Name: modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Denne forskning blev finansieret af The Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC), tilskudsnummer APP1162560. ML blev finansieret af et UQ postgraduate forskningsstipendium. Vi vil gerne takke alle, der hjalp med dyrehold og in vivo-billeddannelse af dyrene. Vi takker Royal Brisbane and Women's Hospital for at donere aliquots af zirconium til denne undersøgelse.

Alle undersøgelser blev udført inden for retningslinjerne fra Animal Ethics Committee ved University of Queensland (UQCCR / 186/19) og den australske kode for pleje og brug af dyr til videnskabeligt formål.
1. Forberedelse af kræftceller til injektion
BEMÆRK: I denne undersøgelse blev den humane brystkræftcellelinje, BT-474 (BT474), anvendt. BT474 blev dyrket i komplet vækstmedium bestående af RPMI 1640 medium suppleret med 10% føtalt bovin ...

Hjernemetastase er en kompleks proces af kræftceller, der spredes fra deres primære sted til hjernen. Der findes forskellige dyremodeller, der afspejler visse stadier af denne flertrinsproces, og der er fysiologiske og praktiske overvejelser ved at designe prækliniske metastasestudier41,42. De fleste offentliggjorte undersøgelser, der undersøger brugen af nanomedicin til hjernemetastasebehandling, har brugt intrakardiale43,44 og intra...

Hjernemetastase er en udbredt malignitet forbundet med en meget dårlig prognose 1,2. Standarden for pleje af hjernemetastasepatienter er multimodal, bestående af neurokirurgi, helhjernestrålebehandling og / eller stereotaktisk radiokirurgi afhængigt af patienternes generelle sundhedsstatus, ekstrakraniel sygdomsbyrde og antallet og placeringen af tumorer i hjernen 3,4. Patienter med op til tre intrakranielle læsioner er berettiget til kirurgisk resektion eller stereotaktisk radiokirurgi, mens helhjernestrålebehandling anbefales til patienter med flere læsioner for at undgå risikoen for kirurgisk relateret infektion og ødem5. Imidlertid kan hele hjernens strålebehandling forårsage skade på radiofølsomme hjernestrukturer, hvilket bidrager til dårlig livskvalitet6.
Systemisk terapi er en ikke-invasiv alternativ og logisk tilgang til behandling af patienter med flere læsioner7. Det overvejes dog mindre på grund af den mangeårige forestilling om, at systemiske terapier har dårlig effekt, fordi passiv levering af cytotoksiske lægemidler via blodbanen ikke kan opnå terapeutiske niveauer i hjernen uden risiko for usikker toksicitet8. Dette paradigme begynder at ændre sig med den nyligt godkendte systemiske behandling (tucatinib med trastuzumab og capecitabin indiceret til metastatisk HER2+ brystkræfthjernemetastase)9,10,11,12 og opdateringen i behandlingsretningslinjer til at omfatte overvejelse af systemiske behandlingsmuligheder for hjernemetastasepatienter13,14.
I denne sammenhæng kan udviklingen inden for molekylær målrettet terapi, immunterapi og alternative lægemiddelleveringssystemer, såsom en målrettet nano-lægemiddelbærer, potentielt overvinde udfordringerne ved hjernemetastasebehandling15,16,17,18. Derudover undersøges også kemiske og mekaniske tilgange til forbedring af lægemiddelafgivelse via permeabilisering af hjernetumorbarrieren19,20. For at studere og optimere sådanne tilgange til at være egnede til formålet er det afgørende at anvende prækliniske modeller, der ikke kun afspejler den komplekse fysiologi af hjernemetastase, men også giver mulighed for objektiv analyse af intrakranielt lægemiddelrespons.
Generelt involverer de nuværende tilgange til modelhjernemetastase in vivo intracardiac (venstre ventrikel), intravenøs (normalt halevene), intrakraniel eller intracarotis (almindelig halspulsåre) injektion af kræftceller hos mus 21,22,23,24,25,26,27 . Bortset fra tumor engraftment strategier, genetisk manipulerede musemodeller, hvor tumordannelse udløses ved fjernelse af tumor suppressor gener eller aktivering af onkogener er nyttige til tumor modellering. Imidlertid rapporteres kun få genetisk manipulerede musemodeller at producere sekundære tumorer og endnu færre, der pålideligt producerer hjernemetastaser28,29,30.
Engraftment metoder såsom intracardiac (venstre ventrikel) og intravenøs (normalt hale vene) injektion efterligne den systemiske spredning af kræft. Disse modeller producerer typisk læsioner i flere organer (f.eks. hjerne, lunger, lever, nyrer, milt) afhængigt af kapillærsengen, der fanger de fleste tumorceller under deres kredsløb 'første pas'31. Imidlertid vil inkonsekvente hjernetransplantationshastigheder kræve flere dyr for at opnå stikprøvestørrelsen for den ønskede statistiske effekt. Antallet af tumorceller, der til sidst bliver etableret i hjernen via disse intrakardiale og intravenøse injektionsmetoder, er variabelt. Derfor kan hjernemetastase tumorbyrde variere mellem dyr, og forskellen i progression kan gøre standardisering af den eksperimentelle tidslinje og fortolkning af resultater til en udfordring. Den ekstrakranielle tumorbyrde kan føre til ikke-hjernemetastasedødelighed, hvilket gør disse modeller uegnede til evaluering af intrakraniel effekt. Hjerne-tropiske cellelinjer er blevet etableret ved hjælp af kunstige klonale selektionsprocesser for at reducere ekstrakraniel etablering, men optagelseshastigheder har været inkonsekvente, og den klonale udvælgelsesproces kan reducere heterogeniteten, der normalt findes i humane tumorer32.
Hjernespecifikke engraftmentmetoder såsom intrakraniel og intracarotisinjektion giver mulighed for mere konsekvent og effektiv hjernemetastasemodellering. I den intrakranielle metode33 injiceres kræftceller typisk i den frontale hjernebark, som genererer hurtig og reproducerbar tumorudvækst med lav systemisk involvering. Mens proceduren tolereres godt med lav dødelighed33, er advarslerne, at det er en relativt rå tilgang, der hurtigt introducerer en (lokaliseret) bolus af celler i hjernen og ikke modellerer tidlig hjernemetastasepatogenese. Nålen beskadiger hjernevævsvaskulaturen, som derefter forårsager lokaliseret betændelse 5,34. Fra erfaring er der en tendens til, at tumorcelleinjektion til tilbagesvaling under fjernelse af nålen, hvilket fører til leptomeningeal involvering. Alternativt leverer intracarotismetoden celler ind i den fælles halspulsåre med hjernemikrovaskulatur som den første kapillærseng, der opstår, modellering af overlevelse i omløb, ekstravasation og kolonisering24. I overensstemmelse med andre25 fandt vores erfaring med denne metode, at den kan resultere i ansigtstumorer på grund af utilsigtet levering af kræftceller via den eksterne halspulsåre til kapillærsenge i disse væv (upublicerede data). Det er muligt at forhindre ansigtstumorer ved først at ligere den ydre halspulsåre før injektion af almindelig halspulsåre (figur 1). I resten af artiklen omtales denne metode som 'indre halspulsåreinjektion'. Fra erfaring genererer den interne halspulsåreinjektionsmetode konsekvent hjernemetastase med meget få systemiske hændelser og har haft succes med at generere hjernemetastasemodeller af forskellige primære kræftformer (fx melanom, bryst- og lungekræft) (figur 1). Ulemperne er, at det er teknisk udfordrende, tidskrævende, invasivt og kræver omhyggelig optimering af cellenumre og en overvågningstidslinje. Sammenfattende producerer både de intrakranielle og interne carotisarterieinjektionsmetoder musemodeller, der er egnede til evaluering af terapeutisk indvirkning på hjernetumorrelateret overlevelsesfordel.
Denne protokol beskriver den interne carotisarterieinjektionsmetode til fremstilling af en musemodel af hjernemetastase med næsten ingen systemisk involvering og derfor egnet til præklinisk evaluering af lægemiddelfordeling og effektivitet af eksperimentel terapi.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg"> Figur 1: Skematisk repræsentation af intern carotisarterieinjektionsprotokol for hjernemetastase. Intern halspulsåreinjektion med ekstern halspulsåreligation kan pålideligt producere en hjernemetastasemodel fra forskellige primære kræftformer. I denne protokol placeres tre ligaturer på halspulsåren (kommenteret som L1-L3 i figuren). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Klik her for at se en større version af denne figur.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CLS431752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G Microlance needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>23748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31G Ultra-Fine II insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>326103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T67A-SS</td>
			<td>Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal heat mat</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic and antimycotic</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15240062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave bags</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (TEMGESIC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Countess cell counter</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10227</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diet-76A</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>72-07-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear puncher</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>DEF11063-07</td>
			<td>Angled 45&#176;, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-06419-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without calcium and magnesium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14170120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogel</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>70-01-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes Low lint disposable wipers</td>
			<td>Kimberly Clark- Kimwipes</td>
			<td>Z188964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mashed mouse chow</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam (METACAM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose cone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fashioned out of a microfuge tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)</td>
			<td>&#160;Bausch and lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine solution</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>2505692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPE (glove, mask, gown, hairnet)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SURGI-5001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Media</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11875093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ-640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TM4469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A chopping board wrapped with autoclavable bag.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T104</td>
			<td>Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture forcep/ Curved Brophy forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T113C</td>
			<td>Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>TC1322-180</td>
			<td>length 190 mm, ratchet clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>UMP3-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 tissue culture flask</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>156499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trigene II surface disinfectant</td>
			<td>Ceva</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express dissociating medium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12605010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells

Hjernemetastase er en årsag til alvorlig sygelighed og dødelighed hos kræftpatienter. Kritiske aspekter af metastatiske sygdomme, såsom det komplekse neurale mikromiljø og stromal celleinteraktion, kan ikke helt replikeres med in vitro-assays ; Dyremodeller er således afgørende for at undersøge og forstå virkningerne af terapeutisk intervention. Imidlertid producerer de fleste hjernetumor xenograferingsmetoder ikke hjernemetastaser konsekvent med hensyn til tidsrammen og tumorbyrden. Hjernemetastasemodeller genereret ved intrakardial injektion af kræftceller kan resultere i utilsigtet ekstrakraniel tumorbyrde og føre til ikke-hjernemetastatisk sygelighed og dødelighed. Selvom intrakraniel injektion af kræftceller kan begrænse ekstrakraniel tumordannelse, har den flere forbehold, såsom at de injicerede celler ofte danner en enestående tumormasse på injektionsstedet, høj leptomeningeal involvering og skade på hjernens vaskulatur under nåleindtrængning. Denne protokol beskriver en musemodel af hjernemetastase genereret ved intern carotisarterieinjektion. Denne metode producerer intrakranielle tumorer konsekvent uden involvering af andre organer, hvilket muliggør evaluering af terapeutiske midler til hjernemetastase.

Sammenligning af almindelig carotisarterieinjektion med eller uden ekstern halspulsåreligation Når kræftceller blev injiceret via den fælles halspulsåre uden først at ligere den ydre halspulsåre24, blev der fundet ansigtstumorer hos 77,8% af de podede mus (n = 7/9 dyr). Et eksempel på ansigtstumor er illustreret i supplerende figur 3. Metoden beskrevet i denne protokol forhindrer utilsigtet ansigtsmetastase ved at ligere den ydre halsp...

Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Hjernemetastase er en årsag til alvorlig sygelighed og dødelighed hos kræftpatienter. De fleste hjernemetastase musemodeller kompliceres af systemiske metastaser, der forvirrer analyse af dødelighed og terapeutiske interventionsresultater. Præsenteret her er en protokol for intern carotisinjektion af kræftceller, der producerer konsistente intrakranielle tumorer med minimale systemiske tumorer.

Modellering af hjernemetastase ved intern halspulsåreinjektion af kræftceller

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Så hvorfor er denne protokol vigtig? Nå, hjernemetastaser er meget udfordrende at behandle, og denne protokol producerer en klinisk relevant musemodel med minimale ekstrakranielle tumorer. Denne teknik muliggør objektiv analyse af lægemiddelfordeling og respons fra intrakranielle tumorer.Den største fordel ved denne teknik er, at modellen er meget reproducerbar, og hjernemetastaserne udvikler sig på relativt kort tid efter injektion. Sygdomsprogressionen er ens blandt dyr, hvilket gør det lettere for forskere at standardisere eksperimenter, behandlingstidslinjer og endepunkter. Mit råd til begyndere er at øve sig i at bruge tangen og sprøjten, mens du kigger gennem dissektionsmikroskopet, bliver fortrolig med de anatomiske landemærker rundt om halsen og praktiserer protokollen i nærværelse af en dyrlæge.Begynd med at så BT-474 kræftceller med en såtæthed på to gange 10 til de seks celler i en T-75-kolbe ved hjælp af 10 ml komplette vækstmedier og kultur, indtil cellerne når et sammenløb på 70 til 80% før injektion. På injektionsdagen kasseres vækstmedier og cellemonolaget vaskes med PBS to gange, og der tilsættes fem milliliter forvarmet cellekulturdissociationsreagens. Inkuberes ved 37 grader Celsius i fem minutter, eller indtil cellerne har løsnet sig.Efter fem minutter skal du fjerne kolben fra inkubatoren og forsigtigt trykke på den for at hjælpe celleløsrivelse. Tilsæt fem milliliter komplet vækstmedie indeholdende 10% FBS for at slukke dissociationsreagensaktiviteten. Resuspender forsigtigt cellerne i opløsningen ved pipettering for at reducere celleklumper.Overfør cellesuspensionen til et 50 milliliter rør og centrifuge ved 180 G i tre minutter ved stuetemperatur. Dekanter supernatanten og suspenderer cellepelleten i 10 ml HBSSS uden calcium og magnesium for at minimere celleklumpning. Centrifugering af cellesuspensionen ved 180 G i tre minutter ved stuetemperatur Dekanter supernatanten for at fjerne resterende serum eller dissociationsreagens og resuspendere cellepelleten i tre milliliter HBSS.Placer en 100 mikrometer cellesi på et frisk 50 milliliter konisk rør og før cellesuspensionen igennem for at fjerne celleklumper. Beregn antallet af levedygtige celler ved hjælp af trypanblå og fortynd cellesuspensionen med HBSS til en cellekoncentration på 2,5 gange 10 til de seks celler pr. Milliliter. Hold røret vandret på is, og vug forsigtigt røret med jævne mellemrum for at minimere klumpning.Cellesuspensionen kan opbevares på is i højst seks timer. Øre-punch mus til identifikation og brug elektriske klippere til at barbere pelsen fra nakkeområdet. Rens overskydende hår fra den udsatte hud ved hjælp af tape.Påfør okulært smøremiddel på øjnene for at forhindre tørring. Fastgør musen forsigtigt ved at tilslutte de øvre fortænder ved hjælp af tråd, der er tapet til operationsbrættet, efterfulgt af tapning af for- og bagben. Dette trin udvider kroppen og holder nakken lige under proceduren.Til præoperativ hudforberedelse skal du tørre nakken med et topisk antiseptisk middel, såsom povidonjod, for at reducere hudens mikroflorabelastning og fjerne løst hår. Rengør fra midten af huden, arbejd udad for at forhindre rekontaminering af snitstedet. Gentag processen ved hjælp af 70% ethanol og udfør tre skiftende runder jod og ethanol til desinfektion.Kontroller for refleks via knibetesten for at sikre anæstesidøden, inden du fortsætter proceduren. Læg en steril kirurgisk drapering over dyret. Under dissektionsmikroskopet skal du lave et lodret 15 millimeter snit langs midterlinjen ved musens halsområde ved hjælp af en saks, startende fra fem millimeter under kæben til thoraxindløbet.Brug to par vinklede tang til at dele huden og underliggende spytkirtler og anvende retraktorer for at holde luftrøret udsat. Brug to par fint vinklede tang til at dissekere muskel- og fedtvævet ved siden af luftrøret for at udsætte den højre halsbæger. Halspulsåren er det fibrøse lag, der dækker den fælles halspulsåre, vene og vagusnerve, og dette bundt kan visualiseres af den lyse røde fælles halspulsåre.Ryd et segment af den fælles halspulsåre kaudal til carotis bifurcation af den omgivende fascia og adskille den fra vagus nerve og vener. Isoler og ryd carotis bifurcation fra de omgivende nerver og fascia. Placer fine pincet under den ydre halspulsåre og send en 5-0 silkesutur under arterien.Knude og stram suturen og skære overskydende linje. Placer fine tang under den fælles halspulsåre og send en 5-0 silkesutur under arterien. Bind en knude og stram suturen i en position, der er proximal til det foreslåede injektionssted.Skær overskydende sutur og efterlad ca. 10 millimeter af linjen. Skær og fugt en strimmel engangsviskerne med lav fnug ca. 10 x 5 millimeter. Fold strimlen og læg den under halspulsåren på det foreslåede injektionssted.Dette vil understøtte beholderen under injektionen. På den fælles halspulsåre rostral til det foreslåede injektionssted skal du placere en tredje ligering med en løs knude. Dette strammes først efter injektionen.Omrør forsigtigt cellesuspensionen og træk 200 mikroliter cellesuspension ind i en insulinsprøjte med en 31-gauge nål. Læg sprøjten i sprøjtedriveren, der er tilsluttet en aktiverende fodpedal. Fastgør en fin kanyle med en 31-gauge nål til sprøjten og prime linjen.Kontroller, om halspulsåren er godt placeret og under tryk. Ved hjælp af to finvinklede tang, den ene forsigtigt spændt på enden af den første ligatur og den anden holder 31-gauge nålen, skal du langsomt indsætte nålen med skråningen op i blodkarets lumen og passe på ikke at punktere den. Injicer langsomt 100 mikroliter cellesuspension forberedt tidligere i den fælles halspulsåre ved 10 mikroliter pr. Sekund.Dette vil levere 2,5 gange 10 til de femte celler i blodkarret. Vellykket injektion kan visualiseres via rydning af blod fra carotis blodkar. Løft og stram forsigtigt den løse ligatur umiddelbart efter tilbagetrækning af nålen for at forhindre tilbageløb og blødning.Trim overskydende suturer og fjern stykket af fugtede engangsviskere med lav fnug. Brug en P-200 pipette til at skylle det kirurgiske hulrum to gange med 150 til 200 mikroliter sterilt vand eller saltvand. Efter kontrol af blødninger skal du flytte blødt væv, spytkirtler og hud over halspulsåren og luftrøret.Luk snittets hudlag ved hjælp af en suturnålholder, tang og en absorberbar eller ikke-absorberbar 6-0 monofilamentsutur i et kontinuerligt mønster. Injicer 50 mikrogram pr. kg buprenorphin og et milligram pr. kg meloxicam via subkutan injektion som postkirurgisk smertelindring. Flyt dyret til et varmt og rent bur for at komme sig efter anæstesi.Lectin blev injiceret i musenes fælles halspulsåre med eller uden ekstern halspulsåreligation. En reduktion i lectin blev observeret i kindvævene, når den ydre halspulsåre blev ligeret. Resultaterne viste, at ligeringen ikke påvirkede hjernens levering.Tumorprogression blev overvåget ved hjælp af den luciferase-ekspressive, HER2-forstærkede brystkræftcellelinje. BT474 hjernemetastasemodellen viste en stigning i de bioluminescerende signaler fra uge fem efter intern carotisinjektion og voksede gradvist derefter. Fra uge fem til otte indikerede heterogen signalintensitet en intrakraniel tumor med kompleks væskeperfusion.Gadoliniumkoncentrationen i tumorområdet steg, da den lækkede fra blodcirkulationen til tumorvæv. Akkumuleringen af nanomedicin og hjernemetastaser blev bekræftet i BT-474-musene af højere nanomedicinske niveauer påvist i tumorområdet sammenlignet med de ikke-involverede hjerneområder. Efterhånden som BT-474 hjernemetastasemodellen skred frem, begyndte dyrene at tabe op til 20% kropsvægt, hvilket gjorde medianoverlevelsestiden ni uger efter injektionen.Histologiske resultater viste, at tumorerne var placeret ensidigt og matchede stedet for carotisinjektion, hvor tumorerne for det meste optrådte som faste, ensomme masser. Lommer af tomme rum blev ofte observeret og bestod af nekrotiske celler, mens mindre udvækst også var til stede i nogle dyr. Den vigtigste ting at huske, når du forsøger protokollen, er at forberede og placere halspulsåren korrekt, før du indsætter nålen, og derefter at anvende korrekt spænding under indsættelse af nålen.Denne model er nyttig for forskere, der udforsker lægemiddellevering til hjernen og effekten af de nye terapier til behandling af hjernemetastase.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliaca Artery Injection til effektiv og selektiv Modellering af mikroskopiske knoglemetastaser

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

En Portal Vein Injection Model at studere levermetastaser af brystkræft

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell injektion til Produce musemodeller for hjernemetastaser

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland

Modellering brystkræft via en intraductal injektion af CRE-udtrykker adenovirus i mus Brystkirtlen

Breast cancer is a heterogeneous disease, possibly due to complex interactions between different cells of origins and oncogenic events. Mouse models are ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Micromanipulation af cirkulerende tumor celler til downstream Molekylær analyse og metastatisk potentiel vurdering

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Patologisk analyse af lungemetasase Efter Lateral Hale-Vene Injektion af tumorceller

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Modellering Brain Metastaser gennem intrakraniel injektion og magnetisk resonans Imaging

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Modellering af primære knogletumorer og knoglemetastase med implantation af fast tumortransplantat i knogle

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modellering af hjernemetastase via haleveneinjektion af inflammatoriske brystkræftceller

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Portal veneinjektion af kolorektal cancer organoider til at studere levermetastasen Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...