Name: drug treatment by central venous catheter in a mouse model of angiotensin ii induced abdominal aortic aneurysm and monitoring by 3d ultrasound
Uploaded: 2022-08-04T13:50:00
Duration: 10 min 9 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound at JoVE.com

Nous tenons à remercier les équipes du professeur Podesser et du professeur Ellmeier (département de recherche biomédicale et installation principale pour l’élevage et l’élevage d’animaux de laboratoire, Université médicale de Vienne) pour leur aide dans les expériences sur les animaux. La coloration trichrome AAA a été aimablement réalisée par Monika Weiss et le professeur Peter Petzelbauer (Département de dermatologie, Université de médecine de Vienne). Ce travail a été soutenu par le Fonds autrichien pour la science [projet SFB F 5409-B21]. Marc Bailey est personnellement soutenu par la British Heart Foundation [FS/18/12/33270].

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Les auteurs n’ont aucune divulgation.

Le modèle Ang-II est l’un des modèles murins d’AAA les plus couramment utilisés en raison de ses faibles exigences techniques et de ses caractéristiques particulières ressemblant à la maladie humaine 3,6. Le temps de chirurgie est d’environ 10 minutes par animal, et l’implantation de la pompe sous-cutanée est bien tolérée par les souris si la poche sous-cutanée est suffisamment large et placée bas sur le dos de l’animal, loin du site d’incision, afin de ne pas interférer avec la cicatrisation de la plaie. Lorsque la peau est serrée autour de la pompe, une irritation des tissus peut survenir, ce qui peut provoquer une inflammation et une croûte et potentiellement perturber le mécanisme de libération de la pompe par pression osmotique. La mesure du volume d’Ang-II restant dans la pompe au moment du sacrifice d’animaux permet de savoir si l’Ang-II a été libéré avec succès au cours des 28 jours.
Le modèle Ang-II a récemment été proposé pour être bien adapté à l’étude de l’anévrisme aortique et de la progression de la dissection, car il présente une ressemblance avec les caractéristiques humaines des deux6. Il est important de noter que tester des médicaments candidats pour bloquer l’expansion aortique et influencer le remodelage correspondrait à la demande clinique actuelle. Dans notre cadre expérimental, un seuil pour la formation d’anévrisme a été défini avant le début du traitement sur la base d’une croissance volumique de 125% au jour 8 par rapport à la ligne de base, ce qui explique la variation naturelle de la taille absolue de l’aorte chez la souris. Le seuil et le point temporel ont été dérivés d’une évolution temporelle initiale qui a confirmé la destruction de la paroi de l’aorte en histologie (données non présentées) et a entraîné 35% des ruptures et 56% ont observé des AAA avant l’implantation du cathéter. Bien qu’un seuil minimal de maladie établie ait été appliqué pour l’inclusion dans l’étude, il a été observé par la suite qu’une forte expansion initiale de l’aorte peut également limiter l’applicabilité expérimentale. Les anévrismes qui ont progressé rapidement pour atteindre >200 % de volume au jour 8 n’ont pas dépassé cette taille dans 55 % des cas (Figure 1D). Cela doit être pris en compte lors de la conception expérimentale et du calcul de la taille de l’échantillon, car cela pourrait masquer le véritable effet d’un traitement. Une autre facette de ce modèle est les ruptures aortiques fréquentes (thoracique ou abdominale), survenant à des taux de 20% à 40% et principalement dans les 10 premiers jours suivant l’implantation de la pompe Ang-II 3,18,19. Ainsi, en choisissant le début du traitement au jour 9, un taux élevé d’anévrismes établis a été atteint, et le cathétérisme de la veine jugulaire a été essentiellement effectué sur des souris qui devaient survivre jusqu’à la fin de l’expérience (seulement 3/24 souris de notre groupe témoin historique se sont rompues après le jour 9), économisant ainsi du temps, des efforts, et le coût.
En dehors des ruptures de l’aorte, qui constituent une affection grave, l’implantation concomitante du cathéter avec bouton d’accès vasculaire et pompe osmotique a été bien tolérée par les souris, sans effet notable sur la mobilité ou le comportement après la récupération de la chirurgie. La procédure de cathétérisme de la veine jugulaire devrait prendre environ 30 minutes pour les chercheurs formés. La durée d’exposition à l’anesthésie (isoflurane) doit être réduite au minimum, et le rythme respiratoire de l’animal doit être étroitement surveillé pour prévenir la dépression respiratoire, qui peut entraîner une issue fatale si elle n’est pas résolue20. La perte de sang après perforation de la veine jugulaire pour l’insertion du cathéter - entraînant la mort de l’animal si elle est majeure - pourrait potentiellement se produire lorsque la veine jugulaire n’est pas correctement ligaturée crânienne ou qu’une branche latérale alimentant la zone isolée du vaisseau n’est pas fermée. Dans ce cas, une pression avec un coton-tige doit être appliquée sur le site de ponction jusqu’à ce que les fuites de sang ralentissent ou cessent, puis l’insertion et la ligature du cathéter doivent être effectuées le plus rapidement possible; Un petit morceau du pansement de collagène peut être utilisé temporairement pour aider à l’hémostase.
La perméabilité du cathéter est l’un des facteurs les plus importants, car la déconnexion du cathéter de la veine ou du bouton d’accès entraîne une administration incorrecte du médicament où le médicament fuit dans l’espace sous-cutané. Suite à la recommandation du fabricant d’un chevauchement minimum de 3 mm entre le cathéter et le raccord métallique, un seul cas de déconnexion du cathéter du côté du bouton (indiqué par le liquide injecté fuyant du site d’incision au niveau du bouton) a été enregistré sur 3 ans dans ce modèle (2020-2021, n = 73), qui a été fixé en ouvrant la plaie et en rétablissant la connexion en chirurgie. De plus, un taux d’échec de perméabilité du cathéter d’environ 10% dans notre groupe témoin PBS historique (2/21) a été observé en raison de l’occlusion du cathéter (rendant impossible l’injection), de la déconnexion du cathéter de la veine (indiquée par un gonflement apparent du cou pendant l’injection) ou des complications de cicatrisation des plaies. Ces problèmes peuvent être liés à des blessures auto-infligées, c’est-à-dire des égratignures ou des morsures de souris. Notamment, les traitements médicamenteux qui interfèrent avec la cicatrisation des plaies peuvent augmenter les taux d’échec. Les étapes de dépannage pour améliorer le taux de perméabilité comprennent l’augmentation de la longueur du cathéter inséré dans la veine, l’assurance que les ligatures sont bien nouées autour du cathéter et de la veine, et l’application de la technique de pression positive suivant les recommandations du fabricant, comme décrit à l’étape 2.12.10., lors de l’injection. La perméabilité du cathéter doit en outre être vérifiée au moment du sacrifice d’animaux par dissection et inspection visuelle au microscope. Il convient de noter que le volume quotidien de solution injectable doit être soigneusement pris en compte. Comme le volume plasmatique régule la pression artérielle, le volume d’injection peut affecter l’expansion de l’AAA et, par conséquent, les animaux témoins doivent recevoir la procédure fictive avec le volume du porteur. D’après notre expérience (et des observations non publiées), une quantité quotidienne allant jusqu’à 250 μL de PBS semble être bien tolérée. Enfin, comme pour l’implantation de la pompe, une irritation cutanée peut survenir autour du bouton d’accès vasculaire implanté. Si une inflammation accompagnée de tissu dévitalisé ou nécrotique est observée, le débridement de la plaie doit être effectué en enlevant le tissu non viable (le tissu nécrotique se sépare souvent naturellement de la plaie) et la peau doit être suturée si nécessaire; Si l’inflammation et la nécrose sont étendues, le bien-être de l’animal et les paramètres sans cruauté doivent être pris en compte conformément aux lignes directrices.
L’implantation dorsale simple et double de la pompe osmotique et/ou du SVA n’a pas interféré avec le signal ultrasonore ni avec le maintien de la souris dans une position appropriée sur la scène échographique. L’acquisition automatisée de 157 images de plus de 12 mm pour rendre une image 3D de l’aorte pour la mesure de volume est une procédure simple et rapide14, qui nécessite seulement de s’assurer que l’aorte est exempte d’interférences sur la zone d’intérêt. Un piège dans ce contexte est d’appliquer trop de pression avec le transducteur tout en essayant d’effacer l’image des interférences, ce qui peut interrompre la mesure automatisée si le rythme respiratoire est affecté par la compression des côtes lorsque des images de l’extrémité crânienne de l’aorte abdominale sont enregistrées. Le diamètre est traditionnellement mesuré en images acquises en mode B par l’opérateur recherchant manuellement la zone de diamètre maximal lors de l’analyse échographique. Une avancée sur les images en mode B est les images EKV, qui peuvent résoudre de petits mouvements aortiques pour produire une image ralentie de haute qualité de l’aorte pulsée. De plus, le diamètre aortique maximal peut être déterminé à partir des images 3D acquises, où les 157 images offrent un aperçu complet de l’aorte prise à systole (grâce au déclencheur ECG défini).
En conclusion, le protocole compilé présenté fournit un flux de travail fiable et reproductible pour l’administration de médicaments par voie intraveineuse dans un modèle murin d’AAA induit par Ang-II et pour la surveillance de la taille de l’aorte par échographie 3D. Les points temporels de surveillance et de fonctionnement peuvent être ajustés aux besoins spécifiques, et le cathétérisme de la veine jugulaire peut être effectué séparément pour toute installation expérimentale nécessitant l’administration de substances spécifiques par injections intraveineuses. Le SVA peut également être utilisé pour des prélèvements sanguins répétés si une solution de verrouillage du cathéter est utilisée pour empêcher la coagulation. La procédure d’échographie 3D décrite peut être adaptée pour mesurer l’aorte infrarénale, où les anévrismes se développent lors d’une agression aiguë dans des modèles murins à base d’élastase ou de CaCl2 de AAA. Bien que l’acquisition par ultrasons 3D présente l’avantage de donner une vue d’ensemble de la région de l’aorte affectée et de la morphologie de l’anévrisme, l’acquisition d’images prend plus de temps et, par conséquent, peut être plus coûteuse. Une autre limite du protocole qui devrait être reconnue est la nécessité d’anesthésier brièvement les animaux pour les injections intraveineuses, tandis que l’administration intrapéritonéale est généralement effectuée sur des souris conscientes.

Un anévrisme de l’aorte abdominale (AAA) est une dilatation pathologique d’un vaisseau due à des processus inflammatoires et destructeurs tissulaires dans la paroi aortique qui peuvent finalement entraîner une rupture et la mort du patient. Malgré des progrès considérables dans la réparation chirurgicale de l’AAA, il manque à ce jour un traitement médicamenteux conservateur pour bloquer la progression de l’expansion de l’anévrisme et potentiellement réduire le risque de rupture. Des modèles animaux ont été développés pour élucider les déclencheurs et les médiateurs de la maladie et pour tester de nouvelles approches thérapeutiques. Les modèles murins d’AAA sont largement appliqués et couvrent les différentes observations des tissus humains. En raison de leurs différences pathomechanistes, plus d’un modèle est souvent appliqué pour étudier la fonction particulière des molécules/voies ou l’efficacité des médicaments thérapeutiques potentiels 1,2. Parmi les modèles les plus couramment utilisés d’induction de l’AAA figure l’administration d’angiotensine-II (Ang-II) chez des souris déficientes en apolipoprotéine E (ApoE KO)3, qui présente une pathogenèse plus chronique par rapport aux modèles qui reposent sur la formation d’anévrisme à partir d’une agression aiguë de la paroi aortique 4,5. Ainsi, le modèle Ang-II semble particulièrement adapté au suivi de la progression de la maladie et il a récemment été démontré qu’il ressemblait étroitement à la maladie AAA humaine en ce qui concerne les réponses métaboliques et inflammatoires6. Notamment, le modèle Ang-II présente non seulement le développement AAA, mais aussi la formation d’anévrisme thoracique, ainsi que la dissection aortique avec formation de thrombus intra-muros.
Les traitements visant à cibler la progression de l’AAA déjà établi plutôt qu’à prévenir l’initiation de la maladie peuvent avoir une valeur translationnelle plus élevée, car les patients présentent une affection préexistante nécessitant un traitement 7,8. Pour un plan expérimental comparable, la taille de l’aorte doit être surveillée avant et après l’induction de l’AAA afin de définir un seuil de développement de la maladie et de stratifier potentiellement les souris en groupes de traitement.
Le mode d’administration du médicament dépend de l’absorption et de la stabilité de la substance respective. Les injections intrapéritonéales (i.p.) sont le plus souvent utilisées en raison de leur facilité d’application, ne nécessitant pas d’anesthésie, et de l’absence de contraintes de volume d’injection9. La pharmacocinétique doit toutefois être prise en compte lors du choix de la voie d’administration, car les substances administrées par IP sont principalement absorbées par la circulation porte hépatique et peuvent subir un métabolisme hépatique avant d’atteindre la circulation, ce qui pourrait entraîner des concentrations plasmatiques variables en fonction de l’effet de premier passage10. L’injection intraveineuse (i.v.) produit la biodisponibilité la plus élevée des substances, et le défi de l’accès intraveineux répétitif peut être contourné par l’utilisation de cathéters et de ports d’accès vasculaire pour l’administration quotidienne11,12,13. En ce qui concerne le contexte AAA, la distribution de médicaments en circulation facilite l’exposition directe à l’anévrisme à des concentrations définies.
Nous décrivons ici un workflow pour induire l’AAA dans le modèle murin Ang-II via l’implantation sous-cutanée d’une pompe osmotique, pour un traitement médicamenteux intraveineux quotidien via un orifice d’accès vasculaire relié à un cathéter inséré dans la veine jugulaire externe, ainsi que pour le suivi de la taille de l’anévrisme par échographie 3D14 malgré la présence de deux implants dorsaux.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>4-0 Polysorb sutures</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>GL-46-MG</td>
			<td>Braided absorbable suture CV-23 Taper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 Silk sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>639H</td>
			<td>PERMA-HAND Silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ALZET 2004 osmotic pumps</td>
			<td>DURECT Corp</td>
			<td>298</td>
			<td>Osmotic mini pumps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiotensin-II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>4006473.0100</td>
			<td>Angiotensin II acetate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel</td>
			<td>Parker Labs</td>
			<td>PUSG-0308</td>
			<td>Ultrasound gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadona Wound Spray</td>
			<td>Mundipharma</td>
			<td></td>
			<td>Wound disinfectant spray (povidone-iodine spray)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betaisodona Solution</td>
			<td>Mundipharma</td>
			<td>15973</td>
			<td>Wound disinfectant solution (povidone-iodine solution)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catheter for mouse femoral vein/artery</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>C10PU-MFV1301</td>
			<td>1 to 3Fr, 10.5 cm, collar @1.2 cm. Fits 22 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair removal cream</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handling tool</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABMG</td>
			<td>Handling tool for magnetic mouse Vascular Access Buttons</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYLO NIGHT Eye Oinment</td>
			<td>URSAPHARM</td>
			<td>538922</td>
			<td>Eye lubricant cream</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles and syringes of various sizes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1 mL and 5 mL syringes, 27 G and 30 G needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus SZ51 Stereo microscope</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td></td>
			<td>Dissection and inspection microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PinPort injectors</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>PNP3M-50</td>
			<td>Injector for vascular access button</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protective aluminum cap</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABM1C</td>
			<td>Protective aluminum cap for magnetic 1 channel mouse VAB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Signa Electrode Ultrasound Gel</td>
			<td>Parker Labs</td>
			<td>PE-1560</td>
			<td>Electrode gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surigcal and microsurgical equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suprasorb C</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher</td>
			<td>20482</td>
			<td>Collagen wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular access button (VAB)</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABM1B/22</td>
			<td>Vascular Access Button for mouse, magnetic, 1 channel 22 G, injector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 3100 Imaging System</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td>51073-51</td>
			<td>Ultrasound system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Lab 5.6.1 software</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td></td>
			<td>Ultrasound analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo MX550D transducer</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td></td>
			<td>Linear Array Transducer For Vevo 3100 system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Mouse Handling Table</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td>11436</td>
			<td>Mouse heating, mouse core temperature capture and ECG pads for physiological monitoring</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

drug treatment by central venous catheter in a mouse model of angiotensin ii induced abdominal aortic aneurysm and monitoring by 3d ultrasound

Étant donné que les options de traitement pharmaceutique font défaut dans la prise en charge clinique de l’anévrisme de l’aorte abdominale (AAA), des modèles animaux, en particulier des modèles murins, sont appliqués pour faire progresser la compréhension de la pathogenèse de la maladie et identifier des cibles thérapeutiques potentielles. L’essai de nouveaux médicaments candidats pour bloquer la croissance de l’AAA dans ces modèles nécessite généralement une administration répétée de médicaments au cours de l’expérience. Ici, nous décrivons un protocole compilé pour l’induction AAA, l’insertion d’un cathéter intraveineux pour faciliter un traitement prolongé et la surveillance AAA en série par échographie 3D. Les anévrismes sont induits chez les souris déficientes en apolipoprotéine E (ApoE) par libération d’angiotensine II pendant 28 jours à partir de mini-pompes osmotiques implantées par voie sous-cutanée dans le dos de la souris. Par la suite, l’intervention chirurgicale pour le cathétérisme de la veine jugulaire externe est effectuée pour permettre un traitement médicamenteux intraveineux quotidien ou des prélèvements sanguins répétés via un bouton d’accès vasculaire sous-cutané. Malgré les deux implants dorsaux, le suivi du développement de l’AAA est facilement facilité par l’échographie 3D séquentielle semi-automatisée, qui fournit des informations complètes sur l’expansion du diamètre et du volume de l’aorte et sur la morphologie de l’anévrisme, comme illustré par des exemples expérimentaux.

Des résultats représentatifs montrent le développement et la progression des anévrismes suprarénaux tels que surveillés par échographie au départ, au jour 8 et au jour 27 (Figure 1A). Une coloration trichrome (Figure 1B) de l’aorte du jour 27 sur la Figure 1A illustre davantage la morphologie de l’anévrisme formé avec dissection de la paroi et thrombus intra-muros. Le volume aortique (mm3) a été déterminé sur une période de 12 mm14, et le diamètre aortique maximal a également été mesuré à partir des images EKV. Un seuil de croissance volumique de 125 % entre le début de l’étude et le jour 8 a été fixé pour définir le développement initial de l’anévrisme. Sur la base des données recueillies sur 2 ans (2020-2021, n = 157), seulement 9% des animaux n’ont pas réussi à former un AAA selon ce seuil. Cependant, 35 % des souris ont subi des ruptures aortiques (thoraciques ou abdominales) avant l’implantation du cathéter au jour 9, ce qui a donné lieu à un total de 56 % des animaux restants atteints d’une maladie AAA établie susceptibles d’être stratifiés en groupes de traitement (figure 1C). Il convient de noter que parmi nos témoins PBS historiques (n = 21), les anévrismes se sont développés à des degrés divers (intervalle: 128% -314%, croissance moyenne de 199% ± 55% du volume aortique SD au jour 8). Il est important de noter qu’une relation inverse a été observée entre l’expansion initiale et la progression ultérieure de la maladie, c’est-à-dire que 55% des anévrismes à progression rapide (>200% de croissance du volume au jour 8) n’ont pas progressé avant le jour 27, tandis que 80% des autres anévrismes (>125% et <200% de croissance du volume au jour 8) ont continué à se développer jusqu’à la fin de l’expérience (Figure 1D).
Comme récemment rapporté 14,17, les méthodes décrites ont été établies, validées et mises en œuvre avec succès, par exemple pour documenter l’effet thérapeutique d’un inhibiteur de la citrullination des histones (GSK484, pour l’inhibition de la formation de pièges extracellulaires à neutrophiles) pour bloquer la progression de l’AAA établi. Des souris déficientes en ApoE ont reçu de l’Ang-II à 1000 ng / kg / min par des pompes osmotiques implantées par voie sous-cutanée pendant 28 jours. Les animaux ont été stratifiés 1:1 à GSK484 (0,2 μg/g/jour) ou un traitement PBS basé sur le volume aortique mesuré le jour 8 et ont subi la procédure de cathétérisme de la veine jugulaire le jour 9. Des injections de médicaments ont été effectuées quotidiennement dans un volume de 10 μL / g de poids de souris jusqu’à la fin de l’étude17. La figure 2 montre des résultats échographiques exemplaires (n = 2/groupe) (évolution temporelle de l’expansion absolue et relative du volume ou du diamètre), révélant que le traitement par GSK484 inhibait la progression de l’AAA, tandis que les anévrismes continuaient à s’agrandir chez les souris témoins.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64124/64124fig01.jpg"> Figure 1 : Formation et progression de l’AAA dans le modèle murin Ang-II détecté par échographie 3D. (A) L’aorte suprarénale a été surveillée par échographie 3D au départ (BL), au jour 8 (d8) et au jour 27 (d27) après l’implantation de la pompe Ang-II. Le volume a été mesuré sur un tronçon de 12 mm de l’aorte surrénale (157 images) sur la base d’une image reconstruite en 3D. Le diamètre aortique maximal a été déterminé à partir d’images EKV. (B) Coloration trichrome d’une coupe transversale de l’aorte du jour 27 après sacrifice de souris et prélèvement d’organes. La présence d’une dissection de l’aorte est indiquée par L1/L2 (lumen 1 et lumen 2), et le thrombus intramural est noté * en A et B. (C) Taux d’incidence de l’AAA (croissance du volume aortique de >125 % à partir de la LB) au jour 8 et des ruptures aortiques au cours des 9 premiers jours (thoracique ou abdominale) à partir d’un ensemble de données recueillies sur 2 ans (n = 157). (D) Fréquence de progression du jour 8 au jour 27 de la formation initiale rapide (croissance du volume aortique de >200% de la BL au jour 8) par rapport aux anévrismes à croissance modérée (>125% et <200% du volume aortique de BL au jour 8) chez les souris contrôlées par PBS (n = 21). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64124/64124fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64124/64124fig02.jpg"> Figure 2 : Résultats exemplaires de l’inhibition de la citrullination des histones pour bloquer la progression de l’AAA dans le modèle Ang-II par injection intraveineuse de GSK484 ou de PBS via un bouton d’accès vasculaire. (A) Volume aortique (mm3) mesuré sur un étirement de 12 mm de l’aorte surrénale. (B) Croissance du volume aortique calculée par rapport à la valeur initiale (BL = 100%). (C) Diamètre aortique maximal déterminé à partir des images EKV. (D) Croissance du diamètre aortique calculée à partir de BL. Les données GSK484 ont été extraites d’une étude publiée précédemment17. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64124/64124fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Ce protocole décrit l’implantation consécutive d’une pompe osmotique pour induire un anévrisme de l’aorte abdominale par libération d’angiotensine II chez des souris déficientes en apolipoprotéine E (ApoE) et d’un orifice d’accès vasculaire avec un cathéter de veine jugulaire pour un traitement médicamenteux répété. Le suivi du développement de l’anévrisme par échographie 3D est efficacement réalisé malgré les implants dorsaux.

Traitement médicamenteux par cathéter veineux central dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte abdominale induit par l’angiotensine II et surveillance par échographie 3D

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

Le protocole combine un modèle murin d’anévrisme de l’aorte abdominale ressemblant à une maladie humaine établie et un traitement répétitif par cathéter intraveineux. Répondre au besoin clinique de bloquer la progression de l’anévrisme. Le protocole fournit un flux de travail complet pour tester des médicaments afin de réduire la progression de l’anévrisme chez la souris, y compris des informations complètes sur l’expansion du volume et de la morphologie du diamètre aortique.Plus échographie 3D. L’échographie 3D peut être adaptée pour mesurer l’aorte infrarénale où les anévrismes se développent dans des modèles murins moins basés sur le goût. Le cathétérisme de la veine jugulaire peut être utilisé pour tout ensemble nécessitant des injections intraveineuses.Après avoir anesthésié une souris postale déficiente en APOE âgée de 12 à 14 semaines, rasez la petite zone située sur le côté supérieur gauche du dos, sur l’omoplate, appliquez une solution d’iode à 10% de povidone pour désinfecter la zone rasée. Faites une incision transversale d’un centimètre dans la peau du haut du dos avec un scalpel entre la colonne vertébrale médiane et la ligne scapulaire gauche. Tenir la peau avec une pince et utiliser des ciseaux incurvés émoussés.Faites une poche sous-cutanée en poussant vers le membre postérieur gauche. Ouvrez les ciseaux et retirez les ciseaux ouverts de la coupe pour élargir la poche. Insérez doucement la pompe dans la poche avec le modérateur d’écoulement vers la queue pour minimiser l’interférence potentielle de l’angiotensine deux libérée par le site d’incision.Fermez ensuite la plaie avec des sutures interrompues résorbables 4.0. Utilisation du système d’accès vasculaire. Préparez le cathéter en coupant les trois côtés Français à la longueur souhaitée et en poussant le cathéter sur le connecteur métallique de calibre 22 du système d’accès vasculaire ou EVA avec un chevauchement d’au moins trois millimètres.Placez le capuchon en aluminium sur le bouton pour protéger le port. Rasez la fourrure du côté droit du cou du côté ventral et du côté droit du haut du dos d’une souris anesthésiée. Appliquez ensuite la solution de povidone iodée pour désinfecter la zone rasée.Pour la préparation de la veine jugulaire, faites une incision cutanée super claviculaire transversale de 0,5 centimètre sur le côté droit du cou sur la clavicule droite. Utilisez une pince microchirurgicale émoussée pour séparer le tissu conjonctif et la graisse exposant la veine jugulaire externe. Évitez de déchirer les petits vaisseaux sanguins dans la graisse.Isolez cinq millimètres du vaisseau près des muscles pectoraux. Ensuite, disséquez le tissu émoussé sous la veine à l’aide de micro-pincettes pliées et passez à travers deux à trois des ligatures de soie 6.0. Rentrez les ligatures et ajoutez une goutte de solution saline au site.Pour l’implantation du bouton, retournez la souris et placez-la en position couchée. Appliquez la solution d’iode povidone pour désinfecter la zone rasée. Faites une incision sagittale d’un centimètre sur le haut du dos avec un scalpel entre les lignes scapulaires médianes et droites.Ensuite, utilisez des ciseaux incurvés émoussés pour créer une poche circulaire légèrement plus grande que la taille du SVA autour du site d’incision par dissection contondante. Utilisez les ciseaux incurvés émoussés pour creuser un tunnel crânienne sur l’épaule droite vers l’incision ventrale au niveau du cou en ouvrant légèrement les ciseaux. Ensuite, retirez les ciseaux ouverts et répétez l’action au fur et à mesure qu’elle est poussée plus loin.Une fois que le tunnel a atteint l’incision ventrale, passez à travers des pinces chirurgicales de l’incision ventrale à l’incision dorsale. Fixez trois Français extrémité du cathéter à la pince et tirez le cathéter à travers le tunnel afin qu’il soit hors de l’incision du col ventral et que le SVA soit en place à l’incision dorsale. Insérez ensuite le disque de feutre chirurgical VAS par voie sous-cutanée à l’incision sur le dos.Détachez la vérification de la perméabilité du cathéter à l’aide de l’extrémité de la fourche de l’outil de manipulation pour retirer le capuchon de protection en aluminium et utilisez l’extrémité magnétique pour maintenir le bouton et injecter une solution saline ou du PBS avec une seringue d’un millilitre fixée à l’injecteur correspondant jusqu’à ce que le liquide fuie de l’une Français extrémité. Appuyez caudalement sur le bouton dans la poche et fermez la peau sur le disque feutre des AV sous la bride du SAV avec deux sutures interrompues de quatre oh crâniennement. Pour le cathétérisme veineux, retournez la souris en décubitus dorsal et ajoutez une goutte de solution saline du côté coupé.Séparez les ligatures et attachez la première ligature autour du cathéter et de la veine jugulaire avec deux à trois nœuds aussi loin que possible pour ligaturer la veine et ancrer le cathéter à l’extérieur. Déplacez la deuxième ligature aussi près que possible des muscles pectoraux. À l’aide de micro-ciseaux, coupez un angle diagonal pour créer une extrémité pointue de sorte que trois à cinq millimètres du cathéter seront dans la veine.Ensuite, percez un trou dans la veine à l’aide d’une aiguille de calibre 27 attachée à une seringue d’un millilitre remplie de solution saline en tirant sur la ligature crânienne sécurisée et en poussant l’aiguille parallèlement à la veine. Ensuite, insérez le cathéter dans la veine de la même manière en tirant sur la ligature crânienne sécurisée et en glissant le cathéter dans la veine à l’aide de la pince à épiler pliée. Poussez le cathéter jusqu’à ce qu’il soit aligné avec la veine.Attachez la deuxième ligature sur la région insérée du cathéter avec deux à trois nœuds et vérifiez qu’il n’y a pas de fuite de sang. Coupez l’extrémité excédentaire des deux ligatures avec des micro-ciseaux et ajoutez une goutte de solution saline. Ensuite, fermez la peau avec des sutures interrompues résorbables 4.0.Injectez à la souris le volume souhaité d’inhibiteur ou de solution saline PBS comme démontré précédemment. Maintenez une pression positive sur le piston tout en déconnectant la seringue du SAV. Surveillez les souris après la récupération.À l’aide du logiciel d’échographie, ajustez les paramètres pour obtenir une profondeur d’image de 30 bases de données à 9,0 millimètres et une largeur de 8,08 millimètres. Ensuite, ajoutez une goutte d’électrogel à chacun des quatre électrocardiogrammes ou électrodes ECG de la scène et collez-y les extrémités de la souris. Étalez du gel à ultrasons chauds sur l’abdomen de la souris et abaissez l’émetteur pour le mettre en contact avec l’abdomen.Identifiez l’aorte comme un vaisseau circulaire à pulsations rapides. Localisez l’artère rénale gauche et surveillez la zone manuellement jusqu’à 12 millimètres crânienne pour vous assurer qu’il n’y a pas d’interférence dans la zone d’intérêt. Retour à l’artère rénale gauche.Ensuite, réglez la sonde à six millimètres crânienne de l’artère. Pour l’acquisition par ultrasons 3D, réglez le déclenchement respiratoire sur 25% de retard et une fenêtre de 50% et le déclenchement ECG sur 50 millisecondes. À partir des options 3D, définissez la distance de numérisation à 11,96 millimètres avec une taille de pas de 0,076 millimètres.Après avoir acquis 157 images, faites défiler pour vérifier la qualité de l’image avant d’enregistrer l’image. Pour l’acquisition du diamètre 2D, désactivez le déclenchement respiratoire et l’ECG et localisez manuellement la zone ayant le plus grand diamètre dans l’étirement de 12 millimètres de l’aorte super rénale. Appuyez sur le mode B à l’écran et obtenez une image en mode B.De plus, pour l’image EKV sans déplacer le transducteur, acquérir une image EKV avec les paramètres standard du système sur le même site. Le développement et la progression des anévrismes superrénaux ont été surveillés par échographie au huitième jour et au jour 27 au départ. Une coloration trichrome du jour 27 aorte illustre la morphologie de l’anévrisme formé avec dissection de paroi et thrombus intra-muros.Le taux d’incidence de l’anévrisme de l’aorte abdominale ou AAA au huitième jour et des ruptures aortiques au cours des neuf premiers jours a montré que 9% des souris n’ont pas réussi à former un AAA. Cependant, 35% des souris ont subi des ruptures aortiques avant l’implantation du cathéter, ce qui a entraîné un total de 56% des souris restantes atteintes de la maladie AAA établie étant minimes à la stratification en groupes de traitement. Une relation inverse a été observée entre l’expansion initiale et la progression ultérieure de la maladie des anévrismes à formation initiale rapide par rapport aux anévrismes à croissance modérée chez les souris contrôlées par PBS.Les résultats échographiques exemplaires ont révélé que le traitement par GSK 4 84 inhibait la progression de l’AAA tandis que les anévrismes continuaient à grossir et à contrôler les souris. La perméabilité du cathéter est essentielle car la déconnexion du cathéter de la veine ou du bouton d’accès vasculaire entraîne l’administration du médicament dans l’espace sous-cutané avec des concentrations de médicament inconnues au site de l’anévrisme. Lorsque des souris sont sacrifiées à la fin de l’expérience, l’eau et d’autres tissus peuvent faire l’objet d’une enquête histologique et d’une analyse sanguine pour caractériser les effets des médicaments sur et hors cible.

Research

JoVE Journal

Medicine

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Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Recherche

Médecine

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Création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels Vasa Vasorum Perfusion

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