Name: xenograft skin model to manipulate human immune responses in vivo
Uploaded: 2022-06-29T13:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Xenograft Skin Model to Manipulate Human Immune Responses In Vivo at JoVE.com

Ce travail a été financé en partie par des accords de recherche parrainés par TRex Bio et des subventions des NIH (1R01AR075864-01A1). JMM est soutenu par la Société de recherche sur le cancer (subvention 26005). Nous reconnaissons le noyau de cytométrie en flux Parnassus soutenu en partie par les subventions NIH P30 DK063720, S10 1S10OD021822-01 et S10 1S10OD018040-01.

La présente étude a été approuvée et réalisée conformément aux protocoles UCSF IACUC (AN191105-01H) et IRB (13-11307). Des échantillons de peau, jetés dans le cadre d’interventions chirurgicales électives de routine, telles que la réparation d’une hernie, ont été utilisés pour la présente recherche. Les échantillons de peau sont soit anonymisés et certifiés comme étant des sujets non humains, soit, si des renseignements d’identification clinique sont requis pour les analyses en aval, les patient...

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	<li>Zomer, H. D., Trentin, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skin+wound+healing+in+humans+and+mice:+Challenges+in+translational+research.">Skin wound healing in humans and mice: Challenges in translational research.</a> Journal of Dermatological Science. 90 (1), 3-12 (2018).</li><li>Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+approaches+to+create+murine+models+of+human+wound+healing.">Surgical approaches to create murine models of human wound healing.</a> Journal of Biomedicine &amp; Biotechnology. 2011, 969618 (2011).</li><li>Mestas, J., Hughes, C. C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+mice+and+not+men:+differences+between+mouse+and+human+immunology.">Of mice and not men: differences between mouse and human immunology.</a> The Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).</li><li>Pasparakis, M., Haase, I., Nestle, F. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+regulating+skin+immunity+and+inflammation.">Mechanisms regulating skin immunity and inflammation.</a> Nature Reviews Immunology. 14 (5), 289-301 (2014).</li><li>Sun, H., Zhang, Y. -. X., Li, Y. -. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+skin+organoids:+potential+opportunities+and+challenges.">Generation of skin organoids: potential opportunities and challenges.</a> Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 3176 (2021).</li><li>Crist&#243;bal, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+for+human+skin+transplantation:+a+systematic+review.">Mouse models for human skin transplantation: a systematic review.</a> Cells Tissues Organs. 210 (4), 250-259 (2021).</li><li>Rossi, G., Manfrin, A., Lutolf, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+and+potential+in+organoid+research.">Progress and potential in organoid research.</a> Nature Reviews Genetics. 19 (11), 671-687 (2018).</li><li>Ito, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NOD/SCID/&#947;cnull+mouse:+an+excellent+recipient+mouse+model+for+engraftment+of+human+cells.">NOD/SCID/&#947;cnull mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells.</a> Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).</li><li>Meraz, I. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+patient-derived+xenograft+humanized+mouse+model+for+evaluation+of+lung+cancer+immune+responses.">An improved patient-derived xenograft humanized mouse model for evaluation of lung cancer immune responses.</a> Cancer Immunology Research. 7 (8), 1267-1279 (2019).</li><li>Racki, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NOD-scid+IL2rgamma(null)+mouse+model+of+human+skin+transplantation+and+allograft+rejection.">NOD-scid IL2rgamma(null) mouse model of human skin transplantation and allograft rejection.</a> Transplantation. 89 (5), 527-536 (2010).</li><li>Meehan, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developing+a+xenograft+model+of+human+vasculature+in+the+mouse+ear+pinna.">Developing a xenograft model of human vasculature in the mouse ear pinna.</a> Scientific Reports. 10 (1), 2058 (2020).</li><li>Gokkaya, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Skin+graft+storage+in+platelet+rich+plasma+(PRP).">Skin graft storage in platelet rich plasma (PRP).</a> Dermatologic Therapy. 33 (1), 13178 (2020).</li><li>. The Humeca D42 and D80 battery operated cordless dermatomes Available from: <a target="_blank" href="https://www.youtube.com/watch?v=YCRowX-TdA">https://www.youtube.com/watch?v=YCRowX-TdA</a> (2021)</li><li>Rodriguez, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Memory+regulatory+T+cells+reside+in+human+skin.">Memory regulatory T cells reside in human skin.</a> The Journal of Clinical Investigation. 124 (3), 1027-1036 (2014).</li><li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+in+rodent+aseptic+surgery.">Techniques in rodent aseptic surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82 (1), 12-14 (2008).</li><li>Karim, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+ischemia+and+neovascularization+in+a+murine+model+of+full+thickness+human+wound+healing.">Evolution of ischemia and neovascularization in a murine model of full thickness human wound healing.</a> Wound Repair and Regeneration: Official Publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 28 (6), 812-822 (2020).</li><li>Ali, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenogeneic+graft-versus-host-disease+in+NOD-scid+IL-2R&#947;null+mice+display+a+T-effector+memory+phenotype.">Xenogeneic graft-versus-host-disease in NOD-scid IL-2R&#947;null mice display a T-effector memory phenotype.</a> PloS One. 7 (8), 44219 (2012).</li><li>Souci, L., Denesvre, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+skin+models+in+domestic+animals.">3D skin models in domestic animals.</a> Veterinary Research. 52 (1), 21 (2021).</li><li>Holtkamp, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+clocks+guide+dendritic+cells+into+skin+lymphatics.">Circadian clocks guide dendritic cells into skin lymphatics.</a> Nature Immunology. 22 (11), 1375-1381 (2021).</li></ol>

Le modèle de greffe de peau de xénogreffe de souris est une technique clé pour disséquer mécaniquement les réponses immunitaires de la peau humaine dans un contexte in vivo 14. Le succès des greffes de xénogreffes cutanées repose sur une préparation appropriée de souris et d’échantillons de peau et de souris et sur l’adhésion aux méthodes de chirurgie aseptique des rongeurs15. Un refroidissement rapide et un entreposage approprié des échantillon...

Les modèles murins sont fréquemment utilisés pour faire des inférences sur la biologie humaine et la maladie, en partie en raison de leur reproductibilité expérimentale et de leur capacité de manipulation génétique. Cependant, la physiologie de la souris ne récapitule pas complètement les systèmes d’organes humains, en particulier la peau, et présente donc des limites pour être utilisée comme modèle préclinique dans le développement de médicaments1. Les différences anatomiques entre la peau de souris et la peau humaine comprennent des différences d’épaisseurs épithéliales et d’architecture, l’absence de glandes sudoripares eccrines murines et des variations dans le cycle des cheveux2. De plus, les bras innés et adaptatifs du système immunitaire divergent entre les deux espèces3. La peau de souris contient une population immunitaire unique de lymphocytes T épidermiques dendritiques (DETC), a une plus grande abondance de cellules T γδ dermiques et varie dans la localisation du sous-ensemble de cellules immunitaires par rapport au tissu humain4. Par conséquent, les résultats expérimentaux concernant la biologie de la peau humaine et l’inflammation bénéficient d’une validation avec des tissus humains. Alors que les systèmes de culture in vitro et organoïdes sont des outils largement utilisés pour étudier les tissus humains, ces systèmes sont limités par une reconstitution immunitaire absente ou incomplète et un manque de connexion au système vasculaire périphérique5. Le modèle de greffe de peau de xénogreffe humanisée vise à permettre la manipulation thérapeutique ou biologique des voies immunitaires et non immunitaires dans les tissus humains in vivo.
Le modèle de xénogreffe de peau humaine a été utilisé pour étudier la physiologie et la pharmacologie de la peau, analyser le rejet immunitaire et les réponses, disséquer les mécanismes du cancer de la peau humaine et comprendre les maladies de la peau et la cicatrisation des plaies6. Bien qu’applicable à de multiples domaines de recherche sur la peau, le modèle de xénogreffe a un débit inférieur à celui des études in vitro et n’a pas la facilité de manipulation génétique utilisée dans les modèles murins. Les périodes de ce modèle peuvent varier de quelques semaines à quelques mois, et une greffe réussie nécessite des installations et un équipement appropriés pour effectuer ces chirurgies. Cependant, le modèle de xénogreffe fournit un contexte biologique et physiologique aux expériences, tandis que les systèmes de culture organoïdes, tels que les explants tissulaires, nécessitent souvent la réplication d’une myriade de pièces mobiles, telles que des signaux exogènes, à des intervalles de temps spécifiques7. Par conséquent, il est préférable d’utiliser ce modèle pour valider davantage les résultats observés in vitro et dans des modèles murins, ou pour des travaux qui ne sont pas autrement réalisables sur le plan biologique. L’utilisation appropriée du modèle de xénogreffe offre une occasion unique d’étudier et de manipuler des tissus humains intacts in vivo.
L’optimisation du modèle de greffe de peau de xénogreffe s’est appuyée sur des décennies de recherche pour préserver l’intégrité du greffon au fil du temps. L’utilisation de la souris non obèse diabétique (NOD)-scid à récepteur de la chaîne gamma (NSG) de l’interleukine-2, qui manque de cellules immunitaires adaptatives B et T, de cellules NK fonctionnelles et présente des déficiences en macrophages et en cellules dendritiques8. La nature immunodéficiente de ces hôtes NSG permet la transplantation de cellules hématopoïétiques humaines, de cancers dérivés de patients et de peau 8,9,10. Malgré cet environnement hôte immunosuppresseur, une suppression supplémentaire des réponses immunitaires neutrophiles de la souris par administration d’anti-GR1 est nécessaire pour le succès du greffon10. Les principaux obstacles à la transplantation de tissus intacts sont l’infection, le rejet et la difficulté à rétablir le flux sanguin vers le greffon, entraînant parfois une perte d’intégrité cutanée et épidermique11. Les techniques telles que l’administration d’anti-FR1 et l’utilisation d’une profondeur de greffe appropriée améliorent la survie du greffon10. Une optimisation méticuleuse permet d’effectuer des greffes de peau de xénogreffe humaine sur des souris NSG avec des taux d’efficacité et de survie élevés, allant de 90% à 100%.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10% Neutral Buffered Formalin</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>SF100-20</td>
			<td>Fixative for histology</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3M Vetbond Tissue Adhesive</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>surgical glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alexa 700 CD45 monoclonal antibody (Clone 30F11)</td>
			<td>Thermo Fischer</td>
			<td>56-0451-82</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GR1 clone RB6-8C5</td>
			<td>BioXcell</td>
			<td>BE0075</td>
			<td>Anti-rejection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APC mouse anti-human CD25&#160; (Clone 2A3)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>340939</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APC-eFluor 780 anti-human HLA-DR (Clone LN3)</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>47-9956-42</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave pouches</td>
			<td>VWR&#160;</td>
			<td>89140-800</td>
			<td>For autoclaving tools and paper towels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliant Violet 60 anti-human CD4 antibody (Clone OKT4</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>317438</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliant Violet 65 anti-human CD8a antibody (Clone RPA-T8)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>301042</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliant Violet 711 anti-human CD3 antibody (Clone OKT3)</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>317328</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenex 0.3 mg/mL</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>059122</td>
			<td>Analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen 50 mg/mL</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>NADA # 141-199</td>
			<td>Analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase Type IV</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>4188</td>
			<td>Skin digestion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D42 Dermatome blade</td>
			<td>Humeca</td>
			<td>5.D42BL10</td>
			<td>dermatome (1 blade per sample)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dermatome D42</td>
			<td>Humeca</td>
			<td>4.D42</td>
			<td>dermatome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Scalpel</td>
			<td>Bard-Parker</td>
			<td>371610</td>
			<td>skin preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting T-Pins; 1-1/2 inch, 1000/CS 1.5</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-10915-03</td>
			<td>To pin skin specimen for dermatome</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection scissors</td>
			<td>medicon</td>
			<td>02.04.10</td>
			<td>sample preparation and mouse dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNAse</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>DN25-1G</td>
			<td>Skin digestion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eBioscience Foxp3 / Transcription Factor Fixation/Permeabilization Concentrate and Diluent</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>00-5521-00</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Cell Fixation and Permeabilization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eFluor-450 FOXP3 monoclonal antibody (Clone PCH101)</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>48-4776-42</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td>Kent</td>
			<td>CL8787-KIT</td>
			<td>hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epredia&#160;Shandon Instant Eosin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6765040</td>
			<td>H&#38;E</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epredia&#160;Shandon Instant Hematoxylin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6765015</td>
			<td>H&#38;E</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC anti-human CD45 (Clone HI30)</td>
			<td>Tonbo Biosciences</td>
			<td>35-0459-T100</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps&#160;</td>
			<td>medicon</td>
			<td>07.60.07</td>
			<td>sample preparation and mouse dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-362-178</td>
			<td>Sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating lamp</td>
			<td>Morganville Scientific</td>
			<td>HL0100</td>
			<td>Post-surgical care</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pads 4&#34; x 10&#34;</td>
			<td>Pristech</td>
			<td>20415</td>
			<td>Surgical heat supply</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin 1cc 12.7 mm syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329410</td>
			<td>drug administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>United States Pharmacopeia (USP)&#160;</td>
			<td>NDC 66794-013-25</td>
			<td>Anesthesia&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane machine</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>911103</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair for Men</td>
			<td>Nair</td>
			<td>&#8206; 10022600588556</td>
			<td>hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neomycin and Polymyxin Bisulfates and Bacitracin Zinc Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>&#160;NDC 17478-235-35</td>
			<td>eye ointment to prevent drying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) mice</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>005557</td>
			<td>Mice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towels</td>
			<td>Kleenex</td>
			<td>100848</td>
			<td>May be autoclaved for sterile surfaces</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-374-12</td>
			<td>Semitransparent sealing film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE mouse anti-human CD127 (Clone HIL-7R-M21)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>557938</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Surface protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-Cy-7 mouse anti-Ki-67 (Clone B56)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>561283</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PerCP-eFluor-710 CD152 (CTLA-4) monoclonal antibody (Clone 14D3)</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>46-1529-42</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Permeabilization Buffer 10x</td>
			<td>eBioscience</td>
			<td>00-8333-56</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining buffer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dish 150 mm</td>
			<td>Corning</td>
			<td>430597</td>
			<td>Sample storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Wrap</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-305-654</td>
			<td>Site preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Providone-Iodine Swab stick</td>
			<td>PDI</td>
			<td>S41350</td>
			<td>Site sterilization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft-Feed and Oral Hydration (Napa Nectar)</td>
			<td>Se Lab Group Inc</td>
			<td>NC9066511&#160;</td>
			<td>For supplementing poorly recovering mice post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen Collection Cups</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-150-266</td>
			<td>sample storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile alcohol prep pad</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>skin preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile PBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-144</td>
			<td>Media for sample storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>NDC 0409-4888-02</td>
			<td>For drug dilution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegaderm Film 4&#8221; x 43/4&#8221;&#160;</td>
			<td>3M</td>
			<td>1626</td>
			<td>transparent film wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline Petrolatum Gauze 3&#8221; x 8&#8221;&#160;</td>
			<td>Kendall</td>
			<td>414600</td>
			<td>wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Violet 510 Ghost Dye&#160;</td>
			<td>Tonbo Biosciences</td>
			<td>13-0870-T100</td>
			<td>Flow cytometry analysis: Viability dye</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

xenograft skin model to manipulate human immune responses in vivo

Le modèle de xénogreffe de peau humaine, dans lequel la peau d’un donneur humain est transplantée sur un hôte souris immunodéficient, est une option importante pour la recherche translationnelle en immunologie de la peau. La peau murine et la peau humaine diffèrent considérablement dans l’anatomie et la composition des cellules immunitaires. Par conséquent, les modèles murins traditionnels ont des limites pour la recherche dermatologique et la découverte de médicaments. Cependant, les xénotransplantations réussies sont techniquement difficiles et nécessitent une préparation optimale du site de greffe et du greffon de souris pour la survie du greffon et de l’hôte. Le présent protocole fournit une technique optimisée pour la transplantation de peau humaine sur des souris et discute des considérations nécessaires pour les objectifs expérimentaux en aval. Ce rapport décrit la préparation appropriée d’un échantillon de peau de donneur humain, l’assemblage d’une installation chirurgicale, la préparation de souris et de sites chirurgicaux, la transplantation de peau et la surveillance post-chirurgicale. L’adhésion à ces méthodes permet le maintien des xénogreffes pendant plus de 6 semaines après la chirurgie. Les techniques décrites ci-dessous permettent une efficacité maximale de greffage grâce au développement de contrôles techniques, de techniques stériles et de conditionnement pré et post-chirurgical. La performance appropriée du modèle de xénogreffe permet d’obtenir des échantillons de greffe de peau humaine à longue durée de vie pour la caractérisation expérimentale de la peau humaine et les essais précliniques de composés in vivo.

Des xénogreffes de peau humaine ont été effectuées sur des souris NSG à l’intérieur d’une animalerie super-barrière. Le succès a été défini par la survie prolongée du greffon et de la souris et la santé comportementale des souris après la greffe. Une faible survie au cours de la semaine suivant la chirurgie a d’abord été observée comme le plus grand obstacle au succès expérimental, avec jusqu’à 50% des souris nécessitant une euthanasie. L’amélioration de la technique stérile et un meilleu...

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Xenograft Skin Model to Manipulate Human Immune Responses In Vivo

Le présent protocole décrit comment greffer de la peau humaine sur des souris non obèses diabétiques (NOD)-SCID à récepteur de la chaîne gamma (NSG) diabétiques (NOD). Une description détaillée de la préparation de la peau humaine pour la transplantation, de la préparation des souris pour la transplantation, de la transplantation de la peau humaine d’épaisseur fendue et de la procédure de récupération post-transplantation est incluse dans le rapport.

Modèle de peau de xénogreffe pour manipuler les réponses immunitaires humaines in vivo

The human skin xenograft model, in which human donor skin is transplanted onto an immunodeficient mouse host, is an important option for translational ...

Nous décrivons les techniques nécessaires pour le modèle de greffe de peau de xénogreffe humaine, un outil important pour la manipulation des voies immunitaires et non immunitaires dans les tissus humains in vivo. Cette technique récapitule mieux la physiologie de la peau humaine que les méthodes in vitro, permettant une manipulation expérimentale préclinique in vivo. Les greffes de peau de xénogreffe peuvent être utilisées pour les tests précliniques de composés ciblant l’inflammation de la peau humaine in vivo.Bander les souris peut être particulièrement difficile, nous vous conseillons donc de pratiquer le processus de bandage sur des souris anesthésiées saines avant d’effectuer des chirurgies. Pour commencer, préparez-vous à dermatomater l’échantillon de peau humaine dans une hotte de culture tissulaire à pression négative stérilisée sur une planche de dissection stérilisée. Placez l’échantillon de peau avec le côté épiderme vers le haut sur la planche de dissection et essuyez l’épiderme avec un tampon de préparation à l’alcool stérile suivi de PBS.Utilisez maintenant une broche en T disséquant de 1,5 pouce pour fixer le bord le plus proche de la peau. Ensuite, dermatome l’échantillon de peau à 400 micromètres d’épaisseur et appliquez une pression constante tout en coupant vers l’avant à un angle de 30 à 45 degrés. Placez une gaze stérile imbibée de PBS stérile au fond de la boîte de Petri et placez la peau avec l’épiderme vers le haut sur la gaze humide.Scellez et couvrez les bords de la plaque avec un film d’étanchéité semi-transparent pour vous assurer que l’échantillon n’est pas contaminé et conservez l’échantillon à quatre degrés Celsius avant la greffe. Préparez les instruments stériles et la station chirurgicale pour la greffe et utilisez des serviettes en papier autoclavées comme surfaces stériles pour le placement des instruments et des souris. Après l’induction de l’anesthésie, transférez la souris sur un coussin chauffant ou une autre source de chaleur et administrez la pommade ophtalmique en tamponnant une petite goutte de pommade sur l’œil avec un doigt ganté.Pincez la peau et injectez des analgésiques par voie sous-cutanée à un angle parallèle au corps. Après avoir soulevé la souris par la queue, exposez l’abdomen et injectez 100 microgrammes par 100 microlitres d’anti-Gr1 par voie intrapéritonéale à un angle de 30 degrés à l’aide d’une seringue à insuline d’un millilitre. Ensuite, utilisez des tondeuses électriques sans danger pour les animaux pour raser les parties médiane et supérieure de la face dorsale de la souris.Après avoir nettoyé tous les poils, appliquez une quantité généreuse de pommade épilatoire sur la peau rasée. Attendez 30 secondes à une minute, puis essuyez complètement la pommade épilatoire avec une serviette en papier et du PBS. Après avoir transféré la souris au poste chirurgical, stérilisez la zone chirurgicale et placez une pellicule plastique stérile sur la souris.Découpez une fenêtre dans le plastique légèrement plus grande que la taille de la zone à greffer. Tenez fermement la peau du donneur en place avec le dos de la pince et coupez une partie rectangulaire de 10 millimètres sur 10 millimètres de peau de donneur à greffer le long de la pince avec un scalpel. Retirez la peau du corps pour éviter de couper profondément dans le fascia.Pour créer un lit de greffe, coupez une zone rectangulaire de peau de souris correspondant à la taille de la pièce de peau du donneur. Placez ensuite le morceau de peau du donneur avec le côté épiderme vers le haut sur le lit de greffe préparé. À l’aide de l’arrière de la pince, manipulez la peau en glissant d’avant en arrière jusqu’à ce que la peau du donneur repose complètement à plat contre le lit de greffe.Ajouter des gouttes adhésives de tissu de colle chirurgicale là où la peau du donneur rencontre la peau de la souris et maintenir la peau de la souris et du donneur ensemble avec une pince pendant une à deux secondes afin que la colle adhère aux tissus. Scellez complètement le bord du greffon et laissez la colle sécher complètement. Ensuite, coupez la gaze de vaseline suffisamment grande pour couvrir complètement la zone de greffe.Couvrir la greffe avec la gaze de vaseline et appuyer légèrement la gaze contre la peau à l’aide d’une pince. Coupez une bande d’un pansement transparent dans le sens de la longueur afin que la largeur soit assez grande pour couvrir la blessure de la souris. Appuyez fermement sur le pansement de film transparent avec le côté adhésif vers le bas sur la gaze.Faites rouler rapidement la souris pour enrouler complètement le pansement autour du torse, en vous assurant qu’il s’adapte bien sans entraver la respiration et que tous les membres sont libres de mouvement. Après avoir placé la souris dans une cage de récupération, surveillez-la jusqu’à ce qu’elle soit alerte et qu’elle se déplace. Fournir une source de chaleur sur la partie de la cage pendant au moins 15 minutes après la récupération.L’analyse des greffons 10 à 21 jours après la greffe a montré que le greffon restait adhérent sur les bords où la peau du donneur rencontre la peau de la souris et que le greffon restait plus épais et plus enflammé que la peau humaine saine. L’analyse par cytométrie de flux a révélé la présence soutenue de cellules immunitaires humaines dans la plupart des greffons, mais le nombre variait entre les xénogreffes. La greffe réussie a maintenu les cellules immunitaires humaines.Cependant, malgré l’adhérence continue et la survie des tissus du donneur, les greffes qui n’ont pas réussi à maintenir les cellules immunitaires humaines sont considérées comme infructueuses. L’analyse des coupes colorées à l’hématoxyline et à l’éosine du greffon après 35 jours a montré un épiderme intact et le derme est modérément cellulaire composé de fibroblastes ovales dodus avec cytoplasme syncytial pâle et lymphocytes dispersés. L’analyse de la greffe après 50 jours a montré des résultats similaires avec un épiderme intact et le derme contenant des fibroblastes ovales et un dépôt de matrice extracellulaire légèrement amélioré.Le succès des xénogreffes de peau repose sur la préparation appropriée d’échantillons de peau, la suppression des réponses immunitaires neutrophiles de souris par administration d’anti-Gr1, l’adhésion aux méthodes de chirurgie aseptique des rongeurs et le bandage sécurisé des souris. Le modèle de greffe de peau de xénogreffe humaine permet aux chercheurs d’étudier les réponses immunitaires humaines dans l’organe intact in vivo, offrant ainsi une nouvelle voie pour la recherche translationnelle.

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