Name: surgical tips and tricks for performing porcine pancreas transplantation
Uploaded: 2022-07-20T14:50:00
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Il protocollo ha ricevuto l'approvazione etica dal Comitato per la cura degli animali, istituto di ricerca generale di Toronto. Gli animali hanno ricevuto cure umane in conformità con la National Society of Medical Research and Guide for the care of laboratory animals, National Institute of Health (NIH), Ontario, Canada. Per questo studio sono stati utilizzati suini maschi dello Yorkshire di 15 settimane non imparentati, del peso di 40-50 kg.
NOTA: L'intero protocollo dello studio è suddivis...

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	<li>Gruessner, R. W., Gruessner, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+current+state+of+pancreas+transplantation.">The current state of pancreas transplantation.</a> Nature Reviews. Endocrinology. 9 (9), 555-562 (2013).</li><li>Redfield, R. R., Rickels, M. R., Naji, A., Odorico, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreas+transplantation+in+the+modern+era.">Pancreas transplantation in the modern era.</a> Gastroenterology Clinics of North America. 45 (1), 145-166 (2016).</li><li>Canadian Institute for Health Information. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Annual+Statistics+on+Organ+Replacement+in+Canada:+Dialysis,+Tranplantation+and+Donation,+2009+to+2018.">Annual Statistics on Organ Replacement in Canada: Dialysis, Tranplantation and Donation, 2009 to 2018.</a> Canadian Institute for Health Information. , (2019).</li><li>Prudhomme, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex-situ+perfusion+of+pancreas+for+whole-organ+transplantation:+Is+it+safe+and+feasible?A+systematic+review.">Ex-situ perfusion of pancreas for whole-organ transplantation: Is it safe and feasible?A systematic review.</a> Journal of Diabetes Science and Technology. 14 (1), 120-134 (2020).</li><li>Ferrer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pig+pancreas+anatomy:+Implications+for+pancreas+procurement,+preservation,+and+islet+isolation.">Pig pancreas anatomy: Implications for pancreas procurement, preservation, and islet isolation.</a> Transplantation. 86 (11), 1503-1510 (2008).</li><li>Parmentier, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+pancreas+perfusion+for+the+preservation+of+pancreas+allografts+before+transplantation.">Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. , (2022).</li><li>Chaib, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Total+pancreatectomy:+Porcine+model+for+inducing+diabetes+-+Anatomical+assessment+and+surgical+aspects.">Total pancreatectomy: Porcine model for inducing diabetes - Anatomical assessment and surgical aspects.</a> European Surgical Research. 46 (1), 52-55 (2011).</li><li>Prudhomme, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Total+pancreatectomy+and+pancreatic+allotransplant+in+a+porcine+experimental+model.">Total pancreatectomy and pancreatic allotransplant in a porcine experimental model.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 18 (3), 353-358 (2022).</li><li>Grussner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streptozotocin-induced+diabetes+mellitus+in+pigs.">Streptozotocin-induced diabetes mellitus in pigs.</a> Hormone and Metabolic Research. 25 (4), 199-203 (1993).</li><li>Mazilescu, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+situ+pancreas+perfusion+for+the+preservation+of+porcine+pancreas+grafts.">Normothermic ex situ pancreas perfusion for the preservation of porcine pancreas grafts.</a> American Journal of Transplantation. 22 (5), 1339-1349 (2022).</li><li>Kumar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+normothermic+porcine+pancreas:+A+physiological+model+for+preservation+and+transplant+study.">Ex vivo normothermic porcine pancreas: A physiological model for preservation and transplant study.</a> International Journal of Surgery. 54, 206-215 (2018).</li><li>Kaths, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normothermic+ex+vivo+kidney+perfusion+for+the+preservation+of+kidney+grafts+prior+to+transplantation.">Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).</li></ol>

L'attuale protocollo è stato eseguito per dimostrare la tecnica e la fattibilità della pancreatectomia e dell'allotrapianto del pancreas in modelli suini. Gli animali sono stati osservati per un periodo di 3 giorni dopo il trapianto per dimostrare l'affidabilità della tecnica di pancreatectomia e dell'allotrapianto. Tutti gli animali sono stati monitorati e allattati per 3 giorni dopo l'intervento chirurgico utilizzando un protocollo standardizzato di cura degli animali di antibiotici, fluidi, analgesici, nutrizione s...

Negli ultimi decenni, ci sono stati progressi significativi nelle strategie di gestione perioperatoria e nelle tecniche chirurgiche che hanno portato all'evoluzione del trapianto di pancreas in una delle strategie più promettenti per il trattamento del diabete mellito con malattia renale allo stadio terminale (di solito in combinazione con il trapianto di rene)1 . Tuttavia, complicazioni come la pancreatite del trapianto, il danno da ischemia-riperfusione e la trombosi vascolare rimangono le maggiori sfide da superare per garantire risultati positivi, soprattutto negli innesti a criteri estesi più danneggiati2. Inoltre, gli innesti di pancreas sono gli innesti più comunemente scartati dall'approvvigionamento e hanno i tassi di utilizzo più bassi (9%) per qualsiasi organo3. Pertanto, la perfusione della macchina mira a fornire un ambiente omeostatico ottimale all'innesto di pancreas con l'obiettivo di aumentare il tasso di utilizzo del trapianto, simile a quanto è stato ottenuto nel trapianto di fegato, reni e polmoni4. L'anatomia pancreatica suina è complessa in termini di architettura lobulare (comprendente tre lobi), estensioni intorno all'asse mesenterico-portale, variazioni vascolari mesenteriche (nel 40%-50%) e delicati canali vascolari lungo l'ansa C del duodeno5. Questi attributi anatomici contribuiscono a una dissezione impegnativa sia nel recupero del trapianto pancreato-duodenale che nella pancreatectomia ricevente per indurre uno stato di diabete apancreatico iatrogeno, cioè uno stato di diabete mellito indotto chirurgicamente con un livello di glucosio a digiuno superiore a 8 mmol / L. Sulla base di queste caratteristiche, la pancreatectomia suina con trapianto fornisce la replicazione più vicina possibile della tecnica che potrebbe essere eseguita nell'uomo come trattamento definitivo contro lo stadio terminale. diabete mellito. Il presente articolo si propone di coprire i seguenti aspetti: (i) cenni alla cura peri-operatoria dei suini durante la pancreatectomia ricevente e l'impianto dell'innesto di pancreas; (ii) dettagli tecnici passo dopo passo della pancreatectomia ricevente e dell'impianto dell'innesto pancreato-duodenale e (iii) suggerimenti e trucchi per l'operazione pancreatica del donatore e del ricevente nei modelli suini per ridurre al minimo l'innesto e la lesione del ricevente.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Belzer UW Cold storage solution</td>
			<td>Bridge to life Ltd (Columbia, SC, USA)</td>
			<td>4055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium gluconate (10%)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C360019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Composelect (blood collection bags)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>PQ31555</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin (10000 IU/10 ml)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C504710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#39;s</td>
			<td>Baxter (Mississauga, ON, Canada)</td>
			<td>JB2324</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters&#160;</td>
			<td>Arrow International LLC</td>
			<td>SI-09880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate (8.4%)</td>
			<td>Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)</td>
			<td>C908950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solu-Medrol</td>
			<td>Pfizer Canada Inc.&#160;</td>
			<td>52246-14-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical retreival and transplant instrument set</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical tips and tricks for performing porcine pancreas transplantation

Nonostante i risultati promettenti del trapianto di pancreas nel diabete mellito di tipo 1 e nella sindrome metabolica, la più grande preoccupazione intorno a questa tecnica all'avanguardia rimane la scarsità di organi ritenuti idonei al trapianto. L'elevata resistenza intravascolare, la delicata struttura capillare intraparenchimica e la complessa anatomia lobulare intorno alla vascolarizzazione mesenterica sono ciò che rende questo organo più suscettibile alle lesioni e meno tollerante ai traumi banali rispetto a organi come il fegato e i reni. Una meticolosa dissezione chirurgica e una gestione giudiziosa dei tessuti costituiscono la pietra angolare dell'intero esercizio del trapianto di pancreas. A causa della somiglianza morfologica tra l'anatomia del pancreas suino ai vasi mesenterici circostanti e gli organi rispetto all'anatomia umana, la dimostrazione della tecnica nel modello suino potrebbe aiutare a estrapolare più accuratamente questo a un ambiente umano. Il presente articolo si propone di delineare i suggerimenti e i trucchi chirurgici essenziali che devono essere seguiti, al fine di garantire un più alto tasso di successo del trapianto di questo organo altamente suscettibile in un modello di sopravvivenza suina di 3 giorni.

I parametri biochimici peri-operatori e post-operatori, fino a 3 giorni, dei cinque modelli di sopravvivenza al trapianto di pancreas sono riassunti di seguito (numerati come PTX da 1 a 5 in cronologia). Dei cinque trapianti totali di pancreas, tutti sono andati bene durante il periodo di sopravvivenza di 3 giorni, come evidente dal loro benessere generale e dai test di funzionalità endocrina e di lesione pancreatica. I risultati illustrati di seguito sono rappresentativi dell'esperienza di un modello di sopravvivenza a...

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Surgical Tips and Tricks for Performing Porcine Pancreas Transplantation

L'articolo video riassume la tecnica di pancreatectomia e allotrapianto del pancreas in un modello di sopravvivenza suina di 3 giorni con una descrizione passo-passo del metodo e l'enfasi sui suggerimenti e trucchi chirurgici per affrontare la precaria e delicata anatomia viscerale suina.

Suggerimenti chirurgici e trucchi per eseguire il trapianto di pancreas suino

Despite the promising results of pancreas transplantation in type 1 diabetes mellitus and metabolic syndrome, the biggest concern around this ...

Il protocollo contribuirebbe a fornire un approccio graduale alla precaria procedura di trapianto di pancreas nei modelli suini. La tecnica segue quasi gli stessi passaggi osservati negli esseri umani e, pertanto, è il modello più vicino possibile da replicare nella pratica clinica. Le strutture viscerali suine e i vasi sono estremamente fragili rispetto agli esseri umani.E quindi, questo rappresenta la sfida più grande per chiunque stia eseguendo l'intervento chirurgico per la prima volta. Inizia facendo un'incisione della linea mediana dallo xiphisternum alla sinfisi pubica usando la modalità di taglio puro dell'elettrocauterizzazione di Bovie. Assicurarsi di mantenere lateralmente l'uretra nella parte inferiore dell'incisione oltre il fallo per evitare lesioni.Posizionare il divaricatore della parete addominale autobloccante per evitare di ferire la milza e il fegato, per ottimizzare l'esposizione al campo chirurgico. Per mobilitare la testa del pancreas, fornire controtrazione al solco pancreaticoduodenale con l'aiuto dell'assistente. Sezionare lungo il piano fasciale avascolare tra il lobo duodenale del parenchima pancreatico nell'IVC infraepatica.Avviare la mobilizzazione dell'anello pancreatico sezionando lungo la fascia su entrambi gli aspetti della vena porta per garantire la completa mobilizzazione del lobo di collegamento dalla vena porta sovrastante. Il modo più sicuro è iniziare a sezionare lungo entrambi i lati della vena porta e separare i tessuti in senso orario o antiorario. Successivamente, identificare la giunzione tra i tessuti pancreatici e parentali e iniziare a sezionare la coda dalla vena splenica sottostante, rimanendo vicino al parenchima.Argare e dividere i piccoli affluenti venosi al parenchima, facendo attenzione a non ferire la vena splenica, usando i legami Silk 3-0. Per la mobilizzazione del corpo pancreatico, sezionare lungo il sottile strato di tessuto che separa il parenchima dall'intestino crasso e dallo stomaco, preservando la sottile arcata vascolare lungo la regione infrapilorica. Quindi per la mobilizzazione pancreaticoduodenale, separare il parenchima dal C-loop del duo mediante una brusca dissezione nel solco pancreaticoduodenale mediante trazione, controtrazione, preservando la sottile arcata vascolare lungo l'ansa C del duodeno.Quindi, identificare il dotto pancreatico. Ligate con Silk pareggia 2-0 e divide, mantenendo circa tre-cinque millimetri del moncone del condotto sul C-loop duodenale, stando lontano dalla galleria vascolare duodenale. Completa l'ultima parte della mobilizzazione sezionando il parenchima dalla giunzione tra il lobo di collegamento, il duodeno e il colon su entrambi i lati della vena porta.Estrarre il campione in massa dividendo il lobo di collegamento sull'aspetto anteriore della vena porta. La divisione parenchimale è necessaria per estrarre il campione a causa della sua posizione circonferenziale attorno alla vena porta. Assicurarsi l'emostasi lungo le aree di dissezione e ispezionare il duodeno per eventuali lesioni e congestione vascolare.Preparare la vena porta dell'innesto e l'estremità aortica prossimale tagliando i bordi per l'anastomosi. Posizionare l'innesto preparato nella sacca dell'organo con soluzione UW su un bagno di ghiaccio. Prelevare le biopsie dell'ago dalla coda pancreatica, conservarle in formalina e congelarle.Estrarre l'RNA in una fase successiva. Suturare il sito di biopsia utilizzando Prolene 6-0 in un modo di figura di otto. Iniziare la dissezione aortocavale identificando l'uretere destro e sezionando lungo la fascia, separando l'uretere dal rivestimento retroperitoneale sopra la vena cava inferiore.Sezionare lungo il bordo laterale dell'aorta per esporlo dal muscolo soleo sottostante. Quindi, sezionare lungo il solco interaortocavale per separare l'aorta dall'IVC. Garantire un'adeguata mobilizzazione dell'aorta e dell'IVC mediante una prova del posizionamento del morsetto vascolare di Satinsky.Cambia posizione con il primo assistente e prepara il campo chirurgico ritraendo le anse intestinali sul lato sinistro per esporre i vasi principali per l'anastomosi. Posizionare i morsetti di prova su IVC e aorta per rivalutare un'adeguata mobilizzazione di entrambi i vasi per l'anastomosi. Dopo aver posizionato il morsetto vascolare nell'IVC, fare una piccola apertura nella parete anteriore del vaso ed estenderlo a una dimensione adeguata cranialmente e caudalmente usando le forbici Potts.Lavare il lume con soluzione salina eparinizzata utilizzando la guaina flessibile di una cannula IV. Utilizzando il doppio ago Prolene 6-0, effettuare punti di sutura angolari inside-out sull'IVC e innestare la vena porta. Fissare la sutura dell'angolo di coccola e far scorrere uno degli aghi lungo la parete posteriore dell'innesto e della vena ricevente in modo continuo.Fissare la parete anteriore in modo continuo all'esterno e fissare il nodo al centro della parete anteriore dopo aver lavato il lume dell'anastomosi con soluzione salina eparinizzata. Quindi posizionare un morsetto vascolare del Bulldog sulla vena porta dell'innesto lontano dall'anastomosi e rilasciare lentamente il morsetto laterale dal ricevente IVC. Controllare il riempimento venoso e qualsiasi sanguinamento importante dall'anastomosi.Quindi, posizionare il morsetto mordace laterale sull'aorta senza ferire i rami lombari lungo la parete posteromediale della nave. Istruire l'anestesista a iniettare eparina e metilprednisolone attraverso il catetere venoso centrale. Fare un'apertura sulla parete anteriore del vaso ed estenderla cranialmente e caudalmente, facendo attenzione a non sezionare lungo la parete del vaso.Lavare il lume con soluzione salina eparinizzata. E usando Prolene 6-0 doppio ago, suturare l'estremità prossimale dell'aorta dell'innesto all'apertura aortica ricevente continuamente con la tecnica del paracadute. Lavare il lume con soluzione salina eparinizzata prima di legare il nodo finale sulla parete anteriore della nave.Prima di iniziare la riperfusione, controllare le alterazioni emodinamiche per eventuali cadute drastiche della pressione media. Monitorare la pressione sanguigna invasiva minuto per minuto ed eseguire una titolazione della dose del vasopressore e del precarico del fluido per mantenere la pressione arteriosa media target tra 45 e 50 millimetri di mercurio. Quindi mantenere l'emostasi dopo aver rimosso il morsetto Bulldog dalla vena valutando eventuali sanguinamenti importanti dal parenchima, dalla regione paraaortica e dall'area periportale. Rilasciare il morsetto aortico e verificare la presenza di sanguinamento dal sito anastomotico arterioso.Fissare i punti di sanguinamento con legature e sutura emostatica. Chiedere all'anestesista di iniettare una fiala di acido tranexamico attraverso il catetere venoso centrale. È essenziale ridurre al minimo la manipolazione aggressiva del pancreas durante questa fase di riperfusione per evitare l'edema del trapianto e l'ematoma.Dopo essersi assicurati che non vi sia torsione mesenterica, isolare un anello di digiuno a 40-50 centimetri di distanza dalla giunzione duodenodigiunale e avvicinarlo all'innesto. Anastomosi il duodeno dell'innesto al digiuno ricevente in modo continuo da un lato all'altro utilizzando la sutura polidiossanone 4-0. Confermare l'emostasi intorno all'innesto e nei siti di anastomosi.Quindi prendere tre biopsie con ago centrale dalla coda pancreatica un'ora dopo la riperfusione. Conservare in formalina, congelare a scatto ed estrarre l'RNA in seguito. Suturare il sito della biopsia con Prolene 6-0 in un modo a figura di otto.Dopo aver valutato gli stracci trattenuti e aver assicurato l'emostasi, suturare il retto dell'addome in modo continuo utilizzando l'ago in polidiossanone 0, mantenendo la linea mediana inferiore lontana dall'uretra. Chiudere la pelle con suture continue Silk 0. Creare un tunnel sottocutaneo sul collo e fissare il catetere venoso centrale seppellendolo sotto il tunnel e suturando la pelle sovrastante con un ago da taglio Silk 0-0.Dopo aver assicurato una pressione arteriosa media stabile e una tendenza al miglioramento dei livelli di pH e lattato sull'analisi dei gas del sangue, rimuovere il catetere arterioso e ligare il vaso per garantire l'emostasi nel collo. Chiudere la pelle sovrastante con la sutura Silk 0 in modo continuo. La frequenza cardiaca media un'ora dopo la riperfusione era in media di 135 battiti al minuto e la pressione sanguigna media era di circa 37 millilitri di mercurio.Questi livelli sono stati mantenuti sotto un'alta dose di infusione di noradrenalina che potrebbe essere ridotta e interrotta in tutti e cinque i casi prima di spostare l'animale nel suo recinto. I livelli di lattato sono stati monitorati in sala operatoria per tre ore dopo la riperfusione. Tutti e cinque gli animali erano clinicamente vigili, evidenti dal movimento attivo degli arti e dai modelli di respirazione entro cinque-sei ore dalla riperfusione.I livelli postoperatori di amilasi, lipasi sierica e lattato deidrogenasi sierica sono stati monitorati per i primi tre giorni. Un test di tolleranza al glucosio di 120 minuti è stato eseguito il terzo giorno postoperatorio. I campioni di sangue sono stati successivamente prelevati e trattati per i livelli di glucosio a due minuti, cinque minuti, 10 minuti, 20 minuti 30 minuti, 60 minuti, 90 minuti e 120 minuti.La gestione meticolosa dell'arcata vascolare intorno al pancreas durante la pancreatectomia è fondamentale. Ed eseguire attentamente questo passaggio garantisce un buon apporto vascolare al duodeno alla fine dell'intervento, che a sua volta è un fattore determinante del successo dopo la pancreatectomia. Questa tecnica ha aperto la possibilità di perfusione della macchina con trapianto in modelli suini e stabilendo modelli di sopravvivenza.

Research

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Medicine

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