Name: mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs
Uploaded: 2022-06-23T14:40:00
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DK est soutenu par les subventions 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078 des National Institutes of Health, la subvention 1I01BX002730 de l’Administration des anciens combattants et la Fondation pour l’hôpital Barnes-Juif.

Toutes les procédures de manipulation des animaux ont été menées conformément aux directives des NIH sur les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire et approuvées par le Comité des études animales de la faculté de médecine de l’Université de Washington. Des cœurs de souris C57BL/6 (B6) et BALB/c (pesant 20 à 25 g) ont été transplantés chez des receveurs B6 appariés (âgés de 6 à 8 semaines). Les souris ont été obtenues de sources commerciales (voir le tableau des matériaux</str...

<ol>
	<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat.">A technique for heart transplantation in the rat.</a> The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).</li><li>Heron, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+accessory+cervical+heart+transplantation+in+rabbits+and+rats.">A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats.</a> Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).</li><li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).</li><li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique.">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).</li><li>Yu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cuff+anastomosis+of+both+renal+artery+and+vein+to+minimize+thrombosis:+a+novel+method+of+kidney+transplantation+in+mice.">Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice.</a> Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).</li><li>Tomita, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice.">Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).</li><li>Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simplified+technique+for+heterotopic+vascularized+cervical+heart+transplantation+in+mice.">Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice.</a> Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).</li><li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique.">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).</li><li>Ratschiller, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).</li><li>Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+cuff+technique+for+mouse+cervical+heterotopic+heart+transplantation+model.">A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).</li><li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+2-photon+imaging+of+leukocyte+trafficking+in+beating+heart.">Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart.</a> Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).</li><li>Kreisel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+two-photon+imaging+reveals+monocyte-dependent+neutrophil+extravasation+during+pulmonary+inflammation.">In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).</li><li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+monocytic+cells+in+regressing+atherosclerotic+plaques+by+intravital+2-photon+and+positron+emission+tomography-based+imaging-brief+report.">Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).</li><li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+transplant+acceptance+is+facilitated+by+early+events+in+the+graft+and+is+associated+with+lymphoid+neogenesis.">Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis.</a> Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).</li><li>Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insertion+of+enhanced+green+fluorescent+protein+into+the+lysozyme+gene+creates+mice+with+green+fluorescent+granulocytes+and+macrophages.">Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages.</a> Blood. 96 (2), 719-726 (2000).</li><li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology.">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li><li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure,+perioperative+management+and+postoperative+scoring.">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).</li><li>Ma, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+the+cuff+technique+for+murine+heart+transplantation.">Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).</li><li>Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+solutions+for+cardiac+and+pulmonary+donor+grafts:+a+review+of+the+current+literature.">Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature.</a> Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).</li><li>Hartley, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doppler+velocity+measurements+from+large+and+small+arteries+of+mice.">Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).</li><li>Bovenkamp, P. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Velocity+mapping+of+the+aortic+flow+at+9.4+T+in+healthy+mice+and+mice+with+induced+heart+failure+using+time-resolved+three-dimensional+phase-contrast+MRI+(4D+PC+MRI).">Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI).</a> MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).</li><li>Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+xenotransplantation.">Small animal models of xenotransplantation.</a> Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).</li><li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation.">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li></ol>

En utilisant cette technique, la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris peut être réalisée en moins de 40 minutes par un microchirurgien expérimenté et en environ 60 minutes par un microchirurgien débutant. Alors que la transplantation cardiaque cervicale a été étudiée dans de nombreux modèles animaux, un modèle murin reste l’étalon-or en raison de multiples souches génétiques bien définies, des capacités d’altération génétique et de la disponibilité de nombreux réactifs, ...

Abbott et al. ont publié1 la première description de la transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez le rat en 1964. Ces techniques chirurgicales ont été affinées et simplifiées par Ono et al. en 19692. Corry et al. ont décrit pour la première fois une méthode de transplantation cardiaque abdominale hétérotopique chez la souris en 1973; Semblable aux modèles de rats précédemment rapportés, cela impliquait une greffe dans l’abdomen de l’hôte avec revascularisation par anastomoses de bout en bout de l’artère pulmonaire du donneur et de l’aorte ascendante à la veine cave inférieure et à l’aorte abdominale du receveur, respectivement3. La transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez le rat a été décrite par Heron en 1971 à l’aide de brassards en téflon fabriqués à partir de cathéters intraveineux de 16 G (1,6 mm de diamètre extérieur)4. Chen5 et Matsuura et al.6 ont rapporté plus tard une transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris en 1991, dont les techniques différaient principalement par leur méthode de réanastomose. L’approche de Chen impliquait des anastomoses suturées de l’aorte ascendante du donneur à l’artère carotide du receveur et de l’artère pulmonaire du donneur à la veine jugulaire externe du receveur5. En raison des compétences techniques avancées requises pour ces anastomoses suturées microchirurgicales, une quantité importante de temps et d’expérience a été nécessaire pour atteindre un taux de réussite élevé. Matsuura et al. ont décrit une méthode utilisant une technique de brassard sans suture, similaire à celle utilisée par Heron, qui impliquait des anastomoses de bout en bout utilisant le placement extra-luminal des poignets. Il a fabriqué des brassards en téflon à partir de cathéters intraveineux de 22 G (0,8 mm de diamètre extérieur) et 24 G (0,67 mm de diamètre extérieur) et les a placés sur la veine jugulaire externe et l’artère carotide commune du receveur, respectivement6. Ces brassards ont ensuite été placés à l’intérieur de l’artère pulmonaire et de l’aorte du donneur et fixés en attachant une ligature de suture autour de la connexion. Cette approche s’est traduite par une amélioration du taux de réussite. Plus important encore, il en a résulté un raccourcissement du temps nécessaire pour compléter les deux anastomoses cervicales, réduisant ainsi le temps ischémique chaud de la greffe à moins d’un tiers de celui utilisé par la méthode de suture abdominale. De plus, comme les brassards sont placés autour de la surface externe du vaisseau, il n’y a pas de corps étranger exposé à la lumière du vaisseau, ce qui réduit considérablement la possibilité de thrombose après la chirurgie7. Pendant ce temps, l’utilisation de la technique du brassard fournit un soutien autour des vaisseaux sur le site de l’anastomose sans nécessiter de suture, ce qui réduit le risque de saignement après revascularisation6.
De nombreuses révisions de cette technique ont été proposées. Pour tenir compte de la courte longueur de l’artère carotide commune de la souris (environ 5 mm), Tomita et al.8 ont développé une modification de cette technique avec un brassard artériel plus petit (0,6 mm de diamètre extérieur) tout en omettant de tenir les sutures et de tirer l’artère directement à travers le brassard avec une pince fine. Wang et coll. ont simplifié cette approche en plaçant des brassards de 22 G et 24 G sur l’artère pulmonaire droite du donneur et sur l’artère carotide commune droite du receveur, respectivement9. Divers rapports ont décrit des modifications à ces approches, y compris l’utilisation de brassards spécialisés, de pinces microchirurgicales, de dilatateurs de vaisseaux et de cardioplégie10,11,12. Notamment, toutes ces méthodes impliquent la circulation rétrograde du sang à travers le cœur, le sang circulant de l’artère carotide commune du receveur vers l’aorte du donneur, les artères coronaires, le sinus coronaire, puis se vidant dans l’oreillette droite et sortant de l’artère pulmonaire dans la veine jugulaire externe du receveur.
Par rapport à la greffe dans l’abdomen, la transplantation cardiaque cervicale offre de multiples avantages. Comme mentionné précédemment, l’exposition cervicale permet une revascularisation plus rapide et des temps ischémiques chauds plus courts6. La méthode cervicale est également moins invasive et est associée à des temps de récupération postopératoire plus courts car elle évite une laparotomie6. Il est important de noter que des anastomoses de bout en bout avec des brassards peuvent être effectuées à la place des anastomoses de bout en bout, ce qui diminue le risque de complications telles que les saignements anastomotiques. L’approche abdominale présente également un risque accru de développer des complications thrombotiques dans l’aorte abdominale ou la veine cave inférieure, entraînant une ischémie de la moelle épinière et une paralysie des membres postérieurs. L’emplacement cervical superficiel de la greffe permet un accès facile à l’évaluation de la viabilité du greffon par palpation, électrocardiographie et imagerie invasive ou non invasive. Bien que les greffes cervicales reprennent une activité cardiaque spontanée après reperfusion, elles n’ont pas d’impact significatif sur les paramètres systoliques et diastoliques de la receveuse. Ce modèle fournit des informations précieuses pour étudier les réponses cellulaires après une transplantation, telles que les lésions d’ischémie-reperfusion et le rejet de greffe. De plus, ce modèle offre une approche idéale pour permettre l’imagerie post-transplantation, comme la microscopie intravitale à deux photons ou l’imagerie par tomographie par émission de positrons (TEP). À cette fin, notre laboratoire a déjà mis au point des méthodes pour imager les tissus et les organes en mouvement chez la souris, y compris des cœurs murins battants et des greffes d’arc aortique après une transplantation cervicale hétérotopique pour visualiser le trafic des leucocytes au cours d’une lésion d’ischémie-reperfusion et dans des plaques d’athérosclérose, respectivement13,14,15 . De plus, en raison de son emplacement superficiel et de sa facilité d’exposition, ce modèle convient à la retransplantation cardiaque16.
Ce rapport décrit une technique qui permet un flux sanguin laminaire avec le placement externe des brassards vasculaires sur les vaisseaux d’où provient le flux sanguin. Cela permet une transition en douceur du flux sanguin d’un vaisseau à l’autre, évitant ainsi l’exposition du bord distal du vaisseau dans la lumière vasculaire. De plus, la technique utilise un brassard plus grand de 20 G, au lieu des brassards de 22 G utilisés auparavant, pour l’artère pulmonaire du donneur afin d’assurer un retour suffisant du flux sanguin vers le receveur.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>6-0 braided silk ties</td>
			<td>Henry Schein Inc</td>
			<td>7718729</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.75% Providone iosine scrub</td>
			<td>Priority Care Inc</td>
			<td>NDC 57319-327-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10-0 nylon suture</td>
			<td>Surgical Specialties Corporation</td>
			<td>AK-0106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>655-nm nontargeted Q-dots</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>Q21021MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% Ethanol</td>
			<td>Pharmco Products Inc</td>
			<td>111000140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 braided silk ties</td>
			<td>Henry Schein Inc</td>
			<td>1005597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>91127-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks)</td>
			<td>Jackson Laboratories</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar coagulator</td>
			<td>Valleylab Inc</td>
			<td>SurgII-20, E6008/E6008B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen (Rimadyl) injection</td>
			<td>Transpharm</td>
			<td>35844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet</td>
			<td>Transpharm</td>
			<td>38995/37919</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software</td>
			<td>A&#38;B Software</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont no. 5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine vannas style spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>15000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism 5.0</td>
			<td>Sun Microsystems Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>91201-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsted-Mosquito clamp curved tip</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>91309-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvard Apparatus mouse ventilator model 687</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>MA1 55-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin solution (100 U/mL)</td>
			<td>Abraxis Pharmaceutical Products</td>
			<td>504031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaris</td>
			<td>Bitplane</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (50 mg/kg)</td>
			<td>Wyeth</td>
			<td>206205-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope&#8212;Leica Wild M651 &#215; 6&#8211;40 magnification</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moria extra fine spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>15396-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ohio isoflurane vaporizer</td>
			<td>Parkland Scientific</td>
			<td>V3000i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qdots</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>1604036</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T SuperGrip Forceps angled tip</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T SuperGrip Forceps straight tip</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride</td>
			<td>Hospira Inc</td>
			<td>NDC 0409-4888-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators)</td>
			<td>Puritan Medical Company LLC</td>
			<td>823-WC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter</td>
			<td>Terumo Medical Corporation</td>
			<td>SR-OX2032CA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter</td>
			<td>Terumo Medical Corporation</td>
			<td>R-OX2419CA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 &#176;C, 40% humidity)</td>
			<td>Thermocare Inc</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VetBond</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology SC361931</td>
			<td>NC0846393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (10 mg/kg)</td>
			<td>Lloyd Laboratories</td>
			<td>139-236</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs

Les modèles murins de transplantation cardiaque sont fréquemment utilisés pour étudier les lésions d’ischémie-reperfusion, les réponses immunitaires innées et adaptatives après la transplantation, et l’impact des thérapies immunomodulatrices sur le rejet du greffon. La transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris a été décrite pour la première fois en 1991 à l’aide d’anastomoses suturées, puis modifiée pour inclure des techniques de brassard. Cette modification a permis d’améliorer les taux de réussite et, depuis lors, de nombreux rapports ont proposé d’autres améliorations techniques. Cependant, la traduction en utilisation plus répandue reste limitée en raison de la difficulté technique associée aux anastomoses du greffon, qui nécessite une précision pour atteindre une longueur et un calibre adéquats des brassards afin d’éviter une torsion anastomotique vasculaire ou une tension excessive, ce qui peut endommager le greffon. Le présent protocole décrit une technique modifiée pour effectuer une transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place du brassard sur l’artère carotide commune du receveur et l’artère pulmonaire du donneur en alignement avec la direction du flux sanguin.

Ce modèle de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale de souris a été utilisé pour effectuer plus de 1 000 greffes dans notre laboratoire, avec un taux de survie d’environ 97%. Le taux de réussite est légèrement supérieur à celui des rapports précédents utilisant d’autres techniques de transplantation cardiaque hétérotopique cervicale chez la souris10,11,20. Cela pourrait être attribué au brassard p...

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Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Notre placement de la coiffe vasculaire permet un flux sanguin laminaire et nous utilisons un brassard plus grand pour l’artère pulmonaire du donneur afin d’assurer un retour sanguin suffisant aux receveurs. Ces modifications utilisées dans ce protocole diminuent la probabilité de flux sanguin turbulent et de formation de thrombus et entraînent une amélioration des taux de survie. Cette méthode fournit des informations précieuses pour étudier les réponses immunitaires après la transplantation, telles que les lésions de reperfusion ischémique et le rejet de greffe.De plus, notre technique permet une surveillance post-transplantation ou une retransplantation plus facile. Le Dr Wen Jun Li, un microchirurgien expert de notre laboratoire qui a développé cette technique, fera la démonstration de cette procédure. Préparez la zone chirurgicale en rasant les cheveux de la poitrine et de l’abdomen à l’aide d’un rasoir électrique.Administrer 100 unités d’héparine par voie intraveineuse dans la veine pénienne pour les hommes ou la veine jugulaire externe pour les hommes et les femmes. Placez les souris en décubitus dorsal avec les membres antérieurs au-dessus de la tête. Fixez les membres antérieurs et postérieurs avec du ruban chirurgical et désinfectez la peau avec 0,75% d’iode et 70% d’éthanol.Effectuer une incision pour la laparosternotomie médiane de l’ombilic à l’angle sternal, suivie d’une thoracotomie bilatérale le long de chaque marge costale. Pliez la paroi thoracique antérieure sur le cou pour une exposition complète du médiastin. Extrayez le thymus et exposez la veine cave inférieure intrathoracique.Pour la perfusion rétrograde, injecter 1,5 millilitre de solution saline de quatre degrés Celsius dans la veine cave inférieure intrathoracique avec l’aiguille orientée vers le greffon. Ligate la veine cave supérieure en utilisant un 8-0 suture de soie et diviser distalement. Répétez la perfusion rétrograde en injectant 1,5 millilitre de solution saline de quatre degrés Celsius par la veine cave inférieure.Liguer la veine cave inférieure en utilisant un 8-0 suture de soie et diviser distalement. Disséquer l’arc aortique et le tronc de l’artère pulmonaire pour le prélèvement du greffon et transecter les deux distalement. Litruez les veines pulmonaires sur la surface postérieure du cœur à l’aide d’une suture de soie 6-0 et divisez distalement.Effectuer la préparation de la greffe en retirant le cœur du donneur de la cavité thoracique. Placez le cœur excisé dans un récipient en plastique rempli de solution saline héparinée à quatre degrés Celsius pendant une à deux minutes. Transférer le greffon sur une fiole en plastique stérile remplie de glace pour la mise en place du brassard.Placez un brassard d’angiocathéter de calibre 20 d’un millimètre de long sur l’artère pulmonaire pour la brassard du donneur. À l’aide d’une pince fine, repliez doucement les bords de l’artère sur le brassard. Fixez le récipient plié au brassard à l’aide d’une attache en nylon 10-0.Conservez le cœur du donneur dans une solution saline héparinée ou une autre solution de conservation à quatre degrés Celsius. Préparez la zone chirurgicale en rasant les cheveux de la région cervicale à l’aide d’un rasoir électrique. Appliquez une pommade ophtalmique stérile non médicamenteuse sur les yeux pour prévenir le dessèchement de la cornée.Placez l’animal en décubitus dorsal, les membres antérieurs adjacents au corps et la tête légèrement tournée vers la gauche. Fixez les membres antérieurs et postérieurs avec du ruban chirurgical. Désinfectez la peau avec 0,75% d’iode et 70% d’éthanol.Après avoir pratiqué une incision cervicale médiane de la mandibule inférieure au sternum, transectez le muscle sternocléidomastoïdien droit. Extrayez le lobe droit de la glande inframandibulaire pour créer de l’espace pour l’implantation du greffon. Attachez un nœud glissant sur la veine jugulaire externe proximale à l’aide d’une suture en soie 6-0.Liguer la veine jugulaire externe distale et les branches adjacentes à l’aide d’un 8-0 suture de soie. Suture sous la veine et couvrir de gaze. Faites une incision transversale à travers la paroi antérieure de la veine jugulaire externe.Placez une suture en nylon 10-0 à travers le bord de la veine jugulaire externe proximale et le tissu sous-jacent pour sécuriser la veine pendant l’insertion du brassard. Liguer l’artère carotide commune droite distale à l’aide d’un 8-0 suture de soie juste inférieure à la bifurcation carotidienne. Attachez un nœud glissant sur l’artère carotide commune proximale à l’aide d’une suture de soie 6-0.Transecter l’artère distalement entre les sutures. Ensuite, placez un brassard d’angiocathéter de calibre 24 de 0,6 millilitre de long sur l’artère carotide commune droite du receveur. À l’aide d’une pince fine, repliez doucement les bords de l’artère sur le brassard.Fixez le récipient plié au brassard à l’aide d’une attache en nylon 10-0. Placez le cœur du donneur au-dessus de la région cervicale droite. Verser une solution saline froide sur la greffe cardiaque toutes les quelques minutes pendant l’implantation.Placez une suture en nylon 10-0 à travers le bord de l’aorte donneuse et à travers une morsure superficielle du tissu sous-jacent pour fixer la greffe en place. Rincer l’aorte donneuse avec 0,5 millilitre de solution saline héparinée à 0,9%. Insérez le brassard de l’artère carotide commune du receveur dans l’aorte du donneur.Sécurisez l’anastomose avec un 8-0 Cravate en soie. Retirez la suture d’ancrage aortique. Désaérez la veine jugulaire externe en rinçant la veine jugulaire externe du receveur avec 0,5 millilitre de solution saline héparinée à 0,9%.Effectuer une anastomose de l’artère pulmonaire en insérant la coiffe de l’artère pulmonaire donneuse dans la veine jugulaire externe du receveur et sécuriser avec un 8-0 Cravate en soie. Retirez la suture d’ancrage de la veine jugulaire externe et transectez la paroi postérieure restante de la veine jugulaire externe pour libérer le greffon du tissu sous-jacent. Assurez-vous que la greffe est correctement orientée sans pliage ou torsion de l’anastomose.Relâchez les nœuds glissants sur la veine jugulaire externe du receveur, suivis de l’artère carotide commune pour initier la reperfusion du greffon cardiaque. La technique démontrée dans ce protocole a montré un taux de survie d’environ 97% Cela pourrait potentiellement être attribué au brassard de calibre 20 plus grand placé sur l’artère pulmonaire du donneur pour assurer un retour suffisant du flux sanguin vers le receveur. De plus, l’alignement du flux sanguin avec le placement du brassard dans la technique actuelle minimise le risque de thrombose et de turbulence anastomotique.La durée moyenne de l’opération du receveur était d’environ 37 minutes avec une durée moyenne d’ischémie froide de 20 minutes. Pour les études de survie, les greffes cardiaques ont été évaluées quotidiennement par visualisation directe et palpation numérique du rythme cardiaque. L’imagerie intravitale à deux photons a été réalisée tôt après la transplantation pour évaluer le trafic des leucocytes.Il est important de vérifier que le greffon est correctement positionné et orienté avant la fermeture de la peau pour éviter la torsion. Cette méthode peut être utilisée dans les modèles de retransplantation pour identifier les cellules immunitaires résidentes dans les greffons transplantés qui médient les réponses allo-immunes.

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