Name: large-scale gravitaxis assay of caenorhabditis dauer larvae
Uploaded: 2022-05-31T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Large-Scale Gravitaxis Assay of Caenorhabditis Dauer Larvae at JoVE.com

Diese Forschung wurde durch Forschungsstipendien der National Institutes of Health an JHR unterstützt (#R01 5R01HD081266 und #R01GM141493). Einige Stämme wurden vom CGC bereitgestellt, das vom NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440) finanziert wird. Wir danken Pradeep Joshi (UCSB) für seinen redaktionellen Beitrag. Statistische Konsultation durch das UCSB DATALAB.

Die in der vorliegenden Studie verwendeten Stämme sind C. elegans (N2) und C. briggsae (AF16) (siehe Materialtabelle). Für jeden Assay wurde eine gemischtgeschlechtliche Population von Dauers verwendet.
1. Vorbereitung der Kammer
<ol><li>Arbeiten Sie in einem Abzug. Richten Sie den Arbeitsbereich mit einem Bunsenbrenner, 1-2 Rasierklingen, einer Zange, einer Pinzette und einer Kunststoffschneidefläche ein (siehe Materialtabelle</...

<ol>
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Vergleich mit bisherigen Methoden Im Gegensatz zur Chemotaxis kann die Gravitaxie bei Caenorhabditis nicht zuverlässig mit einem traditionellen Agarplatten-Versuchsdesign beobachtet werden. Eine Standard-Petrischale hat einen Durchmesser von 150 mm, so dass nur 75 mm in beide Richtungen für Dauers zur Verfügung stehen, um die Gravitaxispräferenz zu demonstrieren. Obwohl die Orientierungspräferenz von C. elegans in Lösung12 untersucht werden kann, hat die...

Die Anziehungskraft der Erde zu spüren, ist entscheidend für die Orientierung, Bewegung, Koordination und das Gleichgewicht vieler Organismen. Die molekularen Mechanismen und Neuroschaltkreise der Schwerkraftempfindung sind jedoch im Vergleich zu anderen Sinnen kaum verstanden. Bei Tieren interagiert die Schwerkraftempfindung mit anderen Reizen und kann von ihnen übertroffen werden, um das Verhalten zu beeinflussen. Visuelle Hinweise, propriozeptives Feedback und vestibuläre Informationen können integriert werden, um ein Gefühl des Körperbewusstseins in Bezug auf die Umgebung eines Tieres zu erzeugen 1,2. Umgekehrt kann die gravitaktische Präferenz in Gegenwart anderer Reize verändert werden 3,4,5. Daher ist gravitaktisches Verhalten ideal, um die Schwerkraftempfindung zu untersuchen und die komplexe sensorische Integration und Entscheidungsfindung des Nervensystems zu verstehen.
C. elegans ist aufgrund seines polyphenischen Lebenszyklus ein besonders nützlicher Modellorganismus für die Untersuchung der Gravitaxie. Wenn sie während der Entwicklung Stressoren wie Hitze, Überfüllung oder Nahrungsmangel ausgesetzt sind, entwickeln sich C. elegans-Larven zu Dauern, die sehr stressresistent sind6. Als Dauern zeigen Würmer charakteristische Verhaltensweisen wie die Nickung, bei denen Würmer auf ihren Schwänzen "stehen" und mit dem Kopf wedeln, was die Ausbreitung in bessere Lebensräume erleichtern kann7. Gravitaxis-Assays von C. elegans und C. japonica deuten darauf hin, dass Dauerlarven negativ gravitax sind, und dass dieses Verhalten bei Dauertieren leichter beobachtet wird als bei Erwachsenen 8,9. Das Testen der Gravitaxie in anderen Caenorhabditis-Stämmen kann natürliche Variationen im gravitaktischen Verhalten aufdecken.
Mechanismen für die Schwerkraftempfindung wurden in Euglena, Drosophila, Ciona und verschiedenen anderen Spezies unter Verwendung der Gravitaxis-Assays 3,10,11 charakterisiert. In der Zwischenzeit lieferten Gravitaxisstudien bei Caenorhabditis zunächst gemischte Ergebnisse. Eine Studie der Orientierungspräferenz von C. elegans ergab, dass sich Würmer mit gesenktem Kopf in Lösung orientieren, was auf eine positive gravitaktische Präferenz hindeutet12. Obwohl C. japonica dauers früh als negativ gravitaktisch identifiziertwurden 8, wurde dieses Verhalten erst kürzlich in C. elegans9 beschrieben. Bei der Entwicklung eines repräsentativen Gravitaxis-Assays bei Würmern ergeben sich mehrere Herausforderungen. Caenorhabditis-Stämme werden auf Agarplatten gehalten; Aus diesem Grund verwenden Verhaltensassays typischerweise Agarplatten als Teil ihres experimentellen Designs13,14,15. Der früheste berichtete Gravitaxis-Assay bei Caenorhabditis wurde durchgeführt, indem eine Platte in einem 90°-Winkel zur horizontalen Kontrollplatte8 auf die Seite gestellt wurde. Das Gravitaxisverhalten ist unter diesen Bedingungen jedoch nicht immer robust. Während erwachsene Würmer in Lösung12 auf Orientierungspräferenz untersucht werden können, kann diese Richtungspräferenz auch kontextabhängig sein, was zu unterschiedlichen Verhaltensweisen führt, wenn die Würmer eher krabbeln als schwimmen. Darüber hinaus reagiert C. elegans empfindlich auf andere Reize, einschließlich Licht und elektromagnetische Felder16,17, die ihre Reaktionen auf die Schwerkraftstören 9. Daher ist ein aktualisierter Gravitaxis-Assay, der gegen andere Umweltvariablen abschirmt, wichtig, um die Mechanismen dieses sensorischen Prozesses zu analysieren.
Im vorliegenden Protokoll wird ein Assay zur Beobachtung von Caenorhabditis gravitaxis beschrieben. Der Aufbau für diese Studie basiert zum Teil auf einer Methode, die zur Untersuchung der neuromuskulären Integrität entwickelt wurde18,19. Dauerlarven werden mit Standardverfahrenkultiviert und isoliert 20. Sie werden dann in Kammern aus zwei mit Agar gefüllten 5-ml-serologischen Pipetten injiziert. Diese Kammern können vertikal oder horizontal ausgerichtet und für 12-24 h in einem dunklen Faradayschen Käfig platziert werden, um sich vor Licht und elektromagnetischen Feldern abzuschirmen. Die Position jedes Wurms in den Kammern wird aufgezeichnet und mit den vertikalen Taxis eines Referenzstamms wie C. elegans N2 verglichen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>1% Sodium Dodecyl Sulfate solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>From stock 10% (w/v) SDS in DI water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 mL Centrifuge tubes</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>14-959-53A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mm Hex key</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Other similar sized metal tools may be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% Agar in Normal Growth Medium (NGM) - 1 L</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Prior to autoclaving: 3 g NaCl, 40 g Agar, 2.5 g Peptone, 2 g Dextrose, 10 mL Uracil (2 mg/mL), 500 &#956;L Cholesterol (10 mg/mL), 1 mL CaCl2, 962 mL DI water; After autoclaving: 24.5 mL Phosphate Buffer, 1 mL 1 MgSO4 (1 M), 1 mL Streptomycin (200 mg/mL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL Serological pipettes</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>S68228C</td>
			<td>Polystyrene, not borosilicate glass</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60% Cold sucrose solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>60% sucrose (w/v) in DI water; sterilize by filtration (0.45 &#956;m filter). Keep at 4 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF16 C. briggsae or other experimental strain</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Available from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bunsen burner</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cling-wrap</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-305654</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clinical centrifuge</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable razor blades</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday cage</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Can be constructed using cardboard and aluminum foil; 30&#34; L x 6&#34; W x 26&#34; H or larger</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ink markers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Sharpie or other brand for marking on plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labeling tape</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>215620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>M9 buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>22 mM KH2PO4, 42 mM Na2HPO4, 86 mM NaCl</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N2 C. elegans strain</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Available from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NGM plates with OP50</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.7% (w/v) agar in NGM (see description: 4% agar in NGM). Seed with OP50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin film</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>13-374-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic cutting board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pliers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotating vertical mixer</td>
			<td>BTLab SYSTEMS</td>
			<td>BT913</td>
			<td>With 22 x 15 mL tube bar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Serological pipettor</td>
			<td>Corning</td>
			<td>357469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Laxco</td>
			<td>S2103LS100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tally counter</td>
			<td>ULINE</td>
			<td>H-7350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thick NGM/agar plate media - 1 L</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>See 4% Agar in NGM recipe; replace 40 g Agar with 20 g Agar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

large-scale gravitaxis assay of caenorhabditis dauer larvae

Die Schwerkraftempfindung ist ein wichtiger und relativ wenig untersuchter Prozess. Die Erfassung der Schwerkraft ermöglicht es den Tieren, in ihrer Umgebung zu navigieren und erleichtert die Bewegung. Darüber hinaus ist die Schwerkraftempfindung, die im Innenohr von Säugetieren auftritt, eng mit dem Hören verbunden - daher hat das Verständnis dieses Prozesses Auswirkungen auf die auditive und vestibuläre Forschung. Gravitaxis Assays existieren für einige Modellorganismen, einschließlich Drosophila. Einzelne Würmer wurden zuvor auf ihre Orientierungspräferenz untersucht, wenn sie sich in Lösung niederlassen. Ein zuverlässiger und robuster Assay für Caenorhabditis gravitaxis wurde jedoch nicht beschrieben. Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Durchführung von Gravitaxis-Assays, mit dem Hunderte von Caenorhabditis-Stadien gleichzeitig getestet werden können. Dieser groß angelegte Langstrecken-Assay ermöglicht eine detaillierte Datenerfassung und zeigt Phänotypen auf, die bei einem Standard-Plattentest möglicherweise übersehen werden. Die Dauerbewegung entlang der vertikalen Achse wird mit horizontalen Steuerungen verglichen, um sicherzustellen, dass die Richtungsvorspannung auf die Schwerkraft zurückzuführen ist. Die gravitaktische Präferenz kann dann zwischen Stämmen oder experimentellen Bedingungen verglichen werden. Diese Methode kann molekulare, zelluläre und Umweltanforderungen für die Gravitaxie in Würmern bestimmen.

Vergleich der Gravitaxie zwischen Arten Nach dem oben beschriebenen Verfahren kann C. briggsae dauer gravitaxis mit C. elegans gravitaxis und horizontalen Kontrollen verglichen werden. Die vertikale Verteilung (kastanienbraun) von C. briggsae dauers ist zu den Oberseiten der Kammern hin verzerrt, wobei ein großer Prozentsatz von Würmern +7 erreicht (Abbildung 2A). Im Gegensatz zu horizontalen Kontrollen (Aqua), bei denen die Dauern in einer an...

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Large-Scale Gravitaxis Assay of Caenorhabditis Dauer Larvae

Das vorliegende Protokoll beschreibt Methoden zur Durchführung eines groß angelegten Gravitaxis-Assays mit Caenorhabditis dauerlarven. Dieses Protokoll ermöglicht eine bessere Detektion des Gravitaxisverhaltens im Vergleich zu einem plattenbasierten Assay.

Großangelegter Gravitaxis-Assay von Caenorhabditis dauer-Larven

Gravity sensation is an important and relatively understudied process. Sensing gravity enables animals to navigate their surroundings and facilitates ...

Mit diesem Hochdurchsatz-Assay kann ein robustes gravitaktisches Verhalten in Caenorhabditis dauerlarven beobachtet werden. Das Verhalten von Würmern wird über große Entfernungen beobachtet, verglichen mit Assays, die an einer Petrischale durchgeführt werden. Dies erhöht die Empfindlichkeit des Assays und ermöglicht eine detaillierte Datenanalyse.Die Untersuchung des Gravitaxisverhaltens kann Aufschluss darüber geben, wie die Schwerkraftempfindung bei Caenorhabditis auftritt, was für das Verständnis des vestibulären Systems von Säugetieren relevant ist. Das Erstellen der Gravitaxis-Assay-Kammern, das Isolieren von Dauers und das Injizieren der Würmer in die Kammern erfordert Übung. Sie können Zeit sparen, indem Sie die Behälter isolieren und die Kammern einen Tag im Voraus erstellen.Beginnen Sie mit der Einrichtung eines Bunsenbrenners, ein bis zwei Rasierklingen, einer Zange, einer Pinzette und einer Kunststoffschneidefläche sowie einer Abzugshaube. Um eine Kammer zu bilden, sammeln Sie zwei serologische 5-Milliliter-Pipetten und entfernen Sie mit einer Pinzette den Baumwollpfropfen von einer Pipette. Halten Sie eine Rasierklinge mit einer Zange über den Bunsenbrenner, bis sie heiß ist.Verwenden Sie die beheizte Klinge, um das konische Ende der zweiten Pipette abzuschneiden, so dass die gesamte Pipette einen einheitlichen Durchmesser hat. Bringen Sie nun die beiden modifizierten Pipettenenden schnell in die Nähe der Flamme und schmelzen Sie sie leicht. Verbinden Sie diese Enden, indem Sie sie fest zusammendrücken, um sicherzustellen, dass die Wände beider Pipetten durchgehend sind.Wenn nach dem Fügen Lücken sichtbar sind, brechen Sie diese auseinander und wiederholen Sie diesen Schritt. Bereiten Sie NGM mit 4% Agar nach Standard-Wurmverfahren vor und füllen Sie jede Kammer, indem Sie sie an einen serologischen Pipetter legen, während der Agar noch geschmolzen ist. Um Schwankungen in der Konsistenz des Agars aufgrund ungleichmäßiger Abkühlung zu minimieren, halten Sie den Pipter parallel zur Tischplatte, während Sie den Agar aufziehen.Ziehen Sie dann langsam die Lösung und verschließen Sie die Spitze mit Parafilm, bevor Sie die Kammer aus dem Pipter entfernen. Legen Sie die Kammer flach, um abzukühlen, und lassen Sie den Agar aushärten, bevor Sie sich bewegen. Nach dem Abkühlen erhitzen Sie einen Drei-Millimeter-Inbusschlüssel über einem Bunsenbrenner und erzeugen Sie eine kleine Kunststofföffnung, indem Sie ihn fest in die Wand jeder Kammer drücken, etwa fünf Millimeter zu einer Seite der Mittellinie.Als nächstes verwenden Sie eine beheizte Klinge, um die Baumwolle und die konischen Enden der Kammer zu entfernen und die Enden mit Paraffinfolie zu versiegeln. 10 bis 15 Tage vor dem Experiment jeden Stamm auf zwei bis drei große NGM-Platten mit OP50-Bakterien aufteilen und den Paraffinfilm einwickeln. Sammeln Sie Würmer, indem Sie die Deckel und Platten mit M9 Buffer spülen und die Lösung in 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen pipettieren.Pelletieren Sie die Würmer, indem Sie sie bei 1600 x G für 30 bis 60 Sekunden bei Raumtemperatur drehen und den größten Teil des M9-Puffers mit einer Pipette oder einem Vakuumsauger absaugen. Fügen Sie sieben Milliliter 1% Natriumdodecylsulfatlösung zu jedem Wurmpellet hinzu und lassen Sie die Würmer 30 Minuten darin stehen. Um eine Belüftung zu ermöglichen, drehen Sie die Rohre während dieser Zeit kontinuierlich.Entfernen Sie dann das Reinigungsmittel, indem Sie es drei- bis fünfmal mit M9 abspülen. Nach Zugabe von fünf Milliliter M9 fügen Sie fünf Milliliter kaltgefilterte 60% ige Saccharoselösung hinzu. Mischen Sie gründlich und erzeugen Sie einen Trenngradienten durch Zentrifugieren bei 1600 x G für fünf Minuten bei Raumtemperatur. Füllen Sie neue 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen mit zwei Milliliter M9-Puffer.Zerkleinern Sie nun die Enden der Pasteur-Pipetten aus Glas, um die Bohrung zu erweitern. Und verwenden Sie diese Pipetten, um die oberste Schicht der Lösung vom Saccharosegradienten auf die neuen Röhrchen zu übertragen. Spülen Sie die Dauern drei- bis fünfmal mit M9 Buffer ab.Die Zentrifuge konzentriert sich fünf Minuten bei Raumtemperatur auf 1600 x G und saugt den größten Teil der M9-Lösung mit einer Pipette oder einem Vakuumsauger ab. Als nächstes schätzen Sie die Wurmdichte, indem Sie die Anzahl der Würmer in drei separaten 1-Mikroliter-Tröpfchen unter einem Seziermikroskop manuell zählen und den Durchschnitt dieser Zählungen verwenden, um die Anzahl der Würmer pro Mikroliter anzunähern. Erweitern Sie nun die Spitzenbohrung, indem Sie das Ende von 10-, 20- oder 200-Mikroliter-Pipettenspitzen abschneiden.Stellen Sie die Mikropipette auf ein etwas größeres Volumen als das vorgesehene Aspirationsvolumen ein. Saugen Sie etwa 1 bis 2 Mikroliter der konzentrierten Schneckenlösung ab und lassen Sie eine kleine Menge Luft in die Spitze eindringen. Drücken Sie die Pipettenspitze vorsichtig in den Agar, während Sie die Mikropipette drücken.Dadurch entsteht eine Injektionsstelle, ohne die Spitze zu verstopfen. Lassen Sie die Würmer in den Agar und verwenden Sie Paraffinfolie, um die Öffnung zu versiegeln. Um so viele Variablen wie möglich zu eliminieren, sobald die Kammern in einem dunklen Faradayschen Käfig bei Raumtemperatur platziert sind, beschriften Sie jede Kammer und hängen Sie sie vertikal in den Faradayschen Käfig.Testen Sie horizontale Steuerungen gleichzeitig, indem Sie einige Kammern flach unter den gleichen Umgebungsbedingungen verlegen. Verwenden Sie dann die vertikal orientierten N2-Würmer als Positivkontrolle und horizontal ausgerichtete Kammern mit N2-Dauern als zusätzliche Negativkontrolle gegen die experimentellen Stämme. Nach einigen Stunden beginnen sich die Dauerwürmer von der Startstelle aus zu zerstreuen und brauchen mehrere Stunden, um beide Enden der Kammer zu erreichen.Lassen Sie die Kammern während dieser Zeit ungestört und erzielen Sie innerhalb von 12 bis 24 Stunden nach der Injektion. Als nächstes entfernen Sie die Kammern nacheinander und bewerten die Gravitaxie, indem Sie unter einem Seziermikroskop nach lebenden Dauern suchen und ihre Positionen mit Tinte markieren. Schneiden Sie keine Würmer innerhalb von 2,5 Zentimetern zu beiden Seiten der Injektionsstelle, da diese Würmer wahrscheinlich keine Richtungspräferenz zeigen.Vermeiden Sie auch das Sammeln von Würmern, die tot erscheinen oder in der Flüssigkeit gefangen sind, und werfen Sie alle Kammern weg, die mehr als 50% tote oder schwimmende Würmer enthalten. Um die Ergebnisse zu quantifizieren, verwenden Sie einen Marker, um jede Hälfte der Kammer in sieben 3,5 Zentimeter zu teilen, beginnend 2,5 Zentimeter von der Injektionsstelle entfernt. Verwenden Sie einen manuellen Zähler, um die Anzahl der in jedem Abschnitt beobachteten Würmer zu ermitteln.Bei Caenorhabditis briggsae zeigte ein großer Prozentsatz der Dauerwürmer eine Migration in Richtung der Oberseite der Kammern. Die horizontalen Kontrollen zeigten jedoch eine Verteilung um die Mitte der Kammern, was auf ein negatives gravitaktisches Verhalten hindeutet. Auch die vertikalen Verteilungen von Caenorhabditis briggsae und Caenorhabditis elegans zeigten keinen Unterschied, was darauf hindeutet, dass Caenorhabditis briggsae dauers ein negatives Gravitaxisverhalten ähnlich wie Caenorhabditis elegans dauers zeigt.Paralytika wie Natriumazid werden in diesem Protokoll nicht verwendet. Daher ist es wichtig, die Gravitaxiskammern zu ritzen, sobald sie aus dem Faradayschen Käfig entfernt werden. Dieser Assay führte zur Entdeckung eines negativen Gravitaxisverhaltens bei c.elegans.Durch das Testen mehrerer mutierter Stämme wurden auch genetische und neuronale Anforderungen an die Gravitaxie bei Würmern aufgedeckt.

Research

JoVE Journal

Behavior

Large-Scale Gravitaxis Assay of Caenorhabditis Dauer Larvae

Asymmetric Walkway: A Novel Behavioral Assay for Studying Asymmetric Locomotion

Asymmetrische Walkway: Roman Behavioral Assay zur Untersuchung Asymmetrische Locomotion

Behavioral assays are commonly used for the assessment of sensorimotor impairment in the central nervous system (CNS). The most sophisticated methods for ...

Forschung

Verhalten

Automated Analysis of a Nematode Population-based Chemosensory Preference Assay

Automatisierte Analyse eines Nematoden-Populations-basierten Chemosensorischen Präferenzassays

The nematode, Caenorhabditis elegans' compact nervous system of only 302 neurons underlies a diverse repertoire of behaviors. To facilitate the dissection ...

Profiling Anti-Neu5Gc IgG in Human Sera with a Sialoglycan Microarray Assay

Profiling Anti-Neu5Gc IgG in menschlichen Seren mit einem Sialoglycan-Microarray-Assay

Cells are covered with a cloak of carbohydrate chains (glycans) that is commonly altered in cancer and that includes variations in sialic acid (Sia) ...

A Simple and Low-cost Assay for Measuring Ambulation in Mouse Models of Muscular Dystrophy

Eine einfache und kostengünstige Test zur Messung der Gehfähigkeit in Mausmodellen der Muskeldystrophie

Measuring functional outcomes in the treatment of muscular dystrophy is an essential aspect of preclinical testing. The assessment of voluntary ambulation ...

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

Ein Graben/Tunneling Test zur Erkennung von Hypoxie in Drosophila Melanogaster Larven

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen ...

Swimming Induced Paralysis to Assess Dopamine Signaling in Caenorhabditis elegans

Swimming Induced Paralysis to Assess Dopamine Signaling in Caenorhabditis elegans

Schwimmen induzierte Paralyse zu beurteilen Dopamin Signalisierung in Caenorhabditis elegans

The swimming assay described in this protocol is a valid tool to identify proteins regulating the dopaminergic synapses. Similar to mammals, dopamine (DA) ...

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Kalziumbildgebung bei frei verhaltender Caenorhabditis elegans mit gut kontrollierter, nicht lokalisierter Schwingung

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. ...

An Improved Assay and Tools for Measuring Mechanical Nociception in Drosophila Larvae

An Improved Assay and Tools for Measuring Mechanical Nociception in Drosophila Larvae

Ein verbesserter Assay und Werkzeuge zur Messung der mechanischen Nociception in Drosophila Larven

Published assays for mechanical nociception in Drosophila have led to variable assessments of behavior. Here, we fabricated, for use with Drosophila ...

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Vergleichende Analyse experimenteller Methoden zur Quantifizierung der Tieraktivität bei Caenorhabditis elegans Modellen der mitochondrialen Erkrankung

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...