Name: drug treatment by central venous catheter in a mouse model of angiotensin ii induced abdominal aortic aneurysm and monitoring by 3d ultrasound
Uploaded: 2022-08-04T13:50:00
Duration: 10 min 9 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound at JoVE.com

Wir danken den Teams von Prof. Podesser und Prof. Ellmeier (Department of Biomedical Research and Core Facility for Laboratory Animal Breeding and Husbandry, Medizinische Universität Wien) für die Unterstützung bei den Tierversuchen. Die AAA-Trichromfärbung wurde freundlicherweise von Monika Weiss und Prof. Peter Petzelbauer (Universitätsklinik für Dermatologie, Medizinische Universität Wien) durchgeführt. Diese Arbeit wurde vom Fonds zur Förderung der wissenschaftlichen Forschung gefördert [SFB-Projekt F 5409-B21]. Marc Bailey wird persönlich unterstützt von der British Heart Foundation [FS/18/12/33270].

<ol>
	<li>Busch, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Translating+mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysm+to+the+translational+needs+of+vascular+surgery.">Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery.</a> JVS-Vascular Science. 2, 219-234 (2021).</li><li>Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+for+abdominal+aortic+aneurysm.">Mouse models for abdominal aortic aneurysm.</a> British Journal of Pharmacology. 179 (5), 792-810 (2022).</li><li>Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling,+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements.">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> Journal of Visualized Experiments. (59), e3496 (2012).</li><li>Waduud, M. 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Die Autoren haben keine Angaben.

Das Ang-II-Modell ist eines der am häufigsten verwendeten Mausmodelle von AAA aufgrund seiner geringen technischen Anforderungen und besonderen Merkmale, die der menschlichen Krankheit ähneln 3,6. Die Operationszeit beträgt etwa 10 Minuten pro Tier, und die subkutane Pumpenimplantation wird von den Mäusen gut vertragen, wenn die subkutane Tasche ausreichend breit ist und tief auf dem Rücken des Tieres platziert ist, weg von der Inzisionsstelle, um die Wundheilung nicht zu stören. Wenn die Haut um die Pumpe gespannt ist, kann es zu Gewebereizungen kommen, die Entzündungen und Schorfbildung verursachen und möglicherweise den Freisetzungsmechanismus der Pumpe durch osmotischen Druck stören können. Die Messung des Volumens von Ang-II, das zum Zeitpunkt des Tieropfers in der Pumpe verblieben ist, gibt Aufschluss darüber, ob der Ang-II über die 28 Tage erfolgreich freigesetzt wurde.
Das Ang-II-Modell wurde kürzlich als gut geeignet für die Untersuchung des Aortenaneurysmas und der Dissektionsprogression vorgeschlagen, da es Ähnlichkeit mit menschlichen Merkmalen beider aufweist6. Wichtig ist, dass das Testen von Medikamentenkandidaten zur Blockierung der Aortenexpansion und zur Beeinflussung des Umbaus der aktuellen klinischen Nachfrage entsprechen würde. In unserer experimentellen Umgebung wurde vor Beginn der Behandlung ein Cutoff für die Bildung von Aneurysmen definiert, basierend auf einem Volumenwachstum von 125% am Tag 8 im Vergleich zum Ausgangswert, was die natürliche Variation der absoluten Aortengröße bei Mäusen erklärt. Die Schwelle und der Zeitpunkt wurden aus einem anfänglichen Zeitverlauf abgeleitet, der die Zerstörung der Aortenwand in der Histologie bestätigte (Daten nicht gezeigt) und zu 35% Rupturen und 56% beobachteten AAAs vor der Katheterimplantation führte. Während eine Mindestschwelle der etablierten Erkrankung für den Studieneinschluss angewendet wurde, wurde anschließend beobachtet, dass ein hohes Ausmaß der anfänglichen Aortenexpansion auch die experimentelle Anwendbarkeit einschränken kann. Aneurysmen, die am 8. Tag schnell auf >200% Volumen anwuchsen, wuchsen in 55% der Fälle nicht weiter über diese Größe hinaus (Abbildung 1D). Dies muss bei der experimentellen Planung und der Berechnung der Stichprobengröße berücksichtigt werden, da dies die wahre Wirkung einer Behandlung verschleiern könnte. Eine weitere Facette dieses Modells sind die häufigen Aortenrupturen (thorakal oder abdominal), die mit Raten von 20%-40% und meist innerhalb der ersten 10 Tage nach Ang-II-Pumpimplantation auftreten 3,18,19. So wurde durch die Wahl des Behandlungsbeginns als Tag 9 eine hohe Rate etablierter Aneurysmen erreicht, und die Jugularvenenkatheterisierung wurde im Wesentlichen an Mäusen durchgeführt, von denen erwartet wurde, dass sie bis zum Ende des Experiments überleben würden (nur 3/24 Mäuse in unserer historischen Kontrollgruppe rissen nach Tag 9), wodurch Zeit, Mühe, und Kosten.
Abgesehen von den Aortenrupturen, die eine schwere Erkrankung darstellen, wurde die gleichzeitige Implantation des Katheters mit Gefäßzugangsknopf und der osmotischen Pumpe von den Mäusen gut vertragen, ohne nennenswerte Auswirkungen auf die Mobilität oder das Verhalten nach der Genesung von der Operation. Die Jugularvenenkatheterisierung sollte für ausgebildete Forscher etwa 30 Minuten dauern. Die Dauer der Exposition gegenüber (Isofluran-) Anästhesie sollte auf ein Minimum beschränkt werden, und die Atemfrequenz des Tieres muss engmaschig überwacht werden, um eine Atemdepression zu verhindern, die zu einem tödlichen Ausgang führen kann, wenn sie nicht gelöst wird20. Blutverlust nach Punktion der Halsvene für das Einführen des Katheters - was zum Tod des Tieres führt, wenn es schwerwiegend ist - kann möglicherweise auftreten, wenn die Halsvene nicht richtig kranial ligiert ist oder ein Seitenast, der in den isolierten Bereich des Gefäßes einspeist, nicht verschlossen ist. In diesem Fall sollte Druck mit einem Wattestäbchen auf die Einstichstelle ausgeübt werden, bis sich der Blutverlust verlangsamt oder stoppt, dann sollte das Einführen und die Ligatur des Katheters so schnell wie möglich erfolgen; Ein kleines Stück der Kollagenwundauflage kann vorübergehend verwendet werden, um bei der Hämostase zu helfen.
Die Katheterdurchgängigkeit ist einer der wichtigsten Faktoren, da die Kathetertrennung von der Vene oder dem Zugangsknopf zu einer unsachgemäßen Medikamentenabgabe führt, bei der das Medikament in den subkutanen Raum austritt. Nach der Empfehlung des Herstellers einer Überlappung von mindestens 3 mm zwischen Katheter und Metallanschluss wurde bei diesem Modell über 3 Jahre (2020-2021, n = 73) nur ein Fall von Kathetertrennung an der Knopfseite (angezeigt durch die injizierte Flüssigkeit, die aus der Inzisionsstelle am Knopf austritt) aufgezeichnet, der durch Öffnen der Wunde und Wiederherstellung der Verbindung in der Operation behoben wurde. Darüber hinaus kam es in unserer historischen PBS-Kontrollgruppe (2/21) zu einer Katheter-Durchgängigkeitsversagensrate von etwa 10% aufgrund eines Katheterverschlusses (der eine Injektion unmöglich machte), einer Kathetertrennung von der Vene (angezeigt durch eine offensichtliche Schwellung im Hals während der Injektion) oder aufgrund von Wundheilungskomplikationen. Diese Probleme können mit selbst zugefügten Verletzungen zusammenhängen, z. B. Mauskratzern oder Bissen. Insbesondere medikamentöse Behandlungen, die die Wundheilung beeinträchtigen, können die Ausfallraten erhöhen. Zu den Schritten zur Fehlerbehebung zur Verbesserung der Durchgängigkeitsrate gehören die Erhöhung der Länge des in die Vene eingeführten Katheters, die Sicherstellung, dass die Ligaturen fest um Katheter und Vene geknotet sind, und die Anwendung der Überdrucktechnik gemäß der Empfehlung des Herstellers, wie in Schritt 2.12.10. beschrieben, während der Injektion. Die Durchgängigkeit des Katheters sollte zusätzlich zum Zeitpunkt des Tieropfers durch Sezieren und visuelle Inspektion unter dem Mikroskop überprüft werden. Bemerkenswert ist, dass die tägliche Menge der injizierten Arzneimittellösung sorgfältig berücksichtigt werden muss. Da das Plasmavolumen den Blutdruck reguliert, kann das Injektionsvolumen die AAA-Expansion beeinflussen, und daher müssen Kontrolltiere das Scheinverfahren mit Trägervolumen erhalten. Basierend auf unseren Erfahrungen (und unveröffentlichten Beobachtungen) scheint eine tägliche Menge von bis zu 250 μL PBS gut verträglich zu sein. Schließlich können, ähnlich wie bei der Pumpimplantation, Hautreizungen um den implantierten Gefäßzugangsknopf auftreten. Wenn eine Entzündung beobachtet wird, die von devitalisiertem oder nekrotischem Gewebe begleitet wird, sollte das Wunddebridement durchgeführt werden, indem nicht lebensfähiges Gewebe entfernt wird (nekrotisches Gewebe trennt sich oft auf natürliche Weise von der Wunde), und die Haut sollte bei Bedarf genäht werden; Sind Entzündungen und Nekrosen großflächig, müssen das Wohlergehen und die humanen Endpunkte des Tieres richtlinienkonform berücksichtigt werden.
Die einfache und doppelte dorsale Implantation der osmotischen Pumpe und/oder des VAS störte weder das Ultraschallsignal noch die Sicherung der Maus in einer geeigneten Position auf dem Ultraschalltisch. Die automatisierte Erfassung von 157 Bildern über 12 mm zur Erstellung eines 3D-Bildes der Aorta für die Volumenmessung ist ein einfaches und schnelles Verfahren14, bei dem nur sichergestellt werden muss, dass die Aorta frei von Störungen über den interessierenden Bereich ist. Ein Fallstrick in diesem Zusammenhang ist die Anwendung von zu viel Druck mit dem Schallkopf beim Versuch, das Bild von Störungen zu befreien, was die automatisierte Messung unterbrechen kann, wenn die Atemfrequenz durch die Kompression der Rippen beeinflusst wird, wenn Bilder des Schädelendes der Bauchaorta aufgezeichnet werden. Der Durchmesser wird traditionell in Bildern gemessen, die im B-Modus aufgenommen wurden, indem der Bediener während der Ultraschallanalyse manuell nach dem Bereich mit maximalem Durchmesser sucht. Eine Weiterentwicklung der B-Mode-Bilder sind die EKV-Bilder, die kleine Aortenbewegungen auflösen können, um ein qualitativ hochwertiges, verlangsamtes Bild der pulsierenden Aorta zu erzeugen. Darüber hinaus kann der maximale Aortendurchmesser aus den aufgenommenen 3D-Frames bestimmt werden, wobei die 157 Bilder einen umfassenden Überblick über die an der Systole aufgenommene Aorta bieten (aufgrund des eingestellten EKG-Triggers).
Zusammenfassend bietet das vorgestellte kompilierte Protokoll einen zuverlässigen und reproduzierbaren Workflow für die intravenöse Medikamentenverabreichung in einem Mausmodell von Ang-II-induzierter AAA und für die Überwachung der Aortengröße durch 3D-Ultraschall. Die Zeitpunkte der Überwachung und des Betriebs können an die spezifischen Bedürfnisse angepasst werden, und die Jugularvenenkatheterisierung kann separat für jeden Versuchsaufbau durchgeführt werden, der die Abgabe spezifischer Substanzen über intravenöse Injektionen erfordert. Das VAS kann alternativ zur wiederholten Blutentnahme verwendet werden, wenn eine Kathetersperrlösung verwendet wird, um eine Gerinnung zu verhindern. Das beschriebene 3D-Ultraschallverfahren kann angepasst werden, um die infrarenale Aorta zu messen, wo sich Aneurysmen bei akuter Beleidigung in Elastase- oder CaCl2-basierten Mausmodellen von AAA entwickeln. Während die 3D-Ultraschallaufnahme den Vorteil hat, einen Überblick über die betroffene Aortenregion und die Aneurysmamorphologie zu geben, ist die Bildaufnahme zeitaufwendiger und kann daher kostenintensiver sein. Eine weitere Einschränkung des Protokolls, die anerkannt werden sollte, ist die Notwendigkeit, dass die Tiere für intravenöse Injektionen kurz betäubt werden, während die intraperitoneale Verabreichung im Allgemeinen an bewussten Mäusen durchgeführt wird.

Ein Bauchaortenaneurysma (AAA) ist eine pathologische Erweiterung eines Gefäßes aufgrund entzündlicher und gewebezerstörender Prozesse in der Aortenwand, die letztlich zu Ruptur und Patiententod führen können. Trotz erheblicher Erfolge bei der chirurgischen AAA-Reparatur fehlt bisher eine konservative medikamentöse Behandlung, um das Fortschreiten der Aneurysmaexpansion zu blockieren und möglicherweise das Risiko einer Ruptur zu senken. Tiermodelle wurden entwickelt, um Auslöser und Mediatoren der Erkrankung aufzuklären und neuartige Therapieansätze zu testen. Mausmodelle von AAA sind weit verbreitet und decken die verschiedenen Beobachtungen von menschlichem Gewebe ab. Aufgrund ihrer pathomechanistischen Unterschiede wird oft mehr als ein Modell angewendet, um die besondere Funktion von Molekülen/Signalwegen oder die Wirksamkeit potenzieller therapeutischer Medikamente zu untersuchen 1,2. Zu den am häufigsten verwendeten Modellen der AAA-Induktion gehört die Verabreichung von Angiotensin-II (Ang-II) in Apolipoprotein E deficient (ApoE KO) Mäusen3, die im Vergleich zu Modellen, die auf einer Aneurysmabildung von einer akuten Beleidigung der Aortenwand beruhen, eine chronischere Pathogenese aufweist 4,5. Daher scheint das Ang-II-Modell besonders geeignet für die Überwachung des Krankheitsverlaufs zu sein und wurde kürzlich gezeigt, dass es der menschlichen AAA-Erkrankung in Bezug auf metabolische und entzündliche Reaktionen sehr ähnlich ist6. Insbesondere zeichnet sich das Ang-II-Modell nicht nur durch die AAA-Entwicklung, sondern auch durch die Bildung eines thorakalen Aneurysmas sowie durch eine Aortendissektion mit intramuraler Thrombusbildung aus.
Behandlungen, die darauf abzielen, das Fortschreiten der bereits etablierten AAA anzustreben, anstatt die Entstehung der Krankheit zu verhindern, können einen höheren translationalen Wert haben, da Patienten mit einer Vorerkrankung auftreten, die eine Behandlung erfordert 7,8. Für ein vergleichbares experimentelles Design muss die Aortengröße vor und nach der AAA-Induktion überwacht werden, um eine Schwelle für die Krankheitsentwicklung zu definieren und Mäuse möglicherweise in Behandlungsgruppen einzuteilen.
Die Art der Arzneimittelverabreichung hängt von der Aufnahme und Stabilität der jeweiligen Substanz ab. Intraperitoneale (i.p.) Injektionen werden am häufigsten aufgrund ihrer einfachen Anwendung, der fehlenden Anästhesie und des Fehlens von Injektionsvolumenbeschränkungen verwendet9. Bei der Wahl des Verabreichungsweges muss jedoch die Pharmakokinetik berücksichtigt werden, da die i.p. verabreichten Substanzen in erster Linie über den hepatischen Pfortaderkreislauf resorbiert werden und vor dem Erreichen des Kreislaufs einen Leberstoffwechsel durchlaufen können, was je nach First-Pass-Effekt zu unterschiedlichen Plasmakonzentrationen führen kann10. Die intravenöse (i.v.) Injektion führt zur höchsten Bioverfügbarkeit von Substanzen, und die Herausforderung des wiederholten intravenösen Zugangs kann durch die Verwendung von Kathetern und vaskulären Zugangsöffnungen für die tägliche Verabreichung umgangen werden11,12,13. In Bezug auf die AAA-Einstellung erleichtert die Arzneimittelverteilung im Umlauf eine direkte Aneurysma-Exposition bei definierten Konzentrationen.
Hier beschreiben wir einen Workflow zur Induktion von AAA im Ang-II-Mausmodell über die subkutane Implantation einer osmotischen Pumpe, für die tägliche intravenöse medikamentöse Behandlung über einen vaskulären Zugangsport, der mit einem in die äußeren Halsvene eingeführten Katheter verbunden ist, sowie für die Überwachung der Aneurysmagröße mittels 3D-Ultraschall14 trotz des Vorhandenseins von zwei dorsalen Implantaten.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4-0 Polysorb sutures</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>GL-46-MG</td>
			<td>Braided absorbable suture CV-23 Taper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 Silk sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>639H</td>
			<td>PERMA-HAND Silk</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ALZET 2004 osmotic pumps</td>
			<td>DURECT Corp</td>
			<td>298</td>
			<td>Osmotic mini pumps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angiotensin-II</td>
			<td>Bachem</td>
			<td>4006473.0100</td>
			<td>Angiotensin II acetate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel</td>
			<td>Parker Labs</td>
			<td>PUSG-0308</td>
			<td>Ultrasound gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadona Wound Spray</td>
			<td>Mundipharma</td>
			<td></td>
			<td>Wound disinfectant spray (povidone-iodine spray)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betaisodona Solution</td>
			<td>Mundipharma</td>
			<td>15973</td>
			<td>Wound disinfectant solution (povidone-iodine solution)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catheter for mouse femoral vein/artery</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>C10PU-MFV1301</td>
			<td>1 to 3Fr, 10.5 cm, collar @1.2 cm. Fits 22 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hair removal cream</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handling tool</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABMG</td>
			<td>Handling tool for magnetic mouse Vascular Access Buttons</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYLO NIGHT Eye Oinment</td>
			<td>URSAPHARM</td>
			<td>538922</td>
			<td>Eye lubricant cream</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles and syringes of various sizes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1 mL and 5 mL syringes, 27 G and 30 G needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus SZ51 Stereo microscope</td>
			<td>Olympus Corporation</td>
			<td></td>
			<td>Dissection and inspection microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PinPort injectors</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>PNP3M-50</td>
			<td>Injector for vascular access button</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protective aluminum cap</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABM1C</td>
			<td>Protective aluminum cap for magnetic 1 channel mouse VAB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Signa Electrode Ultrasound Gel</td>
			<td>Parker Labs</td>
			<td>PE-1560</td>
			<td>Electrode gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small electric shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surigcal and microsurgical equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suprasorb C</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher</td>
			<td>20482</td>
			<td>Collagen wound dressing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular access button (VAB)</td>
			<td>Instech Laboratories Inc</td>
			<td>VABM1B/22</td>
			<td>Vascular Access Button for mouse, magnetic, 1 channel 22 G, injector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo 3100 Imaging System</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td>51073-51</td>
			<td>Ultrasound system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Lab 5.6.1 software</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td></td>
			<td>Ultrasound analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo MX550D transducer</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td></td>
			<td>Linear Array Transducer For Vevo 3100 system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vevo Mouse Handling Table</td>
			<td>FUJIFILM VisualSonics Inc</td>
			<td>11436</td>
			<td>Mouse heating, mouse core temperature capture and ECG pads for physiological monitoring</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

drug treatment by central venous catheter in a mouse model of angiotensin ii induced abdominal aortic aneurysm and monitoring by 3d ultrasound

Da es bei der klinischen Behandlung des Bauchaortenaneurysmas (AAA) an pharmazeutischen Behandlungsmöglichkeiten mangelt, werden Tiermodelle, insbesondere Mausmodelle, eingesetzt, um das Verständnis der Krankheitspathogenese voranzutreiben und potenzielle therapeutische Ziele zu identifizieren. Das Testen neuartiger Arzneimittelkandidaten, um das AAA-Wachstum in diesen Modellen zu blockieren, erfordert in der Regel eine wiederholte Medikamentenverabreichung während des Experimentverlaufs. Hier beschreiben wir ein zusammengestelltes Protokoll für die AAA-Induktion, das Einführen eines intravenösen Katheters zur Erleichterung einer längeren Therapie und die serielle AAA-Überwachung durch 3D-Ultraschall. Aneurysmen werden bei Mäusen mit Apolipoprotein E (ApoE)-Mangel durch Angiotensin-II-Freisetzung über 28 Tage aus osmotischen Minipumpen induziert, die subkutan in den Mausrücken implantiert werden. Anschließend wird der chirurgische Eingriff zur externen Jugularvenenkatheterisierung durchgeführt, um eine tägliche intravenöse medikamentöse Behandlung oder wiederholte Blutentnahme über einen subkutanen Gefäßzugangsknopf zu ermöglichen. Trotz der beiden dorsalen Implantate wird die Überwachung der AAA-Entwicklung durch die sequentielle halbautomatische 3D-Ultraschallanalyse erleichtert, die umfassende Informationen über die Ausdehnung von Aortendurchmesser und -volumen sowie über die Aneurysmamorphologie liefert, wie experimentelle Beispiele zeigen.

Repräsentative Ergebnisse zeigen die Entwicklung und das Fortschreiten der suprarenalen Aneurysmen, wie sie durch Ultraschall zu Studienbeginn, Tag 8 und Tag 27 überwacht werden (Abbildung 1A). Eine trichrome Färbung (Abbildung 1B) der Aorta des Tages 27 in Abbildung 1A veranschaulicht die Morphologie des gebildeten Aneurysmas mit Wanddissektion und intramuralem Thrombus. Das Aortenvolumen (mm3) wurde über eine Strecke von 12 mm14 bestimmt, und der maximale Aortendurchmesser wurde zusätzlich aus den EKV-Bildern gemessen. Für die Definition der anfänglichen Aneurysmaentwicklung wurde ein Schwellenwert von 125% Volumenwachstum vom Ausgangswert bis zum 8. Tag festgelegt. Basierend auf Daten, die über einen Zeitraum von 2 Jahren (2020-2021, n = 157) erhoben wurden, konnten nur 9% der Tiere keine AAA gemäß diesem Cutoff bilden. Bei 35 % der Mäuse kam es jedoch vor der Katheterimplantation am 9. Tag zu Aortenrupturen (thorakal oder abdominal), so dass insgesamt 56 % der verbleibenden Tiere mit etablierter AAA-Erkrankung in Behandlungsgruppen eingeteilt werden konnten (Abbildung 1C). Bemerkenswert ist, dass sich unter unseren historischen PBS-Kontrollen (n = 21) Aneurysmen unterschiedlich stark entwickelten (Bereich: 128%-314%, Mittelwert 199% ± 55% SD-Aortenvolumenwachstum an Tag 8). Wichtig ist, dass eine umgekehrte Beziehung zwischen der anfänglichen Expansion und dem weiteren Fortschreiten der Erkrankung beobachtet wurde, d.h. 55% der schnell fortschreitenden Aneurysmen (>200% Volumenwachstum am Tag 8) entwickelten sich erst am Tag 27 weiter, während 80% der anderen Aneurysmen (>125% und <200% Volumenwachstum am Tag 8) bis zum Ende des Experiments weiter zunahmen (Abbildung 1D).
Wie kürzlich berichtet 14,17, wurden die beschriebenen Methoden erfolgreich etabliert, validiert und implementiert, z.B. um die therapeutische Wirkung eines Histon-Citrullinierungsinhibitors (GSK484, zur Hemmung der neutrophilen extrazellulären Fallenbildung) bei der Blockierung des Fortschreitens der etablierten AAA zu dokumentieren. ApoE-defiziente Mäuse erhielten Ang-II bei 1000 ng/kg/min durch subkutan implantierte osmotische Pumpen über 28 Tage. Die Tiere wurden 1:1 bis GSK484 (0,2 μg/g/Tag) oder PBS-Behandlung basierend auf dem am Tag 8 gemessenen Aortenvolumen stratifiziert und am Tag 9 der Jugularvenenkatheterisierung unterzogen. Arzneimittelinjektionen wurden täglich in einem Volumen von 10 μL/g Mausgewicht bis zum Ende der Studie durchgeführt17. Abbildung 2 zeigt beispielhafte (n = 2/Gruppe) Ultraschallergebnisse (Zeitverlauf der absoluten und relativen Volumen- oder Durchmesserausdehnung), die zeigen, dass die Behandlung mit GSK484 die AAA-Progression hemmt, während sich die Aneurysmen bei Kontrollmäusen weiter vergrößern.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64124/64124fig01.jpg"> Abbildung 1: AAA-Bildung und -Progression im Ang-II-Mausmodell, wie mittels 3D-Ultraschall detektiert . (A) Die suprarenale Aorta wurde durch 3D-Ultraschall zu Studienbeginn (BL), Tag 8 (d8) und Tag 27 (d27) nach Ang-II-Pumpimplantation überwacht. Das Volumen wurde über eine Strecke von 12 mm der Nebennierenaorta (157 Bilder) auf der Grundlage eines 3D-rekonstruierten Bildes gemessen. Der maximale Aortendurchmesser wurde aus EKV-Bildern bestimmt. (B) Trichrome Färbung eines Querschnitts der Aorta des Tages 27 nach Mäuseopfer und Organentnahme. Das Vorhandensein einer Aortendissektion wird durch L1/L2 (Lumen 1 und Lumen 2) angezeigt, und der intramurale Thrombus wird mit * in A und B bezeichnet. (C) Inzidenzrate von AAA (>125% Aortenvolumenwachstum von BL) an Tag 8 und Aortenrupturen innerhalb der ersten 9 Tage (thorakal oder abdominal) aus einem Datensatz, der über 2 Jahre gesammelt wurde (n = 157). (D) Progressionshäufigkeit von Tag 8 bis Tag 27 von anfänglich schnell bildenden (>200% Aortenvolumenwachstum von BL bis Tag 8) versus mäßig wachsendes (>125% und <200% Aortenvolumenwachstum von BL bis Tag 8) Aneurysmen bei PBS-kontrollierten Mäusen (n = 21). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64124/64124fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64124/64124fig02.jpg"> Abbildung 2: Beispielhafte Ergebnisse aus der Hemmung der Histon-Citrullinierung zur Blockierung der AAA-Progression im Ang-II-Modell durch intravenöse Injektion von GSK484 oder PBS über einen vaskulären Zugangsknopf . (A) Aortenvolumen (mm3), gemessen über einen Abschnitt der Nebennierenaorta von 12 mm. (B) Berechnetes Aortenvolumenwachstum gegenüber dem Ausgangswert (BL = 100%). (C) Maximaler Aortendurchmesser, bestimmt anhand von EKV-Bildern. (D) Berechnetes Aortendurchmesserwachstum aus BL. GSK484-Daten wurden aus einer zuvor veröffentlichten Studieextrahiert 17. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64124/64124fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

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Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Dieses Protokoll beschreibt die konsekutive Implantation einer osmotischen Pumpe zur Induktion eines Bauchaortenaneurysmas durch Angiotensin-II-Freisetzung bei Mäusen mit Apolipoprotein E (ApoE)-Mangel und eines vaskulären Zugangsports mit einem Jugularvenenkatheter zur wiederholten medikamentösen Behandlung. Die Überwachung der Aneurysmaentwicklung durch 3D-Ultraschall wird trotz dorsaler Implantate effektiv durchgeführt.

Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

Das Protokoll kombiniert ein Mausmodell des Bauchaortenaneurysmas, das einer etablierten menschlichen Erkrankung ähnelt, und eine wiederholte Behandlung mittels intravenösem Katheter. Um die klinische Notwendigkeit zu adressieren, die Progression des Aneurysmas zu blockieren. Das Protokoll bietet einen vollständigen Workflow zum Testen von Medikamenten zur Verringerung der Aneurysmaprogression bei Mäusen, einschließlich umfassender Informationen über die Erweiterung des Aortendurchmesservolumens und der Morphologie.Plus 3D-Ultraschall. 3D-Ultraschall kann angepasst werden, um die infrarenale Aorta zu messen, wo sich Aneurysmen in weniger geschmacksbasierten Mausmodellen entwickeln. Die Jugularvenenkatheterisierung kann für jede Reihe von intravenösen Injektionen verwendet werden.Nach der Betäubung der 12 bis 14 Wochen alten APOE-defizienten Mail-Maus rasieren Sie den kleinen Bereich auf der oberen linken Seite des Rückens, über das Schulterblatt, tragen Sie 10% Povidon-Jodlösung auf, um den rasierten Bereich zu desinfizieren. Machen Sie einen einen Zentimeter langen transversalen Schnitt in der Haut des oberen Rückens mit einem Skalpell zwischen der mittleren Spinal- und der linken Skapulierlinie. Halten Sie die Haut mit einer Pinzette und einer stumpfen gebogenen Schere hoch.Machen Sie eine Unterhauttasche, indem Sie in Richtung der linken Hinterbein drücken. Öffnen Sie die Schere und ziehen Sie die offene Schere aus dem Schnitt, um die Tasche zu erweitern. Führen Sie die Pumpe vorsichtig in die Tasche mit dem Strömungsmoderator in Richtung Schwanz ein, um mögliche Störungen von Angiotensin zwei zu minimieren, die von der Inzisionsstelle freigesetzt werden.Dann schließen Sie die Wunde mit 4,0 resorbierbaren unterbrochenen Nähten. Verwendung des vaskulären Zugangssystems. Bereiten Sie den Katheter vor, indem Sie die drei französischen Seiten auf die gewünschte Länge schneiden und den Katheter über den 22-Gauge-Metallverbinder des Gefäßzugangssystems oder VAS mit mindestens drei Millimetern Überlappung schieben.Setzen Sie die Aluminiumkappe auf den Knopf, um den Anschluss zu schützen. Rasieren Sie das Fell von der rechten Seite des Halses auf der ventralen Seite und der rechten Seite des oberen Rückens einer betäubten Maus. Tragen Sie dann die Povidon-Jodlösung auf, um den rasierten Bereich zu desinfizieren.Für die Vorbereitung der Halsvene machen Sie einen 0,5 Zentimeter großen transversalen Superklavikular-Hautschnitt an der rechten Seite des Halses über dem rechten Schlüsselbein. Verwenden Sie eine stumpfe mikrochirurgische Pinzette, um Bindegewebe und Fett zu trennen, wodurch die äußere Halsvene freigelegt wird. Vermeiden Sie es, kleine Blutgefäße im Fett zu reißen.Isolieren Sie fünf Millimeter des Gefäßes in der Nähe der Brustmuskeln. Dann stumpf das Gewebe unter der Vene mit einer gebogenen Mikropinzette und passieren Sie zwei bis drei der 6,0 Seidenligaturen. Stecken Sie die Ligaturen ein und fügen Sie der Website einen Tropfen Kochsalzlösung hinzu.Für die Knopfimplantation drehen Sie die Maus um und legen Sie sie in die Bauchlage. Tragen Sie die Povidon-Jodlösung auf, um den rasierten Bereich zu desinfizieren. Machen Sie einen einen Zentimeter langen sagittalen Schnitt am oberen Rücken mit einem Skalpell zwischen der mittleren spinalen und rechten Skapulierlinie.Als nächstes verwenden Sie eine stumpf gebogene Schere, um eine kreisförmige Tasche zu machen, die etwas größer ist als die Größe des VAS um die Inzisionsstelle durch stumpfe Dissektion. Verwenden Sie die stumpf gebogene Schere, um kranial über die rechte Schulter in Richtung des ventralen Einschnitts am Hals zu tunneln, indem Sie die Schere leicht öffnen. Dann ziehen Sie die geöffnete Schere heraus und wiederholen Sie die Aktion, während sie weiter hineingeschoben wird.Sobald der Tunnel den ventralen Schnitt erreicht hat, gehen Sie durch chirurgische Klemmen von der ventralen zur dorsalen Inzision. Befestigen Sie drei französische Enden des Katheters an der Klemme und ziehen Sie den Katheter durch den Tunnel, so dass er aus dem ventralen Halsschnitt heraus ist und das VAS am dorsalen Einschnitt vorhanden ist. Führen Sie dann die VAS-OP-Filzscheibe subkutan am Rückenschnitt ein.Lösen Sie den Katheter auf Durchgängigkeit mit dem Gabelende des Handhabungswerkzeugs, um die schützende Aluminiumkappe zu entfernen, und verwenden Sie das magnetische Ende, um den Knopf zu halten und Kochsalzlösung oder PBS mit einer Ein-Milliliter-Spritze zu injizieren, die am entsprechenden Injektor befestigt ist, bis die Flüssigkeit aus dem einen französischen Ende austritt. Drücken Sie den Knopf kaudal in der Tasche und schließen Sie die Haut über der Filzscheibe der VAs unter dem Flansch des VAS mit zwei vier oh unterbrochenen Nähten kranial. Zur Venenkatheterisierung drehen Sie die Maus zurück in die Rückenlage und fügen Sie einen Tropfen Kochsalzlösung auf die geschnittene Seite hinzu.Trennen Sie die Ligaturen und binden Sie die erste Ligatur mit zwei bis drei Knoten so weit wie möglich kraniell um den Katheter und die Halsvene, um die Vene zu ligieren und den Katheter außen zu verankern. Bewegen Sie die zweite Ligatur so nah wie möglich an die Brustmuskeln. Mit einer Mikroschere schneiden Sie einen diagonalen Winkel, um ein scharfes Ende zu erzeugen, so dass drei bis fünf Millimeter des Katheters in der Vene sind.Dann stechen Sie ein Loch in die Vene mit einer 27-Gauge-Nadel, die an einer mit Kochsalzlösung gefüllten Ein-Milliliter-Spritze befestigt ist, indem Sie an der gesicherten Schädelligatur ziehen und die Nadel parallel zur Vene schieben. Als nächstes führen Sie den Katheter auf die gleiche Weise in die Vene ein, indem Sie an der gesicherten Schädelligatur ziehen und den Katheter mit der gebogenen Pinzette in die Vene schieben. Drücken Sie den Katheter, bis er mit der Vene ausgerichtet ist.Binden Sie die zweite Ligatur mit zwei bis drei Knoten über den eingeführten Katheterbereich und prüfen Sie, ob kein Blut austritt. Schneiden Sie das überschüssige Ende beider Ligaturen mit einer Mikroschere ab und fügen Sie einen Tropfen Kochsalzlösung hinzu. Dann verschließen Sie die Haut mit 4,0 resorbierbaren unterbrochenen Nähten.Injizieren Sie der Maus das gewünschte Volumen an Inhibitor oder PBS-Kochsalzlösung, wie zuvor gezeigt. Halten Sie den Überdruck auf den Kolben aufrecht, während Sie die Spritze vom VAS trennen. Überwachen Sie die Mäuse nach der Genesung.Mit der Ultraschallsoftware können Sie die Einstellungen so einstellen, dass 30 DB Bildtiefe auf 9,0 Millimeter und Breite auf 8,08 Millimeter gewonnen werden. Als nächstes fügen Sie jedem der vier Elektrokardiogramme oder EKG-Elektroden auf der Bühne einen Tropfen Elektrogel hinzu und kleben die Extremitäten der Maus an sie. Verteilen Sie warmes Ultraschallgel auf den Bauch der Maus und senken Sie den Transmitter, um ihn mit dem Bauch in Kontakt zu bringen.Identifizieren Sie die Aorta als kreisförmiges, schnell pulsierendes Gefäß. Lokalisieren Sie die linke Nierenarterie und untersuchen Sie den Bereich manuell bis zu 12 Millimeter kranial, um sicherzustellen, dass der interessierende Bereich nicht gestört wird. Rückkehr zur linken Nierenarterie.Stellen Sie dann die Sonde auf sechs Millimeter kranial von der Arterie ab. Für die 3D-Ultraschallaufnahme stellen Sie das Atem-Gating auf 25% Verzögerung und ein Fenster von 50% und den EKG-Auslöser auf 50 Millisekunden ein. Stellen Sie aus den 3D-Optionen den Scanabstand auf 11,96 Millimeter bei einer Schrittweite von 0,076 Millimetern ein.Scrollen Sie nach dem Erfassen von 157 Frames durch die Bildqualität, um die Bildqualität zu überprüfen, bevor Sie das Bild speichern. Für die 2D-Durchmessererfassung schalten Sie den Atem-Gating- und EKG-Auslöser aus und lokalisieren Sie manuell den Bereich mit dem größten Durchmesser im 12-Millimeter-Abschnitt der Superrenierenaorta. Drücken Sie den B-Modus auf dem Bildschirm und erfassen Sie ein Bild im B-Modus.Zusätzlich können Sie für das EKV-Bild ohne Bewegung des Wandlers ein EKV-Bild mit den Standardeinstellungen des Systems an derselben Stelle erfassen. Die Entwicklung und das Fortschreiten der Superrenaleneurysmen wurden am achten und 27. Tag des Ausgangs durch Ultraschall überwacht. Eine trichrome Färbung der Aorta des Tages 27 veranschaulicht die Morphologie des gebildeten Aneurysmas mit Wanddissektion und intramuralem Thrombus.Die Inzidenzrate von Bauchaortenaneurysma oder AAA am achten Tag und Aortenrupturen innerhalb der ersten neun Tage zeigte, dass 9% der Mäuse keine AAA bildeten. Bei 35% der Mäuse kam es jedoch vor der Katheterimplantation zu Aortenrupturen, so dass insgesamt 56% der verbleibenden Mäuse mit etablierter AAA-Erkrankung minimal in Behandlungsgruppen eingeteilt werden konnten. Eine umgekehrte Beziehung zwischen der anfänglichen Expansion und dem weiteren Fortschreiten der Erkrankung von anfänglich schnell bildenden versus mäßig wachsenden Aneurysmen wurde bei PBS-kontrollierten Mäusen beobachtet.Die beispielhaften Ultraschallergebnisse zeigten, dass die Behandlung mit GSK 4 84 die AAA-Progression hemmte, während sich die Aneurysmen weiter vergrößerten und Mäuse kontrollierten. Die Katheterdurchgängigkeit ist wichtig, da die Kathetertrennung von der Vene oder dem vaskulären Zugangsknopf zu einer Arzneimittelabgabe in den subkutanen Raum mit unbekannten Arzneimittelkonzentrationen an der Aneurysmastelle führt. Wenn Mäuse am Ende des Experiments geopfert werden, können das Wasser und andere Gewebe histologisch untersucht und Blutanalysen durchgeführt werden, um die Wirkungen von Zielarzneimitteln zu charakterisieren.

Research

JoVE Journal

Medicine

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Forschung

Medizin

The Supraclavicular Fossa Ultrasound View for Central Venous Catheter Placement and Catheter Change Over Guidewire

Die Supraklavikulargrube Ultraschallsicht für zentrale Venenkatheter und Katheter Platzierung ändern Über Guidewire

The supraclavicular fossa ultrasound view can be useful for central venous catheter (CVC) placement. Venipuncture of the internal jugular veins (IJV) or ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Subkutane Angiotensin-II-Infusion mit osmotischen Pumpen induziert Aortenaneurysmen bei Mäusen

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

Creation of a Rodent Model of Abdominal Aortic Aneurysm by Blocking Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

Erstellung eines Nagetier Modells der abdominalen Aortenaneurysma Vaskulogenese Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

The adventitial vasa vasorum (VV) provides oxygen and nourishment to the aortic wall. Hypoxia in the aortic wall can cause enlarged abdominal aortic ...

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of ÃƒÆ’Ã…Â½Ãƒâ€šÃ‚Â²-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Quantitative Micro-CT-Analyse der Aortopathy in einem Mausmodell der β-Aminopropionitrile-induzierte Aortenaneurysma und Dissektion

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of ...

Ultrasound Imaging of the Thoracic and Abdominal Aorta in Mice to Determine Aneurysm Dimensions

Ultraschall-Bildgebung der thorakalen und abdominalen Aorta bei Mäusen zu Aneurysma Abmessungen bestimmen

Contemporary high-resolution ultrasound instruments have sufficient resolution to facilitate the measurement of mouse aortas. These instruments have been ...

A Protocol to Set Up Needle-Free Connector with Positive Displacement on Central Venous Catheter in Intensive Care Unit

Ein Protokoll zum Einrichten eines nadelfreien Steckverbinders mit positiver Verschiebung auf dem zentralen Venenkatheter auf der Intensivstation

Needle-free connectors were initially designed and promoted to avoid blood exposure for healthcare workers. Some recent data suggest that the latest ...

Murine Surgical Model of Topical Elastase Induced Descending Thoracic Aortic Aneurysm

Murine chirurgisches Modell der topischen Elastase induzierte absteigende Thorax Aortenaneurysm

According to the Center for Disease Control, aortic aneurysms (AAs) were considered a leading cause of death in all races and both sexes from 1999-2016. ...

Porcine Model of Infrarenal Abdominal Aortic Aneurysm

Porcine Modell des Infrarot abdominalen Aortenaneurysmus

Large animal models to study abdominal aortic aneurysms are sparse. The purpose of this model is to create reproducible, clinically significant infrarenal ...