Name: delivery of cardioactive therapeutics in a porcine myocardial infarction model
Uploaded: 2023-02-10T12:40:00
Duration: 7 min 20 s
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Este trabajo fue financiado por subvenciones del Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica APP1194139/APP1126276 (JC), la Fundación Nacional de Células Madre de Australia y la Oficina de Salud e Investigación Médica (JC) del Gobierno de Nueva Gales del Sur. DS contó con el apoyo del Real Colegio de Médicos de Australasia, el Instituto de Patología Clínica e Investigación Médica y el Programa de Capacitación en Investigación del Gobierno de Australia. TD contó con el apoyo del Instituto de Patología Clínica e Investigación Médica, Penfolds Family Scholarship, el Consejo Nacional de Salud e Investigación Médica (APP2002783) y la Fundación Nacional del Corazón de Australia (104615).

<ol>
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Los autores no tienen nada que revelar.

Inyección intramiocárdica transepicárdica Este procedimiento tiene el beneficio de la visualización cardíaca directa y se ha demostrado que proporciona una mayor retención local de la terapéutica que los métodos de administración sistémica 9,10,14. Sin embargo, las toracotomías son invasivas, requieren una habilidad técnica considerable y presentan un mayor riesgo de morbilidad y mortalidad que otros métodos discutidos10,15. El conocimiento de las etapas críticas y precarias del procedimiento puede ayudar en la mediación de este mayor riesgo.
Se debe tener mucho cuidado al manipular el corazón para exponer el ápice cardíaco debido al alto riesgo de arritmia y compromiso hemodinámico asociado. La monitorización invasiva continua de la presión arterial y la electrocardiografía permiten una rápida identificación de la hipotensión o las arritmias inestables, lo que facilita la intervención y la corrección rápidas. La hipotensión transitoria generalmente se puede tratar con bolos de metaraminol. La hipotensión sostenida puede ser temporizada mediante la reducción del anestésico inhalante (monitorización cuidadosa de la profundidad anestésica) y el inicio de una infusión vasopresora, al tiempo que se determina la causa de la hemodinámica alterada. Las arritmias inestables, como la taquicardia ventricular o la fibrilación ventricular, se pueden tratar mediante cardioversión eléctrica con o sin antiarrítmicos intravenosos.
Igualmente importante para la supervivencia de los animales es la eliminación exitosa del gas libre de la cavidad pleural antes de cerrar el tórax. De lo contrario, puede culminar en el desarrollo de un neumotórax, lo que deja al animal en gran riesgo de compromiso respiratorio y muerte una vez desconectado del ventilador mecánico en el momento de la recuperación. La presión positiva en las vías respiratorias debe mantenerse durante al menos 30 s hasta que ya no se observe burbujeo. El tubo de silicona se retira rápidamente al cesar el burbujeo y el tórax se cierra rápidamente. También es posible colocar quirúrgicamente un tubo de toracostomía en el cierre, lo que permite la eliminación manual del aire y del líquido inflamatorio durante las siguientes 24-72 h. Esto, sin embargo, es difícil de mantener limpio e intacto, especialmente si los animales se alojan juntos. El daño o la contaminación de la sonda pueden provocar piotórax, neumotórax o sepsis. En nuestra experiencia, no es necesario insertar un drenaje torácico temporal si el gas libre se elimina adecuadamente antes del cierre del tórax.
Inyección intramiocárdica transendocárdica percutánea Este método de administración terapéutica tiene la ventaja de permitir la administración local de tejido con menor riesgo debido a su naturaleza menos invasiva en comparación con un abordaje quirúrgico10,14. Esta técnica ya se utiliza en estudios con animales grandes, con fluoroscopia y mapeo electromecánico como guía en ausencia de visualización directa10,16,17.
Dado que el corazón no está bajo visión directa, es prudente que el procedimental utilice vistas fluoroscópicas ortogonales al seleccionar el lugar de la inyección. Además, la inyección de contraste de yodo diluido antes y la administración de la terapéutica es extremadamente valiosa para confirmar el contacto miocárdico. El contacto adecuado puede confirmarse mediante la observación de un "rubor miocárdico" característico, que puede ser uno de los únicos marcadores del éxito de la inyección antes de la extracción de tejidos. Debido al riesgo de perforación de la cámara, también se recomienda que el espesor de la pared miocárdica en el lugar de inyección seleccionado sea superior a 9 mm14,16.
Minibomba osmótica venosa yugular La minibomba osmótica es un dispositivo popular comúnmente empleado en estudios con animales pequeños. Ha habido un creciente interés en el uso de este dispositivo en modelos animales grandes 7,18,19, dada su ventaja única de administrar un agente terapéutico a una velocidad constante durante un período de tiempo determinado. Una posible limitación de este método es la incapacidad de alterar o detener las tasas de infusión del fármaco sin reemplazar o quitar la bomba. Esto se debe considerar antes de probar la terapia de esta manera.
Este estudio demostró que este método podía realizarse con una alta tasa de éxito en cerdos, con baja morbimortalidad. Debe tenerse en cuenta que muchas estructuras vitales están adyacentes al sitio quirúrgico, incluidos los ganglios linfáticos, el timo y la arteria carótida. Se recomienda encarecidamente la adherencia al método y la consulta de textos anatómicos20 para evitar daños inadvertidos en cualquiera de estas estructuras. La complicación más preocupante de este método es el shock hemorrágico debido a una lesión inadvertida en la vena yugular o en una estructura circundante. Por lo tanto, es fundamental que el tejido blando que rodea la vena yugular se extirpe cuidadosamente. Si no se completa correctamente este paso, puede resultar difícil colocar el tubo de la minibomba o controlar el sangrado involuntario.
En este artículo se han descrito tres métodos para la administración de terapias cardioactivas. A pesar del éxito reportado de cada técnica, existen limitaciones inherentes a ser consideradas. Los procedimientos invasivos (inyección transepicárdica) permiten aumentar la precisión de la administración terapéutica; sin embargo, conllevan un mayor riesgo de complicaciones potencialmente mortales. Además, el parto invasivo requiere un mayor requerimiento de habilidades técnicas para minimizar el riesgo de complicaciones. De manera similar, la inyección transendocárdica guiada por fluoroscopia requiere un grado de habilidad técnica para el cateterismo y la manipulación del hardware. Si este método se realiza incorrectamente, es posible que la inyección falle y se produzcan complicaciones fatales.
Los métodos de inyección directa descritos permiten la administración única de un fármaco en el tejido diana. La minibomba osmótica venosa yugular permite la administración sistémica de un tratamiento durante un período de 7 días. Comparativamente, este método es más simple y se asocia con menos riesgo, sin embargo, se basa en una terapéutica sistémica que encuentra su camino hacia el miocardio. Además, una vez que la bomba está colocada, es imposible interrumpir la administración o alterar la tasa de dosis sin volver a anestesiar al animal y retirar la bomba.
Todos los métodos descritos en este artículo se realizaron en animales el día o 2 semanas después del infarto de miocardio. Por lo tanto, este trabajo no puede reportar el éxito de dichos métodos en animales sanos o sometidos a una patología cardíaca alternativa. Por último, la farmacología y la biotecnología de cualquier agente previsto deben considerarse cuidadosamente, ya que esto estará inherentemente relacionado con la eficacia de la vía de administración elegida. Una discusión detallada de esto está más allá del alcance de este manuscrito.
Las descripciones exhaustivas de los métodos preclínicos benefician al bienestar animal y a la comunidad científica en general. La mejora resultante de la reproducibilidad de los procedimientos y resultados conduce a menos complicaciones de salud animal, a una reducción del número de animales necesarios para producir resultados significativos y a una mayor confianza en los resultados experimentales21,22. En este artículo se describen tres métodos de administración de nuevas terapias para el tratamiento del infarto de miocardio en un modelo porcino. Al detallar las técnicas utilizadas y articular los beneficios y riesgos de cada una, se anticipa que los investigadores podrán crear cómodamente modelos preclínicos consistentes y confiables que se adapten a sus objetivos de investigación.

La enfermedad de las arterias coronarias (EAC) y el infarto de miocardio con elevación del segmento ST asociado (IAMCEST) son las principales causas de muerte en todo el mundo. En las últimas dos décadas, se han logrado grandes avances en la reducción de la mortalidad intrahospitalaria de los pacientes con IAMCEST, a través del advenimiento de la intervención coronaria percutánea, las terapias fibrinolíticas y la estandarización de los algoritmos de tratamiento para garantizar que la reperfusión se logre de manera oportuna 1,2,3. A pesar de ello, la morbilidad asociada al IAMCEST sigue siendo una carga importante, lo que crea una gran necesidad de desarrollar nuevas terapias cardioprotectoras y regenerativas 2,3. Un componente esencial del desarrollo terapéutico es la determinación de cómo se administrará una nueva terapia4. La seguridad, eficacia y viabilidad de cada método deben coincidir con las características de la terapia en sí.
Los modelos animales grandes fisiológicamente relevantes son fundamentales para evaluar estos atributos de diversas estrategias de administración terapéutica5. Debido a sus similitudes con los humanos en fisiología cardiovascular, anatomía vascular coronaria y relación peso/peso corporal, los cerdos son una de las especies preferidas en la evaluación preclínica de nuevas terapias para el infarto de miocardio6. Anteriormente hemos utilizado un modelo de IAMCEST porcino para demostrar la capacidad reparadora de una terapia de proteínas recombinantes7, y continuamos investigando nuevas terapias farmacológicas, celulares y genéticas utilizando este modelo. En este trabajo se describen tres técnicas de administración terapéutica utilizadas en modelos porcinos tras la creación del infarto: toracotomía e inyección transepicárdica, inyección transendocárdica percutánea e implante de minibomba osmótica venosa yugular. Los dos primeros métodos permiten la administración local de tejidos, reduciendo las dosis requeridas, los efectos fuera del objetivo y el metabolismo hepático de primer paso 8,9,10. La minibomba osmótica permite la administración continua de un fármaco con una vida media corta, lo que elimina la dependencia de una bomba de infusión y una cánula intravenosa patentada, que son difíciles de instituir en modelos animales grandes.
Al describir estas técnicas, se espera que este artículo pueda ayudar a los científicos traslacionales en la investigación de nuevos agentes cardioprotectores o regenerativos después de un infarto de miocardio en modelos animales grandes.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Central line placement</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ9220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arrow&#39; Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035&#34; J-tip wire)</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>CS-14502</td>
			<td>Central Line</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Green Fluorsence Protein (GFP)</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab13970</td>
			<td>1:100 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ku80</td>
			<td>Cell Signalling Technology</td>
			<td>C48E7</td>
			<td>1:500 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile ultrasound probe cover</td>
			<td>Atris</td>
			<td>28041947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swine Jacket with Pocket, size &#39;Medium&#39;</td>
			<td>Lomir Biomedical</td>
			<td>SS J2YJJET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jugular vein osmotic minipump implantation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bellucci Self-Retaining Retractor</td>
			<td>surgicalinstruments.net.au</td>
			<td>group-24.26.02</td>
			<td>Self retaining tissue retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, 663G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmotic Infusion Minipump</td>
			<td>Alzet</td>
			<td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular Silicone Ties</td>
			<td>Vecmedical</td>
			<td>95001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl suture (5-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percutaneous transedocardial injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artis Zee&#39; C-Arm Fluoroscopy&#160;</td>
			<td>Siemens&#160;</td>
			<td>IR-19-1994</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myostar&#39; Injection Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>121117S, 121119S, 1211120S</td>
			<td>Intramyocardial injection catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnipaque&#39; Iohexol Contrast</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>AUST R 39861&#160;</td>
			<td>Iodinated contrast agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sedation &#38; general anaesthesia</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound Sodium Lactate Hartmann&#39;s Solution</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>894451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl 50 mcg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 107027.</td>
			<td>Intravenous anaesthesia and analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forthane&#39; Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>AUST R 29656&#160;</td>
			<td>Inhalant anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine&#160;</td>
			<td>Datex Ohmeda</td>
			<td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td>
			<td>Anaesthetic Machine&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypnovel&#39; Midazolam 5 mg/mL</td>
			<td>Roche</td>
			<td>AUST R 13726</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous cannula</td>
			<td>BD Angiocath</td>
			<td>381137</td>
			<td>20 gauge cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamil&#39; Ketamine 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 51188c&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope</td>
			<td>Miller</td>
			<td>VDI-6205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medetomidine 1 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number 64251; ACVM number A10488&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaraminol 10 mg/mL</td>
			<td>Phebra</td>
			<td>AUST R 284784</td>
			<td>Short-acting vasopressor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 63712&#160;</td>
			<td>Sedative, Restricted drug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Onsetron&#39; Ondansetron 2 mg/mL</td>
			<td>Accord Healthcare</td>
			<td>AUST R 205593&#160;</td>
			<td>Anti-emetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol-Lipuro&#39; Propofol 10 mg/mL</td>
			<td>Braun</td>
			<td>AUST R 142906&#160;</td>
			<td>Intravenous anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Oximeter&#160;</td>
			<td>Meditech</td>
			<td>GVPMT-M3S</td>
			<td>Portable pulse oximeter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 &#38; 6.0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>86108-, 86109-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Intubating Stylet, 10 Fr</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>85864</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride 0.9%</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>FAH1322</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thoracotomy and epicardial Cell Injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 G Insulin needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>51907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin 1 g Vial</td>
			<td>AFT Pharmaceuticals</td>
			<td>9421900137367 CH2</td>
			<td>Antibiotic Prophylaxis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest drainage tube</td>
			<td>SurgiVet</td>
			<td>SKU-336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooley Sternotomy Retractor Paediatric</td>
			<td>Millennium Surgical</td>
			<td>9-61287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durogesic&#39; 100 mcg/h Fentanyl Patch</td>
			<td>Janssen</td>
			<td>AUST R 112371&#160;</td>
			<td>Postoperative analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lignocaine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295.</td>
			<td>Local anaesthesia, anti-arrhythmic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marcaine&#39; Bupivacaine 0.5%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 48328&#160;</td>
			<td>Local anaesthesia.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, JJ76264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 1 PDS suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ75414</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gauze</td>
			<td>Kerlix</td>
			<td>KE5072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile laparotomy sponges</td>
			<td>Propax</td>
			<td>2907950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermocool Smartouch&#39; Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>D133601, D133602, D133603</td>
			<td>Epicardial Mapping Catheter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

delivery of cardioactive therapeutics in a porcine myocardial infarction model

El infarto de miocardio es una de las principales causas de muerte y discapacidad en todo el mundo, y existe una necesidad urgente de nuevas estrategias cardioprotectoras o regenerativas. Un componente esencial del desarrollo de fármacos es determinar cómo se va a administrar un nuevo tratamiento. Los modelos animales grandes fisiológicamente relevantes son de vital importancia para evaluar la viabilidad y eficacia de diversas estrategias de administración terapéutica. Debido a sus similitudes con los humanos en fisiología cardiovascular, anatomía vascular coronaria y relación entre el peso cardíaco y el peso corporal, los cerdos son una de las especies preferidas en la evaluación preclínica de nuevas terapias para el infarto de miocardio. El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Después del infarto de miocardio inducido por vía percutánea, las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento con agentes novedosos a través de: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular. Los procedimientos empleados para cada técnica son reproducibles, lo que da como resultado una administración fiable de fármacos cardioactivos. Estos modelos se pueden adaptar fácilmente para adaptarse a los diseños de estudio individuales, y cada una de estas técnicas de administración se puede utilizar para investigar una variedad de posibles intervenciones. Por lo tanto, estos métodos son una herramienta útil para los científicos traslacionales que buscan nuevos enfoques biológicos en la reparación cardíaca después de un infarto de miocardio.

Toracotomía e inyección de células epicárdicas De los 29 animales que se sometieron a toracotomía e inyección epicárdica, 26 sobrevivieron. El análisis histológico confirmó el injerto de células humanas administradas por este método en todos los animales supervivientes (Figura 1E). Un animal experimentó arritmias fatales durante la inyección de células y no pudo ser reanimado. Otro experimentó actividad eléctrica sin pulso durante el cierre y la aplicación prolongada de presión positiva a las vías respiratorias y no pudo recuperarse. Un tercer animal vomitó y sufrió un paro respiratorio tras la extubación. Este animal no pudo ser reanimado.
Dos animales experimentaron complicaciones importantes, pero pudieron recuperarse. Un animal desarrolló fibrilación ventricular durante la inyección intramiocárdica y pudo ser reanimado con paletas de desfibrilación interna y masaje cardíaco. El segundo animal vomitó tras la extubación y tuvo un breve paro respiratorio, pero pudo ser reintubado rápidamente y se recuperó bien. Todos estos eventos ocurrieron durante los primeros experimentos, con una reducción de los eventos adversos a medida que aumentaba la experiencia del equipo con el protocolo (Tabla 1).
Implante de minibomba osmótica de la vena yugular No se informó de mortalidad ni de complicaciones mayores con el implante de minibomba osmótica yugular. La mayoría de los siete animales experimentaron una leve hinchazón en el sitio quirúrgico dentro de las primeras 24 h, que se resolvió sin intervención. El ELISA realizado en suero el día 3 después de la implantación de la bomba demostró la eficacia de la bomba, logrando una concentración sanguínea significativa del factor de crecimiento derivado de plaquetas-AB humano (PDGF-AB) en comparación con los controles7 (Figura 2E).
Inyección transendocárdica percutánea Un total de 22 animales recibieron inyecciones endocárdicas. De estas inyecciones, 17 se consideraron "exitosas", determinadas por la fluorescencia o la tinción de tinta observadas en el tejido diana en la autopsia (Figura 3B). No hubo mortalidades asociadas con este procedimiento. Un animal desarrolló un derrame pericárdico de pequeño volumen debido a la perforación del ventrículo derecho. Esto fue autolimitado y no resultó en compromiso cardiovascular. Este mismo animal murió; sin embargo, esto se debió a un procedimiento adicional no relacionado después de la inyección intramiocárdica.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> Figura 1: La inyección transepicárdica de cardiomiocitos permite la visualización cardíaca directa y logra una alta proporción de células viables entregadas al miocardio. (A) El ápice cardíaco se expone a través de un cabestrillo de gasa humedecido guiado debajo de la base del corazón. (B) Un catéter de mapeo epicárdico delinea las zonas de cicatrices y bordes y anota los sitios de inyección. (C) Se utiliza una aguja de 31 G para inyectar células por vía transepicárdica en el miocardio. (D) Mapa de voltaje epicárdico con anotación en el lugar de la inyección. Morado: voltaje normal, miocardio sano; Rojo: voltaje anormal, miocardio enfermo; Puntos grises: sitios de inyección. Después del sacrificio, el corazón se recoge y se fija en formol para su evaluación histológica posterior. En (E), las células humanas injertadas se detectan mediante inmunotinción para el anticuerpo antinuclear humano, Ku80, y un anticuerpo anti-GFP. Barra de escala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> Figura 2: La inserción de la minibomba en la vena yugular proporciona un método seguro y confiable de administración de PDGF durante un período de 7 días . (A) Se expone la vena yugular derecha y se elimina el tejido blando del vaso. (B) Los lazos vasculares ocluyen el vaso mientras se usa una aguja de 14 G para hacer una punción, a través de la cual se enhebra el tubo de la minibomba. (C) El tubo de la minibomba se introduce en la vena y el cuerpo de la minibomba se fija al tejido blando adyacente. (D) El cuerpo de la minibomba y el tubo antes de la implantación. (E) La concentración sérica de la proteína recombinante administrada a través de la minibomba y el PDGF-AB se midió utilizando ELISA de cada animal el día 3 después de la implantación. Se demostró que los animales que recibieron PDGF-AB tenían una concentración sanguínea significativamente mayor de PDGF-AB que los animales control, lo que confirma la eficacia del método de administración de minibombas osmóticas. **denota una diferencia estadísticamente significativa entre los grupos (p = 0,005, prueba U de Mann-Whitney) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> Figura 3: La inyección intramiocárdica transendocárdica permite un método de administración terapéutica mínimamente invasivo. (A) Una imagen fluoroscópica oblicua anterior derecha que muestra el catéter de inyección (flecha blanca) administrando material de contraste (flecha amarilla) en el miocardio. La inyección de material de contraste precede y sigue a la inyección terapéutica para que se pueda confirmar la colocación de la aguja dentro del miocardio. (B) El vector inyectado expresaba proteína verde fluorescente (GFP) para que el material inyectado emitiera fluorescencia tras la recolección de tejido, confirmando así el éxito de la inyección. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Inyección transepicárdica (n = 29)</td>
			<td>Inyección transendocárdica (n = 22)</td>
			<td>Minibomba osmótica (n = 7)</td>
		</tr><tr><td>Mortalidad</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Vómitos postoperatorios y paro respiratorio</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Fibrilación ventricular durante la inyección</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Actividad eléctrica sin pulso durante el cierre del tórax</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Morbilidad</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Neumotórax</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Derrame pleural</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Perforación de la cavidad cardíaca</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Hemorragia</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>Tabla 1: Lista de complicaciones.

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Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

El presente protocolo describe tres métodos de administración de agentes terapéuticos cardioactivos en un modelo porcino. Las hembras de cerdo criollo recibieron tratamiento mediante: (1) toracotomía e inyección transepicárdica, (2) inyección transendocárdica basada en catéter o (3) infusión intravenosa a través de una minibomba osmótica de la vena yugular.

Administración de terapias cardioactivas en un modelo de infarto de miocardio porcino

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

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