Ungleichgewicht sowie Hypoglykämie und Hypothermie dar, nicht nur aufgrund ihrer hohen Stoffwechselrate, die ihre begrenzten Energiespeicher schnell erschöpft, sondern auch aufgrund ihrer thermoregulatorischen Unreife 6,11,12. Daher gibt es nur wenige Informationen über Anästhetika, die sowohl die Intubation erleichtern als auch das Überleben von vorpubertären Mäusen maximieren.
Hier titrierten wir empirisch Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen mit einem Gewicht von 3-8 g, um eine Anästhesieebene zu erreichen, die ausreicht, um eine endotracheale Intubation für nachfolgende Herz-Thorax-Operationen zu ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit zu minimieren. Wir haben auch den Umgang mit Tieren verfeinert, um die Sterblichkeit durch Intubation, Operation und postoperativen mütterlichen Kannibalismus zu reduzieren.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Atipamezole (Antisedan)</td>
			<td>Provet (NSW) Pty Ltd</td>
			<td>ATIP I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine 600 mcg/mL</td>
			<td>Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd</td>
			<td>1957699 PFIZER-0143386</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Livingstone International</td>
			<td>BU0520</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Temgesic)</td>
			<td>Provet (NSW) Pty Ltd</td>
			<td>TEMG I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-optic light</td>
			<td>Leica&#160;</td>
			<td>3011350</td>
			<td>CLS 150X</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism</td>
			<td>GraphPad Software, LLC</td>
			<td>Version 9.1.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intubation platform&#160;</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Provet (NSW) Pty Ltd</td>
			<td>ISOF 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine 100 mg/mL</td>
			<td>Provet (NSW) Pty Ltd</td>
			<td>KETAI1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety&#160;</td>
			<td>BD Insyte&#160;</td>
			<td>CE0086</td>
			<td>19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 &#956;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single lumen polyethylene tube</td>
			<td>Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW</td>
			<td></td>
			<td>Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>NO 11051-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical microscope (camera optional)</td>
			<td>Leica&#160;</td>
			<td>M651 (Leica IC80 HD camera)</td>
			<td>10x and 16x objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture 7-0 prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8708H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture 9-0 polypropylene monofilament</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>901820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vented 2-Liter plexiglass induction chamber</td>
			<td>VetQuip Pty Ltd</td>
			<td>942102</td>
			<td>25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warming lamp</td>
			<td>Brilant Lighting</td>
			<td>99223</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>Provet (NSW) Pty Ltd</td>
			<td>XYLA Z 2</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

anesthesia and intubation of preadolescent mouse pups for cardiothoracic surgery

Murine chirurgische Modelle spielen eine wichtige Rolle in der präklinischen Forschung. Mechanistische Einblicke in die myokardiale Regeneration nach Herzverletzungen können aus kardiothorakalen Operationsmodellen bei 0-14 Tage alten Mäusen gewonnen werden, deren Kardiomyozyten im Gegensatz zu denen von Erwachsenen proliferative Kapazität behalten. Mauswelpen bis zu einem Alter von 7 Tagen werden durch Unterkühlung effektiv immobilisiert und benötigen keine Intubation für die Herz-Thorax-Chirurgie. Präadoleszente (8-14 Tage alte) Mauswelpen benötigen jedoch eine Intubation, aber dies ist eine Herausforderung und es gibt wenig Informationen über die Anästhesie, um die Intubation zu erleichtern. Hier präsentieren wir Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen, die eine endotracheale Intubation ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit minimieren. Die empirische Titration von Ketamin/Xylazin/Atropin-Dosierungsschemata auf das Körpergewicht zeigte, dass die Reaktion auf die Anästhesie von Mauswelpen unterschiedlichen Gewichts nichtlinear war, wobei Dosen von 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg und 50/6/0,18 mg/kg die Intubation von Jungtieren mit einem Körpergewicht zwischen 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) und 5,50-8,10 g (n = 20) erleichterten. beziehungsweise. Welpen mit niedrigerem Körpergewicht erforderten mehr Intubationsversuche als schwerere Welpen (p < 0,001). Das Überleben nach der Intubation korrelierte mit dem Körpergewicht (59%, 70% und 80% für Gruppen mit niedrigem, mittlerem und hohem Gewicht, R2 = 0,995). Für die Myokardinfarktchirurgie nach Intubation wurde eine chirurgische Anästhesieebene mit 4,5% Isofluran in 100% Sauerstoff induziert und mit 2% Isofluran in 100% Sauerstoff aufrechterhalten. Das Überleben nach der Operation war für die drei Gewichtsgruppen mit 92%, 86% und 88% ähnlich (p = 0,91). Zusammen mit Verfeinerungen der Tierbehandlungspraktiken für Intubation und Operation und der Minimierung der Kannibalisierung durch das Muttertier nach der Operation korrelierte das Gesamtüberleben für den gesamten Eingriff (Intubation plus Operation) mit dem Körpergewicht (55%, 60% und 70% für Gruppen mit niedrigem, mittlerem und hohem Gewicht, R2 = 0,978). Angesichts der Schwierigkeit bei der Intubation von 10 Tage alten Welpen und der damit verbundenen hohen Mortalität empfehlen wir, die Herz-Thorax-Chirurgie bei 10 Tage alten Welpen auf Welpen mit einem Gewicht von mindestens 5,5 g zu beschränken.

Anästhesie von 10 Tage alten Mäusen. Die 10 Tage alten Welpen können in 4-5 min mit 4,5% Isofluran betäubt werden; Sie erholen sich jedoch von der Anästhesie während der Vorbereitung auf die Intubation. Aufgrund ihrer geringen Größe ist eine Intubation unter Isofluran-Anästhesie durch einen Standard-Nasenkegel nicht durchführbar. Wir haben zuvor ein Ketamin/Xylazin/Atropin-Anästhesieschema von 100/13/0,5 mg/kg für Herz-Thorax-Operationen bei 15- und 21-tägigen Welpen und Erwachsenen<sup clas...

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Anesthesia and Intubation of Preadolescent Mouse Pups for Cardiothoracic Surgery

Herz-Thorax-Operationsmodelle bei Mäusen im Alter von >7 Tagen erfordern eine Intubation, aber dies ist eine Herausforderung für vorpubertäre (8-14 Tage alte) Mauswelpen und es gibt wenig Informationen über Anästhesieschemata für die Intubation. Hier präsentieren wir Dosierungsschemata von Ketamin / Xylazin / Atropin bei 10 Tage alten C57BL / 6J-Mauswelpen, die eine endotracheale Intubation ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit minimieren.

Anästhesie und Intubation von präadoleszenten Mäusewelpen für die Herz-Thorax-Chirurgie

Murine surgical models play an important role in preclinical research. Mechanistic insights into myocardial regeneration after cardiac injury may be ...

Unser Protokoll ist die erste dokumentierte Methode zur Anästhesie und endotrachealen Intubation von vorpubertären Mauswelpen für die Herz-Thorax-Chirurgie. Wir haben Anästhesieschemata, spezielle Geräte und spezifische Handhabungspraktiken entwickelt, die eine endotracheale Intubation von 10 = Tage alten C57 Black Six J Mauswelpen für die Herz-Thorax-Chirurgie ermöglichen und gleichzeitig die Tiersterblichkeit minimieren. Wir gehen davon aus, dass ein Operateur, der Erfahrung mit Intubationen bei Erwachsenen hat, nach dem Üben an 10 Würfen mit sieben bis acht Welpen Kenntnisse in der präpubertären Intubation erreichen kann.Am Tag des Experiments wurden spezielle Geräte für die Intubation von 10 Tage alten Welpen aufgestellt, wie im Manuskript beschrieben. Verwenden Sie für die Operation eine Kanüle, die aus einem 19 Millimeter langen Kunststoffschlauch besteht, der an einem 21 Millimeter langen Kunststoff-Köderschlossadapter befestigt ist. Versteifen Sie den Schlauch der Kanüle, indem Sie ein Stück Kupferdraht über den Köderschlossadapter einführen.Befestigen Sie die betäubte Rückenlage des Welpen an einer Intubationsplattform. Überprüfen Sie vor der Intubation des anästhesierten Welpen die Tiefe der Anästhesie durch den Pfotenklemmreflex. Der Pfotenklemmreflex muss vorhanden sein, aber deutlich reduziert von dem eines bewussten Tieres.Halten Sie die Zunge des Welpen mit einer kleinen Pinzette und verwenden Sie ein Laryngoskop aus einem Stück Kupferdraht und ein flexibles Glasfaserlicht, um die Stimmritze und die Stimmbänder freizulegen. Neigen Sie die versteifte Kanüle so, dass das Ende des Köderschlosses etwas niedriger ist als die Spitze, und sobald sich die Stimmbänder trennen, führen Sie die Kanüle ein und schieben Sie sie vor, bis sich der Köderverschlussadapter knapp außerhalb des Mundes befindet. Entfernen Sie dann sofort den Draht.Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie nach der Intubation durch die Fähigkeit des Tieres, spontan zu atmen. Übertragen Sie den intubierten Welpen auf ein Wärmekissen, das auf 37 Grad Celsius eingestellt ist. Bestätigen Sie die erfolgreiche Trachealintubation des spontan atmenden Welpen, indem Sie den Intubationskatheter kurz blockieren, um zu überprüfen, ob dies die Brustbewegung verhindert.Schließen Sie die Endotrachealkanüle an ein Beatmungsgerät an und liefern Sie 100% Sauerstoff bei einer Durchflussrate von einem Liter pro Minute. Der Eingriff sollte weniger als 15 Sekunden dauern, um das erneute Atmen zu minimieren. Nachdem Sie eine chirurgische Anästhesieebene für die Operation eingeleitet haben, bestätigen Sie die Trachealintubation, indem Sie überprüfen, ob die Häufigkeit der Brustwandbewegung der des Beatmungsgeräts entspricht.Legen Sie den Welpen unter ein Operationsmikroskop mit 10X- und 16X-Objektiven für die Myokardinfarkt-Operation. Nach der Desinfektion der Haut machen Sie einen horizontalen Hautschnitt zwischen der dritten und vierten Rippe in der linken Seitenwand der Brust mit einem Skalpell. Öffnen Sie mit Hilfe einer feinen Pinzette den Thorax durch stumpfe Dissektion des Interkostalraums und verwenden Sie einen Retraktor, um den Raum offen zu halten.Induzieren Sie einen Myokardinfarkt, indem Sie die linke Koronararteriendistal zum linken Vorhofanhang mit einer 9-0-Polypropylen-Monofilamentnaht ligieren. Nach den 10 Minuten der Infarktoperation schließen Sie die Haut mit einer 7-0-Naht. Reinigen Sie das Blut mit 70% Ethanol oder Kochsalzlösung und desinfizieren Sie den Schnitt mit Betadin.Lassen Sie das Tier sich erholen und stellen Sie sicher, dass die spontane Atmung innerhalb weniger Minuten wieder aufgenommen wird. Dann bringen Sie den Welpen in die erwärmte, mit Sauerstoff angereicherte Kammer zurück und überwachen Sie ihn kontinuierlich während der Genesung. Wenn der aufrichtende Reflex wiedererlangt ist, extubieren Sie den Welpen.Reiben Sie den Welpen vorsichtig mit Hauskäfigbettwäsche ein. Halten Sie den Welpen warm und überprüfen Sie, ob die Atmung regelmäßig ist und der Welpe zu spontanen Bewegungen fähig ist. Bringen Sie den Damm in den Käfig zurück.Dann bringen Sie alle Welpen zurück, wenn sie sich vollständig von der Narkose erholt haben. Unterbringen Sie den Damm und die Welpen über Nacht in einem Käfig, der halb auf einem Wärmekissen auf 37 Grad Celsius steht. Am dritten Tag nach der Operation sichern Sie den betäubten Welpen in Rückenlage auf einem Wärmekissen, indem Sie den Schwanz ankleben.Legen Sie einen Faden über die Schneidezähne und kleben Sie den Welpen in eine Position und halten Sie den Kopf zu einem Nasenkegel verlängert. Desinfizieren Sie die Haut mit 70% Ethanol. Machen Sie mit einer feinen Schere einen Zentimeter langen Schnitt in der Haut über der rechten gemeinsamen Halsschlagader entlang der Luftröhre und kanülieren Sie das freiliegende Gefäß mit einem einzelnen Lumen-Polyethylenrohr, das an einer 26-Gauge-Nadel befestigt ist, um 0,2 Milliliter heparinisierte Kochsalzlösung für eine Minute zu verabreichen, nachdem ein Herzstillstand verursacht wurde, wie im Manuskript beschrieben. Sezieren Sie die rechte Halsvene über den vorherigen Schnitt und transektieren Sie sie.Durchbluten Sie das Herz mit 0,2 Milliliter PBS und dann mit 0,1 Milliliter von 0,2% Alcian Blue, um das nicht infarktartige Remote-Myokard zu färben. Überprüfen Sie die erfolgreiche Perfusion, nachgewiesen durch das Auswaschen von Blut, PBS und dann Alcian Blue über die Halsvene. Wenn Sie fertig sind, öffnen Sie den Thorax und schneiden Sie das Herz heraus, indem Sie das umgebende Bindegewebe und die Gefäße sezieren, um das Herz freizugeben.Spülen Sie das Herz in PBS, entfernen Sie dann die Vorhöfe und fotografieren Sie das Herz mit einer Kamera, die auf einem chirurgischen Mikroskop montiert ist, mit einem 10X subjektiven. In den Vorexperimenten wurde das Anästhesieschema für 10 Tage alte Welpen optimiert. Eine Dosis von 50 Milligramm pro kg Ketamin, sechs Milligramm pro kg Xylazin und 0,18 Milligramm pro kg Atropin führte zu einer ausreichenden Anästhesietiefe, um eine endotracheale Intubation von spontan atmenden Welpen mit einem Gewicht von 5,5 bis 7,30 Gramm zu ermöglichen.Da die leichteren Welpen die höhere Narkosedosis nicht vertragen konnten, ermöglichte die Verringerung der Dosierung auf 30 Milligramm pro kg Ketamin, vier Milligramm pro kg Xylazin und 0,12 Milligramm pro kg Atropin die Intubation der Welpen mit einem Gewicht von 4,50 bis 5,49 Gramm. Im Vergleich dazu ermöglichte eine weitere Reduzierung der Ketamindosierung auf 20 Milligramm pro kg die Intubation von Welpen mit einem Gewicht von 3,15 bis 4,49 Gramm. Die Tabelle zeigt auch die Anzahl und den Prozentsatz der intubierten Welpen, die operiert wurden.Die Welpen mit niedrigerem Körpergewicht waren schwieriger zu intubieren als schwerere Welpen und erforderten mehr Versuche, was zu einem geringeren Überlebensprozentsatz der Welpen führte als die Gruppe mit dem höchsten Gewicht. Darüber hinaus ging eine größere Anzahl der intubierten Welpen aus der Gruppe mit dem höchsten Gewicht zur Myokardinfarktoperation über als die Gruppe mit niedrigem und mittlerem Gewicht. Das Überleben zwei Tage nach der Operation am Myokardinfarkt war zwischen den verschiedenen Gewichtsgruppen bei 86% bis 92% konsistent.Die Tiefe der Anästhesie ist entscheidend für Intubation und Überleben.Wenn die Anästhesie zu leicht ist, ist die Intubation schwierig. Wenn sie zu tief sind, hören die Welpen während oder nach der Intubation spontan auf zu atmen. Unser Anästhesie-Intubationsprotokoll wird es ermöglichen, Modelle zu etablieren, die eine Herz-Thorax-Operation bei vorpubertären Mäusen erfordern, was beispielsweise Studien an Lunge, Speiseröhre und Herz während dieser Zeit ermöglicht.

Research

JoVE Journal

Biology

Human In-Vivo Bioassay for the Tissue-Specific Measurement of Nociceptive and Inflammatory Mediators

Menschliche In-Vivo Bioassay für die Tissue-Specific Messung von nozizeptiven und Entzündungsmediatoren

This in-vivo human bioassay can be used to study human volunteers and patients. Samples are collected from pertinent tissue sites such as the skin via ...

Forschung

Biologie

Determining heat and mechanical pain threshold in inflamed skin of human subjects

Bestimmen Hitze und mechanische Schmerzschwelle in entzündeten Haut von Probanden

In a previous article in the Journal of Visualized Experiments we have demonstrated skin microdialysis techniques for the collection of tissue-specific ...

Imaging In-Stent Restenosis: An Inexpensive, Reliable, and Rapid Preclinical Model

Imaging In-Stent-Restenose: eine kostengünstige, zuverlässige und schnelle Präklinische Modell

Preclinical models of restenosis are essential to unravel the pathophysiological processes that lead to in-stent restenosis and to optimize existing and ...

Tracking Dynamics of Muscle Engraftment in Small Animals by In Vivo Fluorescent Imaging

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Tracking-Dynamics of Muscle Engraftment bei Kleintieren durch In Vivo Fluorescent Imaging

Muscular dystrophies are a group of degenerative muscle diseases characterized by progressive loss of contractile muscle cells. Currently, there is no ...

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

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In-vivo-Imaging und therapeutische Behandlungen in einem orthotopen Mausmodell des Eierstockkrebs

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon

Principles of Surgery Nager für die New Surgeon

For both scientific and animal welfare reasons, training in basic surgical concepts and techniques should be undertaken before ever seeking to perform ...

Assessing Murine Resistance Artery Function Using Pressure Myography

Beurteilung Murine Widerstand Artery Funktion Mit Druck Myographie

Pressure myograph systems are  exquisitely useful in the functional assessment of small arteries, pressurized  to a suitable transmural pressure. The  ...

Intravital Microscopy of the Microcirculation in the Mouse Cremaster Muscle for the Analysis of Peripheral Stem Cell Migration

Intravitalmikroskopie der Mikrozirkulation in der Maus Cremaster-Muskel für die Analyse der peripheren Stammzell Migration

In the era of intravascular cell application protocols in the context of regenerative cell therapy, the underlying mechanisms of stem cell migration to ...

Rapid Isolation And Purification Of Mitochondria For Transplantation By Tissue Dissociation And Differential Filtration

Schnelle Isolierung und Reinigung von Mitochondrien für die Transplantation von Gewebe-Dissoziation und Differential Filtration

Previously described mitochondrial isolation methods using differential centrifugation and/or Ficoll gradient centrifugation require 60 to 100 min to ...

Osteoclast Derivation from Mouse Bone Marrow

Osteoklasten Ableitung aus Knochenmark der Maus

Osteoclasts are highly specialized cells that are derived from the monocyte/macrophage lineage of the bone marrow. Their unique ability to resorb both the ...