Name: high-resolution cardiac positron emission tomography/computed tomography for small animals
Uploaded: 2022-12-16T13:00:00
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Cette recherche a été soutenue en partie par le projet « gutmom » JPI-HDHL-INTIMIC : Obésité maternelle et dysfonctionnement cognitif chez la progéniture : rôle cause-effet du GUT MicrobiOMe et prévention diététique précoce (projet no. INTIMIC-085, décret universitaire et de recherche n° 946/2019 du ministère italien de l’Éducation, de l’Université et de la Recherche).

Les expérimentations sur les animaux ont été réalisées conformément aux recommandations du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des Directives internationales sur la manipulation des animaux de laboratoire, exigées par la directive européenne (directive 86/609/CEE de 1986 et directive 2010/63/UE) et les lois italiennes (D.Lgs. 26/2014).
1. Configuration des protocoles d’imagerie TEP/TDM et du flux de travail
REMAR...

Le protocole présenté dans cet article se concentre sur une procédure expérimentale typique pour la recherche cardiovasculaire translationnelle sur de petits modèles animaux de lésions cardiaques en utilisant l’imagerie TEP/TDM à haute résolution. Les résultats présentés sont révélateurs de la valeur quantitative et qualitative élevée des images TEP et Ciné-CT, fournissant des informations fonctionnelles et structurelles de l’ensemble du cœur concernant son métabolisme du glucose, sa forme et la dyn...

Les modèles de petits animaux sont extrêmement importants pour faire progresser la compréhension des maladies cardiovasculaires 1,2. Les outils d’imagerie diagnostique non invasifs ont révolutionné la façon dont nous envisageons la fonction cardiaque au cours des dernières décennies, tant dans les milieux cliniques que précliniques. En ce qui concerne les modèles de maladies cardiaques chez les petits animaux, des outils d’imagerie spécifiques ont été développés avec une très haute résolution spatio-temporelle. Ainsi, de tels instruments peuvent répondre au besoin de quantification précise des paramètres métaboliques et cinétiques du myocarde pertinents sur les cœurs très petits et très rapides de souris et de rats dans des modèles de maladies spécifiques, tels que l’insuffisance cardiaque (IC)3 ou l’infarctus du myocarde (IM)4. Plusieurs modalités sont disponibles à cet effet, chacune avec ses propres forces et faiblesses. L’imagerie par ultrasons (US) est la modalité la plus utilisée en raison de sa grande flexibilité, de sa très haute résolution temporelle et de son coût relativement faible. L’adoption de l’imagerie cardiaque américaine chez les petits animaux a considérablement augmenté depuis l’avènement des systèmes utilisant des sondes à ultra-haute fréquence5,6, avec des résolutions spatiales inférieures à 50 μm.
L’un des principaux inconvénients de l’US pour l’imagerie cardiaque entièrement 3D est la nécessité de balayages linéaires le long de l’axe cardiaque en montant la sonde sur une platine de translation motorisée pour créer une pile complète d’images dynamiques en mode B de l’ensemble du cœur7. Finalement, cette procédure donne lieu (après enregistrement spatial et temporel précis des images acquises dans chaque position de sonde) à une image 4D avec des résolutions spatiales différentes entre les directions dans le plan et hors plan. Le même problème de résolution spatiale non uniforme se produit dans l’IRM cardiaque (RMC),8 qui représente toujours l’étalon-or dans l’imagerie fonctionnelle du cœur. L’imagerie 3D isotrope réelle peut être obtenue à l’aide de la tomodensitométrie (TDM) et de la tomographie par émission de positons (TEP)9. Le PET fournit un outil très sensible en termes de signal d’image par quantité de sonde injectée (dans la gamme nanomolaire), même s’il souffre d’une résolution spatiale réduite par rapport à CT, MR ou US. Le principal avantage de la TEP est sa capacité à afficher les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à la physiopathologie de l’organe. Par exemple, une TEP après l’injection de [18F]FDG permet la reconstruction d’une carte 3D du métabolisme du glucose dans le corps. En combinant cela avec l’acquisition de données dynamiques (c’est-à-dire résolues dans le temps), la modélisation cinétique du traceur peut être utilisée pour calculer des cartes paramétriques des taux métaboliques d’absorption du glucose (MRGlu), qui fourniront des informations importantes sur la viabilité du myocarde10.
La TDM nécessite des volumes importants d’agents de contraste externes (AC) à des concentrations élevées (jusqu’à 400 mg d’iode par mL) pour fournir une amélioration mesurable des composants tissulaires pertinents (p. ex. sang vs muscle), mais elle excelle dans la résolution spatiale et temporelle, en particulier lors de l’utilisation de micro-tomodensitomètres de pointe conçus pour l’imagerie des petits animaux. 11 Un modèle typique de maladie dans lequel la TEP/TDM cardiaque peut être appliquée est l’évaluation expérimentale de l’infarctus du myocarde et de l’insuffisance cardiaque et de la réponse connexe au traitement. Une façon courante d’induire l’IM chez les petits animaux consiste à procéder à une ligature chirurgicale de l’artère coronaire descendante antérieure gauche (DAL)12,13, puis à évaluer longitudinalement la progression de la maladie et le remodelage cardiaque dans les jours suivants4. Néanmoins, l’évaluation morphofonctionnelle quantitative du cœur chez les petits animaux est largement applicable également à d’autres modèles de maladies, tels que l’évaluation de l’effet du vieillissement sur la fonction cardiaque14 ou l’expression altérée des récepteurs dans des modèles d’obésité15. Le protocole d’imagerie présenté n’est pas limité à un modèle de maladie donné et, par conséquent, pourrait présenter le plus grand intérêt dans plusieurs contextes de recherche préclinique sur de petits rongeurs.
Dans cet article, nous présentons un protocole expérimental du début à la fin pour l’imagerie cardiaque utilisant la TEP/TDM intégrée aux petits animaux. Même si le protocole présenté est conçu pour un scanner intégré bimodal spécifique, les parties TEP et CT de la procédure décrite pourraient être effectuées indépendamment sur des scanners distincts de différents fabricants. Dans le scanner TEP/TDM utilisé, la séquence des opérations est organisée dans un flux de travail préprogrammé. Les branches principales de chaque flux de travail sont un ou plusieurs protocoles d’acquisition ; Chaque protocole d’acquisition peut avoir une ou plusieurs branches pour des protocoles de prétraitement spécifiques, et à son tour, chaque protocole de prétraitement peut avoir une ou plusieurs branches pour des protocoles de reconstruction spécifiques. La préparation de l’animal sur le lit d’imagerie et la préparation des agents externes à injecter pendant les procédures d’imagerie sont décrites. Une fois la procédure d’acquisition d’images terminée, des exemples de procédures d’analyse quantitative d’images basées sur des outils logiciels couramment disponibles sont fournis. Le protocole principal est spécialement conçu pour les modèles de souris ; Même si la souris reste l’espèce la plus utilisée dans ce domaine, nous montrons également une adaptation du protocole pour l’imagerie du rat à la fin du protocole principal. Des résultats représentatifs sont présentés pour les souris et les rats, démontrant le type de résultat auquel on pourrait s’attendre avec les procédures décrites. Une discussion approfondie est faite à la fin de ce document pour souligner les avantages et les inconvénients de la technique, les points critiques, ainsi que la façon dont différents radiotraceurs TEP pourraient être utilisés sans presque aucune modification des étapes préparatoires et d’acquisition / reconstruction.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% sterile saline</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>0.9% sodium chloride for injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1025L Physiological Monitoring</td>
			<td>Small Animal Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Physiological monitoring system for small animal imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL syringes</td>
			<td>Artsana</td>
			<td></td>
			<td>Syringes with needle for injection of PET tracer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atomlab 500</td>
			<td>Else Nuclear</td>
			<td></td>
			<td>PET Dose calibrator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atrium software</td>
			<td>Inviscan</td>
			<td>Version 1.5.5</td>
			<td>PET/CT operating software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Butterfly catheters</td>
			<td>Delta Med</td>
			<td></td>
			<td>27.5 G needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carimas software</td>
			<td>Turku PET Center</td>
			<td>Version 2.10</td>
			<td>Image analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenestra VC</td>
			<td>Medilumine</td>
			<td></td>
			<td>Lipid emulsion iodinated contrast agent for small animals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Heat lamp with clamp and switch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringes</td>
			<td>Artsana</td>
			<td></td>
			<td>Syringes with needle for injection of CT CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iomeron 400 mgI/mL</td>
			<td>Bracco</td>
			<td></td>
			<td>Iomeprol, vascular contrast agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IRIS PET/CT</td>
			<td>Inviscan</td>
			<td></td>
			<td>PET/CT scanner for small animals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td></td>
			<td>Inhalation anesthetic, 250 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OneTouch Glucometer</td>
			<td>Johnson&#38;Johnson Medical</td>
			<td></td>
			<td>Glucose meter kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osirix MD software</td>
			<td>Pixmeo</td>
			<td>Version 11</td>
			<td>Image analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen</td>
			<td>Air liquide</td>
			<td></td>
			<td>Compressed gas</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rectal probe for 1025L</td>
			<td>Small Animal Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Rectal probe with cable for SAII 1025L systems</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Respiratory sensor for 1025L</td>
			<td>Small Animal Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Respiratory pillow with tubings for SAII 1025L systems</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TJ-3A syringe pump</td>
			<td>Longer</td>
			<td></td>
			<td>Motorized syringe pump for CT CA injection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-resolution cardiac positron emission tomography/computed tomography for small animals

La tomographie par émission de positons (TEP) et la tomodensitométrie (TDM) sont parmi les techniques d’imagerie diagnostique les plus utilisées, et les deux servent à comprendre la fonction cardiaque et le métabolisme. Dans la recherche préclinique, des scanners dédiés avec une sensibilité élevée et une résolution spatio-temporelle élevée sont utilisés, conçus pour faire face aux exigences technologiques exigeantes posées par la petite taille du cœur et la fréquence cardiaque très élevée des souris et des rats. Dans cet article, un protocole bimodal d’imagerie TEP/TDM cardiaque pour des modèles expérimentaux de maladies cardiaques chez la souris et/ou le rat est décrit, de la préparation animale et de l’acquisition et de la reconstruction d’images au traitement et à la visualisation d’images.
En particulier, le 18 fluorodésoxyglucose marqué F ([18F]FDG)-PET permet de mesurer et de visualiser le métabolisme du glucose dans les différents segments du ventricule gauche (VG). Les cartes polaires sont des outils pratiques pour afficher ces informations. La partie CT consiste en une reconstruction 3D résolue dans le temps de l’ensemble du cœur (4D-CT) à l’aide d’un déclenchement rétrospectif sans électrocardiographie (ECG), permettant l’évaluation morphofonctionnelle du VG et la quantification ultérieure des paramètres les plus importants de la fonction cardiaque, tels que la fraction d’éjection (FE) et le volume de l’AVC (SV). À l’aide d’un scanner TEP/TDM intégré, ce protocole peut être exécuté dans la même induction d’anesthésie sans qu’il soit nécessaire de repositionner l’animal entre différents scanners. Par conséquent, la TEP / TDM peut être considérée comme un outil complet pour l’évaluation morphofonctionnelle et métabolique du cœur dans plusieurs modèles animaux de maladies cardiaques.

Dans cette section, les résultats typiques sont présentés pour l’analyse TEP et CT suivant les procédures décrites jusqu’à présent. La figure 6 montre les résultats de la segmentation automatique du myocarde et de la cavité VG de la TEP [18F]FDG d’une souris témoin (saine) CD-1. Même si le ventricule droit n’est pas toujours visible dans les images reconstruites, les axes d’orientation basés sur l’en-tête DICOM peuvent être utilisés pour distinguer corre...

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High-Resolution Cardiac Positron Emission Tomography/Computed Tomography for Small Animals

Nous présentons ici un protocole d’imagerie expérimentale pour la quantification de la fonction cardiaque et de la morphologie à l’aide de la tomographie par émission de positons à haute résolution / tomodensitométrie pour les petits animaux. Les souris et les rats sont pris en compte, discutant des différentes exigences des agents de contraste par tomodensitométrie pour les deux espèces.

Tomographie cardiaque à émission de positons à haute résolution/tomodensitométrie pour petits animaux

Positron emission tomography (PET) and computed tomography (CT) are among the most employed diagnostic imaging techniques, and both serve in understanding ...

Le protocole TEP/TDM cardiaque présenté est utile pour obtenir des informations fonctionnelles et morphologiques dans une variété de modèles de maladies cardiaques chez les petits animaux. Les avantages de l’imagerie TEP/TDM par rapport à d’autres modalités d’imagerie préclinique incluent, sans toutefois s’y limiter, une sensibilité élevée et une résolution temporelle spatiale très élevée, ainsi que la robustesse car elle ne nécessite pas de positionnement manuel des sondes par les opérateurs. L’un des principaux modèles de maladie pouvant être étudié avec ce protocole est l’infarctus du myocarde.Cependant, d’autres maladies cardiométaboliques et la réponse au traitement peuvent être étudiées. Par exemple, notre groupe s’intéresse au rôle de l’obésité et du diabète sur le métabolisme et la fonction cardiaque. Les étapes incluses dans ce protocole peuvent être facilement suivies par des utilisateurs sans expérience.Cependant, certaines étapes telles que les canulations de la veine caudale et les prélèvements sanguins peuvent nécessiter une certaine formation et une certaine expérience pour être effectuées de manière reproductible. Federica La Rosa, chercheuse de notre laboratoire, Federico Granziera, doctorant de l’École des hautes études Sant’Anna, et Domiziana Terlizzi, médecin vétérinaire de la Fondazione Toscana Gabriele Monasterio, feront la démonstration de la procédure. Pour commencer, placez la souris en décubitus dorsal la tête la première sur le lit du tomographe TEP/TDM en mettant son nez dans le masque nasal pour l’anesthésie et en bloquant doucement la tête du masque avec du ruban adhésif.Fixez les membres supérieurs et inférieurs sur le lit du scanner pour éviter les mouvements involontaires pendant les procédures d’imagerie qui peuvent conduire à des artefacts de mouvement. Surveillez la température corporelle à l’aide d’une sonde rectale et la fréquence respiratoire à l’aide d’un oreiller respiratoire. Pour les souris, prélever 100 à 150 microlitres de 10 mégabecquerels fluor-18 FDG à l’aide d’une seringue à insuline.Si la concentration initiale du traceur dans le flacon est élevée, diluez le traceur avec une solution saline jusqu’à une concentration de 50 à 100 mégabecquerels par millilitre. Utilisez le calibrateur de dose TEP pour mesurer l’activité réelle dans la seringue. Annotez l’activité de pré-injection et le temps de mesure, car ces valeurs seront utilisées ultérieurement à l’aide de modules d’entrée spécifiques de l’interface utilisateur graphique du scanner TEP.Si vous utilisez de l’ioméprol, réglez le débit d’injection à 10 millilitres par heure et le volume à 0,5 millilitre. Connectez la seringue à la pompe de seringue et réglez la pompe en fonction de la taille et du diamètre réels de la seringue, puis connectez la seringue à la tubulure et à l’aiguille CA et préremplissez la tubulure avec l’AC. Réglez le débit d’injection à 10 millilitres par heure, en limitant le volume d’injection à 0,5 millilitre. Pour l’injection d’ioméprol, utilisez une pompe à seringue permettant une injection lente à un débit constant, avec un débit d’injection déjà réglé de 10 millilitres par heure.En limitant le volume d’injection à 0,5 millilitre, arrêtez l’injection après trois minutes. Après vous être assuré que la tubulure et l’aiguille sont préremplies d’AC, connectez l’aiguille attachée au tube CA à la canule de la veine de la queue. Commencez l’injection.Fermez le couvercle du scanner et préparez-vous pour le Cine-CT scan. Appuyez sur le bouton Continuer de l’interface utilisateur du tomographe 60 secondes après le début de l’injection pour que l’acquisition Cine-CT soit lancée. L’injection d’AC s’arrêtera à peu près en même temps que la fin de la ciné-tomodensitométrie.Ouvrez les images DICOM de la TEP dynamique. Sélectionnez le module de plug-in coeur. Zoomez sur l’image de la souris ou du cœur de rat et sélectionnez la dernière période ou la somme des trois à cinq dernières périodes pour lesquelles la majeure partie de l’activité du pool sanguin a déjà été éliminée.Suivez les instructions à l’écran pour réorienter l’image le long de l’axe principal du cœur de l’animal. Faites-le de manière interactive en déplaçant les marqueurs affichés pour la base cardiaque et l’apex. Ensuite, sélectionnez l’outil Segmentation.Si le résultat de la segmentation automatique n’est pas acceptable, affinez la forme du myocarde segmenté ou de la cavité du ventricule gauche en activant la recherche de retour sur investissement en mode manuel désactivée. Dans l’outil de modélisation, sélectionnez le modèle cinétique approprié ou l’analyse TEP dynamique. Dans ce cas, sélectionnez graphique, puis Patlak pour activer l’analyse du diagramme Patlak afin de calculer le taux métabolique d’absorption du glucose pour chaque secteur cardiaque.Ensuite, dans l’outil de carte polaire, sélectionnez le nombre correct de segments cardiaques affichés. Dans ce cas, sélectionnez 17 segments. Maintenant, appuyez sur le bouton Fit pour effectuer la procédure d’ajustement de l’analyse Patlak.À la fin de la procédure d’ajustement, observez la carte polaire affichée des valeurs KI. Chargez les images DICOM du Cine-CT scan dans le logiciel. Ouvrez ensuite le jeu de données dynamique avec la visionneuse 4D intégrée.Et à l’aide de l’outil 3D multijoueur reformation ou MPR, réorientez les données d’image le long de l’axe court. Exportez les données réorientées vers DICOM, en veillant à ce que l’ensemble des données 4D soient exportées avec une épaisseur de tranche préservée et une profondeur de bits d’image de 16 bits par voxel. Ouvrez les images 4D MPR exportées à l’aide de la visionneuse 4D, puis sélectionnez une période correspondant à la fin de la diastole et parcourez toutes les périodes avec le curseur temporel dans la barre d’outils principale pour vous assurer que la phase cardiaque correcte est sélectionnée.Sur cette période, choisissez l’outil d’annotation de polygone fermé et délimitez manuellement la paroi endocardique du ventricule gauche. Faites de même pour 10 à 20 tranches de la base au sommet en vous assurant que tous les ROI ont le même nom. Ensuite, dans le menu ROI, sélectionnez Volume ROI, puis générez les ROI manquants pour générer les ROI sur toutes les tranches d’axe court par interpolation des ROI dessinés manuellement.Sélectionnez ensuite le volume ROI, suivi du volume de calcul pour calculer le volume du groupe ROI portant le même nom de retour sur investissement. Ensuite, parcourez les périodes, sélectionnez une phase correspondant à la systole de fin et calculez le volume du groupe de retour sur investissement avec le même nom de retour sur investissement que celui démontré. Enfin, calculez le volume de course et la fraction d’éjection à l’aide de l’équation décrite dans le manuscrit.Les résultats de la segmentation automatique du myocarde et de la cavité du ventricule gauche d’une souris CD1 témoin sont présentés ici. Même chez les sujets sains, des valeurs reconstruites plus faibles autour de l’apex sont couramment observées dans la TEP. L’analyse graphique de Patlak a démontré un exemple de l’IC régional, le nuage de points et l’analyse de régression linéaire, ainsi que les valeurs de la pente et de l’interception de l’ajustement linéaire effectuées sur chaque segment ainsi que le coefficient de détermination correspondant.Chez le rat sain, différentes formes et tailles du ventricule gauche sont montrées pour les phases diastolique terminale et systolique. Avec la reconstruction 3D du volume segmenté du ventricule gauche, le calcul des volumes a abouti à un volume diastolique final de 0,361 millilitre et à un volume systolique final de 0,038 millilitres. Un rendu volumique du même cœur de rat pour la diastole terminale et la systole terminale permet de représenter les chambres et les vaisseaux améliorés par l’iode afin que leur valeur soit plus qualitative que quantitative.Maintenez le niveau d’anesthésie et vérifiez souvent les paramètres physiologiques de l’animal pendant l’étude. De plus, une vérification initiale de la perméabilité de la canulation doit être effectuée pour éviter les injections infructueuses. En raison de la nature non invasive de cette étude, l’animal peut être récupéré après la procédure et la désintégration du traceur radioactif afin que virtuellement, toute autre méthode d’investigation puisse être appliquée.Sinon, si l’animal doit être euthanasié après l’imagerie TEP/TDM, toutes les analyses ex vivo standard sur les tissus excités peuvent être effectuées.

Research

JoVE Journal

Medicine

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Basic Surgical Techniques in the GÃƒÆ’Ã‚Â¶ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Techniques de base chirurgical chez le cobaye Göttingen: intubation, cathétérisme vésical, cathétérisme des vaisseaux fémoraux, et perfusion Transcardial

The emergence of the G&ouml;ttingen minipig in research of topics such as neuroscience, toxicology, diabetes, obesity, and experimental surgery reflects ...

Recherche

Médecine

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