Name: surgical tips and tricks for performing porcine pancreas transplantation
Uploaded: 2022-07-20T14:50:00
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Le protocole a reçu l’approbation éthique du Comité de protection des animaux de l’Institut de recherche générale de Toronto. Les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au National Society of Medical Research and Guide for the care of laboratory animals, National Institute of Health (NIH), Ontario, Canada. Pour cette étude, des porcs mâles du Yorkshire âgés de 15 semaines, pesant entre 40 et 50 kg, ont été utilisés.
NOTE: L’ensemble du protocole de l’étude...

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	<li>Gruessner, R. W., Gruessner, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+state+of+pancreas+transplantation.">The current state of pancreas transplantation.</a> Nature Reviews. Endocrinology. 9 (9), 555-562 (2013).</li><li>Redfield, R. R., Rickels, M. R., Naji, A., Odorico, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreas+transplantation+in+the+modern+era.">Pancreas transplantation in the modern era.</a> Gastroenterology Clinics of North America. 45 (1), 145-166 (2016).</li><li>Canadian Institute for Health Information. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Annual+Statistics+on+Organ+Replacement+in+Canada:+Dialysis,+Tranplantation+and+Donation,+2009+to+2018.">Annual Statistics on Organ Replacement in Canada: Dialysis, Tranplantation and Donation, 2009 to 2018.</a> Canadian Institute for Health Information. , (2019).</li><li>Prudhomme, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-situ+perfusion+of+pancreas+for+whole-organ+transplantation:+Is+it+safe+and+feasible?A+systematic+review.">Ex-situ perfusion of pancreas for whole-organ transplantation: Is it safe and feasible?A systematic review.</a> Journal of Diabetes Science and Technology. 14 (1), 120-134 (2020).</li><li>Ferrer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pig+pancreas+anatomy:+Implications+for+pancreas+procurement,+preservation,+and+islet+isolation.">Pig pancreas anatomy: Implications for pancreas procurement, preservation, and islet isolation.</a> Transplantation. 86 (11), 1503-1510 (2008).</li><li>Parmentier, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+pancreas+perfusion+for+the+preservation+of+pancreas+allografts+before+transplantation.">Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. , (2022).</li><li>Chaib, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Total+pancreatectomy:+Porcine+model+for+inducing+diabetes+-+Anatomical+assessment+and+surgical+aspects.">Total pancreatectomy: Porcine model for inducing diabetes - Anatomical assessment and surgical aspects.</a> European Surgical Research. 46 (1), 52-55 (2011).</li><li>Prudhomme, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Total+pancreatectomy+and+pancreatic+allotransplant+in+a+porcine+experimental+model.">Total pancreatectomy and pancreatic allotransplant in a porcine experimental model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 18 (3), 353-358 (2022).</li><li>Grussner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streptozotocin-induced+diabetes+mellitus+in+pigs.">Streptozotocin-induced diabetes mellitus in pigs.</a> Hormone and Metabolic Research. 25 (4), 199-203 (1993).</li><li>Mazilescu, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+situ+pancreas+perfusion+for+the+preservation+of+porcine+pancreas+grafts.">Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts.</a> American Journal of Transplantation. 22 (5), 1339-1349 (2022).</li><li>Kumar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+porcine+pancreas:+A+physiological+model+for+preservation+and+transplant+study.">Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study.</a> International Journal of Surgery. 54, 206-215 (2018).</li><li>Kaths, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+kidney+perfusion+for+the+preservation+of+kidney+grafts+prior+to+transplantation.">Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).</li></ol>

Le protocole actuel a été réalisé pour démontrer la technique et la faisabilité de la pancréatectomie et de l’allotransplantation du pancréas dans des modèles porcins. Les animaux ont été observés pendant une période de 3 jours après la transplantation pour démontrer la fiabilité de la technique de pancréatectomie et de l’allotransplantation. Tous les animaux ont été surveillés et soignés pendant 3 jours après la chirurgie à l’aide d’un protocole normalisé de soins aux animaux comprenant d...

Au cours des dernières décennies, des progrès significatifs ont été réalisés dans les stratégies de prise en charge périopératoire et les techniques chirurgicales, ce qui a conduit à l’évolution de la transplantation du pancréas en l’une des stratégies les plus prometteuses pour le traitement du diabète sucré avec une insuffisance rénale terminale (généralement en conjonction avec une transplantation rénale)1 . Cependant, les complications telles que la pancréatite du greffon, les lésions d’ischémie-reperfusion et la thrombose vasculaire restent les plus grands défis à surmonter pour assurer des résultats positifs, plus encore dans les greffes à critères étendus plus endommagées2. En outre, les greffes de pancréas sont les greffes les plus couramment rejetées lors de l’approvisionnement et ont les taux d’utilisation les plus faibles (9%) pour tous les organes3. Par conséquent, la perfusion mécanique vise à fournir un milieu homéostatique optimal à la greffe du pancréas dans le but d’augmenter le taux d’utilisation du greffon, similaire à ce qui a été réalisé dans la transplantation hépatique, rénale et pulmonaire4. L’anatomie pancréatique porcine est complexe par son architecture lobulaire (comprenant trois lobes), ses extensions tout autour de l’axe mésentérique-portail, ses variations vasculaires mésentériques (à 40%-50%), et ses canaux vasculaires délicats le long de la boucle C du duodénum5. Ces attributs anatomiques contribuent à une dissection difficile à la fois dans le prélèvement du greffon pancréato-duodénal et dans la pancréatectomie receveuse pour induire un état de diabète apancréatique iatrogène, c’est-à-dire un état de diabète sucré induit chirurgicalement avec une glycémie à jeun supérieure à 8 mmol / L. Sur la base de ces caractéristiques, la pancréatectomie porcine avec transplantation fournit la réplication la plus proche possible de la technique qui pourrait être réalisée chez l’homme comme traitement définitif contre le stade terminal diabète sucré. Le présent article vise à couvrir les aspects suivants: (i) aperçu des soins porcins périopératoires pendant la pancréatectomie receveuse et l’implantation d’une greffe de pancréas; (ii) les détails techniques étape par étape de la pancréatectomie du receveur et de l’implantation du greffon pancréato-duodénal et (iii) les trucs et astuces de l’opération pancréatique du donneur et du receveur dans des modèles porcins pour minimiser les blessures du greffon et du receveur.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold storage solution</td>
			<td>Bridge to life Ltd (Columbia, SC, USA)</td>
			<td>4055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate (10%)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C360019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Composelect (blood collection bags)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>PQ31555</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin (10000 IU/10 ml)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C504710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#39;s</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, Canada)</td>
			<td>JB2324</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters&#160;</td>
			<td>Arrow International LLC</td>
			<td>SI-09880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate (8.4%)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C908950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solu-Medrol</td>
			<td>Pfizer Canada Inc.&#160;</td>
			<td>52246-14-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical retreival and transplant instrument set</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical tips and tricks for performing porcine pancreas transplantation

Malgré les résultats prometteurs de la transplantation du pancréas dans le diabète sucré de type 1 et le syndrome métabolique, la plus grande préoccupation autour de cette technique de pointe reste la rareté des organes jugés aptes à la transplantation. Une résistance intravasculaire élevée, un cadre capillaire intraparenchymateux délicat et une anatomie lobulaire complexe autour du système vasculaire mésentérique sont ce qui rend cet organe plus sensible aux blessures et moins tolérant aux traumatismes triviaux par rapport à des organes tels que le foie et les reins. Une dissection chirurgicale méticuleuse et une manipulation judicieuse des tissus constituent la pierre angulaire de tout l’exercice de transplantation du pancréas. En raison de la similitude morphologique entre l’anatomie du pancréas porcin et les vaisseaux mésentériques environnants et les organes par rapport à l’anatomie humaine, la démonstration de la technique dans le modèle porcin pourrait aider à extrapoler plus précisément cela à un contexte humain. Le présent article vise à décrire les trucs et astuces chirurgicaux essentiels qui doivent être suivis, afin d’assurer un taux de réussite plus élevé de la transplantation de cet organe très sensible dans un modèle porcin de survie de 3 jours.

Les paramètres biochimiques périopératoires et postopératoires, jusqu’à 3 jours, des cinq modèles de survie à la greffe du pancréas sont résumés ci-dessous (numérotés PTX 1 à 5 dans la chronologie). Sur les cinq greffes totales de pancréas, toutes se sont bien déroulées pendant la période de survie de 3 jours, comme en témoignent leur bien-être général et les tests de lésion pancréatique et de la fonction endocrinienne. Les résultats décrits ci-dessous sont représentatifs de l’expérience d?...

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Surgical Tips and Tricks for Performing Porcine Pancreas Transplantation

L’article vidéo résume la technique de pancréatectomie et d’allotransplantation du pancréas dans un modèle de survie porcine de 3 jours avec une description étape par étape de la méthode et l’accent mis sur les trucs et astuces chirurgicaux pour faire face à l’anatomie viscérale porcine précaire et délicate.

Trucs et astuces chirurgicaux pour effectuer une transplantation du pancréas porcin

Despite the promising results of pancreas transplantation in type 1 diabetes mellitus and metabolic syndrome, the biggest concern around this ...

Le protocole aiderait à fournir une approche étape par étape de la procédure précaire de transplantation du pancréas dans les modèles porcins. La technique suit presque les mêmes étapes que celles observées chez l’homme et, par conséquent, est le modèle le plus proche possible à reproduire dans la pratique clinique. Les structures viscérales porcines et les vaisseaux sont extrêmement fragiles par rapport aux humains.Et par conséquent, cela représente le plus grand défi pour quiconque effectue la chirurgie pour la première fois. Commencez par faire une incision médiane du xiphisternum à la symphyse pubienne en utilisant le mode de coupe pure de l’électrocautérisation de Bovie. Assurez-vous de rester latéral à l’urètre dans la partie inférieure de l’incision au-delà du phallus pour éviter les blessures.Placez l’écarteur de paroi abdominale auto-retenant pour éviter de blesser la rate et le foie, afin d’optimiser l’exposition au champ chirurgical. Pour mobiliser la tête du pancréas, fournissez une contretraction au sillon pancréaticoduodénal à l’aide de l’assistant. Disséquer le long du plan fascial avasculaire entre le lobe duodénal du parenchyme pancréatique dans l’IVC infrahépatique.Initier la mobilisation de l’anneau pancréatique en disséquant le long du fascia sur l’un ou l’autre aspect de la veine porte pour assurer une mobilisation complète du lobe de connexion de la veine porte sus-jacente. Le moyen le plus sûr est de commencer à disséquer de chaque côté de la veine porte et de séparer les tissus dans le sens des aiguilles d’une montre ou dans le sens inverse des aiguilles d’une montre. Ensuite, identifiez la jonction entre le tissu pancréatique et parental et commencez à disséquer la queue de la veine splénique sous-jacente, en restant près du parenchyme.Liférer et diviser les petits affluents veineux au parenchyme, en prenant soin de ne pas blesser la veine splénique, en utilisant des liens Silk 3-0. Pour la mobilisation du corps pancréatique, disséquer le long de la fine couche de tissu séparant le parenchyme du gros intestin et de l’estomac, en préservant la mince arcade vasculaire le long de la région infrapylorique. Ensuite, pour la mobilisation pancréaticoduodénale, séparer le parenchyme de la boucle C du duo par dissection nette dans le sillon pancréaticoduodénal par traction, contretraction, en préservant la mince arcade vasculaire le long de la boucle C du duodénum.Ensuite, identifiez le canal pancréatique. Ligate avec Silk 2-0 noue et divise, en gardant environ trois à cinq millimètres de souche du conduit sur la boucle C duodénale, en restant à l’écart de l’arcade vasculaire duodénale. Complétez la dernière partie de la mobilisation en disséquant le parenchyme de la jonction entre le lobe de connexion, le duodénum et le côlon de chaque côté de la veine porte.Extraire l’échantillon en masse en divisant le lobe de connexion sur la face antérieure de la veine porte. La division parenchymateuse est nécessaire pour extraire le spécimen en raison de son emplacement circonférentiel autour de la veine porte. Assurez-vous de l’hémostase le long des zones de dissection et inspectez le duodénum pour détecter toute blessure et congestion vasculaire.Préparez la veine porte du greffon et l’extrémité aortique proximale en coupant les bords pour l’anastomose. Placez la greffe préparée dans le sac d’organe avec la solution UW sur un bain de glace. Prélevez des biopsies à l’aiguille de la queue pancréatique, conservez-les dans du formol et congelez-les.Extraire l’ARN à un stade ultérieur. Suturer le site de biopsie en utilisant Prolene 6-0 en huit. Commencez la dissection aortocaval en identifiant l’uretère droit et en disséquant le long du fascia, en séparant l’uretère de la couverture rétropéritonéale sur la veine cave inférieure.Disséquer le long du bord latéral de l’aorte pour l’exposer du muscle soléaire sous-jacent. Ensuite, disséquez le long de la rainure interaortocaval pour séparer l’aorte de l’IVC. Assurer une mobilisation adéquate de l’aorte et de l’IVC par un essai de la mise en place de la pince vasculaire de Satinsky.Changez de position avec le premier assistant et préparez le champ chirurgical en rétractant les anses intestinales du côté gauche pour exposer les principaux vaisseaux à l’anastomose. Placez les pinces d’essai sur IVC et l’aorte pour réévaluer une mobilisation adéquate des deux vaisseaux pour l’anastomose. Après avoir placé la pince vasculaire à mordre latéralement dans l’IVC, faites une petite ouverture dans la paroi antérieure du vaisseau et étendez-la à une taille adéquate crânienne et caudale à l’aide de ciseaux Potts.Rincer la lumière avec une solution saline héparinée à l’aide de la gaine flexible d’une canule IV. À l’aide de la double aiguille Prolene 6-0, faites des sutures d’angle à l’envers sur la veine IV et la veine porte de greffe. Fixez la suture du coin du cabillaud et passez l’une des aiguilles le long de la paroi postérieure de la veine greffée et receveuse de façon continue.Fixez la paroi antérieure de manière continue à l’extérieur et fixez le nœud au centre de la paroi antérieure après avoir rincé la lumière de l’anastomose avec une solution saline héparinisée. Ensuite, placez la pince vasculaire d’un bouledogue sur la veine porte du greffon, loin de l’anastomose, et relâchez lentement la pince de morsure latérale du receveur IVC. Vérifiez s’il y a un remplissage veineux et tout saignement majeur de l’anastomose.Ensuite, placez la pince mordante latérale sur l’aorte sans blesser les branches lombaires le long de la paroi postéromédiale du vaisseau. Demandez à l’anesthésiste d’injecter de l’héparine et de la méthylprednisolone par le cathéter veineux central. Faites une ouverture sur la paroi antérieure du vaisseau et étendez-la crânienne et caudale, en prenant soin de ne pas disséquer le long de la paroi du vaisseau.Rincer la lumière avec une solution saline héparinisée. Et à l’aide de la double aiguille Prolene 6-0, suturer l’extrémité proximale de l’aorte greffée à l’ouverture aortique réceptrice en continu par la technique du parachute. Rincer la lumière avec une solution saline héparinée avant d’attacher le nœud final sur la paroi antérieure du vaisseau.Avant d’initier la reperfusion, vérifiez les altérations hémodynamiques pour toute chute drastique de la PA moyenne. Surveiller la PA invasive minute par minute et effectuer un titrage de dose du vasopresseur et de la précharge liquidienne pour maintenir la PA moyenne cible entre 45 et 50 millimètres de mercure. Ensuite, maintenez l’hémostase après avoir retiré la pince Bulldog de la veine en évaluant tout saignement majeur du parenchyme, de la région paraaortique et de la zone périportale. Relâchez la pince aortique et vérifiez s’il y a un saignement du site anastomotique artériel.Fixez les points de saignement avec des ligatures et des sutures hémostatiques. Demandez à l’anesthésiste d’injecter un flacon d’acide tranexamique par le cathéter veineux central. Il est essentiel de minimiser la manipulation agressive du pancréas pendant cette phase de reperfusion pour éviter l’œdème et l’hématome du greffon.Après s’être assuré de l’absence de torsion mésentérique, isoler une boucle de jéjunum à 40 à 50 centimètres de la jonction duodéno-jéjunale et la rapprocher du greffon. Anastomose le duodénum greffé au jéjunum receveur de manière continue côte à côte en utilisant une suture polydioxanone 4-0. Confirmer l’hémostase autour du greffon et aux sites d’anastomose.Ensuite, prenez trois biopsies par forage de la queue pancréatique une heure après la reperfusion. Conserver dans du formol, congeler et extraire l’ARN plus tard. Suturer le site de biopsie avec Prolene 6-0 en forme de huit.Après avoir évalué les vadrouilles retenues et sécurisé l’hémostase, suturer le droit de l’abdomen de manière continue à l’aide d’une aiguille de polydioxanone 0, en gardant la ligne médiane inférieure loin de l’urètre. Fermez la peau à l’aide de sutures continues Silk 0. Créez un tunnel sous-cutané sur le cou et fixez le cathéter veineux central en l’enfouissant sous le tunnel et en suturant la peau sus-jacente avec une aiguille de coupe Silk 0-0.Après avoir assuré une TA moyenne stable et une tendance à l’amélioration des niveaux de pH et de lactate sur l’analyse des gaz du sang, retirez le cathéter artériel et ligaturez le vaisseau pour sécuriser l’hémostase dans le cou. Fermez la peau sus-jacente avec la suture Silk 0 de manière continue. La fréquence cardiaque moyenne une heure après la reperfusion était de 135 battements par minute en moyenne, et la pression artérielle moyenne était d’environ 37 millilitres de mercure.Ces niveaux ont été maintenus sous une forte dose de perfusion de noradrénaline qui a pu être réduite et interrompue dans les cinq cas avant de remettre l’animal dans son enclos. Les niveaux de lactate ont été surveillés dans la salle d’opération pendant trois heures après la reperfusion. Les cinq animaux étaient cliniquement alertes, comme en témoignent les mouvements actifs des membres et les schémas respiratoires dans les cinq à six heures suivant la reperfusion.Les taux postopératoires d’amylase, de lipase sérique et de lactate déshydrogénase sérique ont été surveillés pendant les trois premiers jours. Un test de tolérance au glucose de 120 minutes a été effectué le troisième jour postopératoire. Des échantillons de sang ont ensuite été prélevés et traités pour déterminer les taux de glucose à deux minutes, cinq minutes, 10 minutes, 20 minutes 30 minutes, 60 minutes, 90 minutes et 120 minutes.Une manipulation méticuleuse de l’arcade vasculaire autour du pancréas pendant la pancréatectomie est cruciale. Et effectuer cette étape avec soin assure un bon apport vasculaire au duodénum à la fin de la chirurgie, ce qui est à son tour un déterminant clé du succès après la pancréatectomie. Cette technique a ouvert la possibilité de la perfusion automatique avec transplantation dans des modèles porcins et l’établissement de modèles de survie.

Research

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Medicine

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