Name: modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Dit onderzoek werd gefinancierd door de Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC), subsidienummer APP1162560. ML werd gefinancierd door een UQ postdoctorale onderzoeksbeurs. We willen iedereen bedanken die heeft geholpen met het houden van dieren en in vivo beeldvorming van de dieren. We bedanken het Royal Brisbane and Women's Hospital voor het doneren van aliquots zirkonium voor deze studie.

Alle studies werden uitgevoerd binnen de richtlijnen van de Animal Ethics Committee van de Universiteit van Queensland (UQCCR / 186/19) en de Australian Code for the Care and Use of Animals for Science Purpose.
1. Voorbereiding van kankercellen voor injectie
OPMERKING: In deze studie werd de cellijn van menselijke borstkanker, BT-474 (BT474), gebruikt. BT474 werd gekweekt in een volledig groeimedium bestaande uit RPMI 1640 medium aangevuld met 10% foe...

Hersenmetastase is een complex proces van kankercellen die zich verspreiden van hun primaire plaats naar de hersenen. Er zijn verschillende diermodellen beschikbaar die bepaalde stadia van dit meerstappenproces weerspiegelen en er zijn fysiologische en praktische overwegingen voor het ontwerpen van preklinische metastasestudies41,42. De meeste gepubliceerde studies die het gebruik van nanogeneeskunde voor de behandeling van hersenmetastase onderzoeken, hebben<sup...

Hersenmetastase is een veel voorkomende maligniteit geassocieerd met een zeer slechte prognose 1,2. De standaardzorg voor patiënten met hersenmetastase is multimodaal, bestaande uit neurochirurgie, radiotherapie van de hele hersenen en / of stereotactische radiochirurgie, afhankelijk van de algemene gezondheidstoestand van de patiënt, extracraniële ziektelast en het aantal en de locatie van tumoren in de hersenen 3,4. Patiënten met maximaal drie intracraniale laesies komen in aanmerking voor chirurgische resectie of stereotactische radiochirurgie, terwijl bestralingstherapie van de hele hersenen wordt aanbevolen voor patiënten met meerdere laesies om het risico op operatiegerelateerde infectie en oedeem te voorkomen5. Radiotherapie van de hele hersenen kan echter schade toebrengen aan radiogevoelige hersenstructuren, wat bijdraagt aan een slechte kwaliteit van leven6.
Systemische therapie is een niet-invasieve alternatieve en logische benadering voor de behandeling van patiënten met meerdere laesies7. Het wordt echter minder overwogen vanwege het al lang bestaande idee dat systemische therapieën een slechte werkzaamheid hebben omdat de passieve toediening van cytotoxische geneesmiddelen via de bloedbaan geen therapeutische niveaus in de hersenen kan bereiken zonder het risico op onveilige toxiciteit8. Dit paradigma begint te veranderen met de onlangs door de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) goedgekeurde systemische therapie (tucatinib met trastuzumab en capecitabine geïndiceerd voor gemetastaseerde HER2 + borstkanker hersenmetastase)9,10,11,12 en de update in behandelingsrichtlijnen om rekening te houden met systemische therapieopties voor hersenmetastasen patiënten 13,14.
In deze context kunnen ontwikkelingen op het gebied van moleculaire gerichte therapie, immunotherapie en alternatieve toedieningssystemen voor geneesmiddelen, zoals een gerichte nanogeneesmiddeldrager, mogelijk de uitdagingen van de behandeling van hersenmetastasen overwinnen 15,16,17,18. Daarnaast worden ook chemische en mechanische benaderingen onderzocht om de medicijnafgifte te verbeteren via permeabilisatie van de hersentumorbarrière19,20. Om dergelijke benaderingen te bestuderen en te optimaliseren om geschikt te zijn voor het doel, is het cruciaal om preklinische modellen te gebruiken die niet alleen de complexe fysiologie van hersenmetastase weerspiegelen, maar ook een objectieve analyse van intracraniale geneesmiddelrespons mogelijk maken.
In grote lijnen omvatten de huidige benaderingen om hersenmetastasen in vivo te modelleren intracardiale (linker ventrikel), intraveneuze (meestal staartader), intracraniale of intracarotis (gemeenschappelijke halsslagader) injectie van kankercellen bij muizen 21,22,23,24,25,26,27 . Afgezien van tumortransplantatiestrategieën, zijn genetisch gemanipuleerde muismodellen waarbij tumorvorming wordt geactiveerd door de verwijdering van tumorsuppressorgenen of activering van oncogenen nuttig voor tumormodellering. Er wordt echter gemeld dat slechts een paar genetisch gemanipuleerde muismodellen secundaire tumoren produceren en nog minder die betrouwbaar hersenmetastasen produceren 28,29,30.
Engraftmentmethoden zoals intracardiale (linker ventrikel) en intraveneuze (meestal staartader) injectie bootsen de systemische verspreiding van kanker na. Deze modellen produceren meestal laesies in meerdere organen (bijv. Hersenen, longen, lever, nieren, milt), afhankelijk van het capillaire bed dat de meeste tumorcellen gevangen houdt tijdens hun circulerende 'first pass'31. Inconsistente snelheden van hersentransplantatie zullen echter meer dieren vereisen om de steekproefgrootte voor de gewenste statistische kracht te bereiken. Het aantal tumorcellen dat zich uiteindelijk via deze intracardiale en intraveneuze injectiemethoden in de hersenen nestelt, is variabel. Vandaar dat de tumorlast van hersenmetastase kan variëren tussen dieren en het verschil in progressie kan het standaardiseren van de experimentele tijdlijn en interpretatie van resultaten een uitdaging maken. De extracraniële tumorlast kan leiden tot niet-hersenmetastasesterfte, waardoor deze modellen ongeschikt zijn voor het evalueren van intracraniale werkzaamheid. Hersentropencellijnen zijn vastgesteld met behulp van kunstmatige klonale selectieprocessen om extracraniële vestiging te verminderen, maar de opnamesnelheden zijn inconsistent geweest en het klonale selectieproces kan de heterogeniteit verminderen die normaal wordt aangetroffen in menselijke tumoren32.
Hersenspecifieke engraftmentmethoden zoals de intracraniale en intracarotide-injectie zorgen voor een consistentere en efficiëntere modellering van hersenmetastase. In de intracraniale methode33 worden kankercellen meestal geïnjecteerd in de frontale hersenschors, die een snelle en reproduceerbare tumoruitgroei genereert met een lage systemische betrokkenheid. Hoewel de procedure goed wordt verdragen met een lage mortaliteit33, zijn de kanttekeningen dat het een relatief ruwe benadering is die snel een (gelokaliseerde) bolus van cellen in de hersenen introduceert en geen vroege pathogenese van hersenmetastase modelleert. De naald beschadigt de vasculatuur van hersenweefsel, wat vervolgens een gelokaliseerde ontsteking veroorzaakt 5,34. Uit ervaring is er een tendens voor tumorcelinjectaat tot reflux tijdens het verwijderen van de naald, wat leidt tot leptomeningeale betrokkenheid. Als alternatief levert de intracarotidemethode cellen in de gemeenschappelijke halsslagader met hersenmicrovasculatuur als het eerste capillaire bed dat wordt aangetroffen, waarbij overleving in circulatie, extravasatie en kolonisatie wordt gemodelleerd24. In overeenstemming met anderen25, bleek uit onze ervaring met deze methode dat het kan resulteren in gezichtstumoren als gevolg van onbedoelde afgifte van kankercellen via de externe halsslagader naar capillaire bedden in deze weefsels (ongepubliceerde gegevens). Het is mogelijk om gezichtstumoren te voorkomen door eerst de uitwendige halsslagader te bruinen voordat de gemeenschappelijke injectie van de halsslagader wordt geadopteerd (figuur 1). In de rest van het artikel wordt deze methode de 'interne halsslagaderinjectie' genoemd. Uit ervaring blijkt dat de interne carotisslagaderinjectiemethode consequent hersenmetastasen genereert met zeer weinig systemische gebeurtenissen en succesvol is geweest in het genereren van hersenmetastasemodellen van verschillende primaire kankers (bijv. Melanoom, borst- en longkanker) (figuur 1). De nadelen zijn dat het technisch uitdagend, tijdrovend, invasief is en een zorgvuldige optimalisatie van celaantallen en een monitoringtijdlijn vereist. Samenvattend produceren zowel de intracraniale als de interne carotisslagaderinjectiemethoden muismodellen die geschikt zijn voor het evalueren van de therapeutische impact op het overlevingsvoordeel van hersentumoren.
Dit protocol beschrijft de interne halsslagaderinjectiemethode om een muismodel van hersenmetastase te produceren met bijna geen systemische betrokkenheid en daarom geschikt voor preklinische evaluatie van medicijndistributie en werkzaamheid van experimentele therapieën.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg"> Figuur 1: Schematische weergave van het interne carotisslagaderinjectieprotocol voor hersenmetastasen. Interne halsslagaderinjectie met externe ligatie van de halsslagader kan op betrouwbare wijze een hersenmetastasemodel produceren van verschillende primaire kankers. In dit protocol worden drie ligaturen op de halsslagader geplaatst (geannoteerd als L1-L3 in de figuur). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CLS431752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G Microlance needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>23748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31G Ultra-Fine II insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>326103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T67A-SS</td>
			<td>Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal heat mat</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic and antimycotic</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15240062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave bags</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (TEMGESIC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Countess cell counter</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10227</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diet-76A</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>72-07-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear puncher</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>DEF11063-07</td>
			<td>Angled 45&#176;, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-06419-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without calcium and magnesium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14170120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogel</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>70-01-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes Low lint disposable wipers</td>
			<td>Kimberly Clark- Kimwipes</td>
			<td>Z188964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mashed mouse chow</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam (METACAM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose cone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fashioned out of a microfuge tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)</td>
			<td>&#160;Bausch and lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine solution</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>2505692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPE (glove, mask, gown, hairnet)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SURGI-5001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Media</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11875093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ-640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TM4469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A chopping board wrapped with autoclavable bag.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T104</td>
			<td>Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture forcep/ Curved Brophy forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T113C</td>
			<td>Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>TC1322-180</td>
			<td>length 190 mm, ratchet clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>UMP3-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 tissue culture flask</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>156499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trigene II surface disinfectant</td>
			<td>Ceva</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express dissociating medium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12605010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells

Hersenmetastase is een oorzaak van ernstige morbiditeit en mortaliteit bij kankerpatiënten. Kritische aspecten van gemetastaseerde ziekten, zoals de complexe neurale micro-omgeving en stromale celinteractie, kunnen niet volledig worden gerepliceerd met in vitro assays; diermodellen zijn dus van cruciaal belang voor het onderzoeken en begrijpen van de effecten van therapeutische interventie. De meeste xenotransplantatiemethoden voor hersentumoren produceren echter niet consistent hersenmetastasen in termen van het tijdsbestek en de tumorlast. Hersenmetastasemodellen gegenereerd door intracardiale injectie van kankercellen kunnen leiden tot onbedoelde extracraniële tumorbelasting en leiden tot niet-hersenmetastase morbiditeit en mortaliteit. Hoewel intracraniale injectie van kankercellen de extracraniële tumorvorming kan beperken, heeft het verschillende kanttekeningen, zoals de geïnjecteerde cellen vormen vaak een enkelvoudige tumormassa op de injectieplaats, hoge leptomeningeale betrokkenheid en schade aan de vasculatuur van de hersenen tijdens naaldpenetratie. Dit protocol beschrijft een muismodel van hersenmetastasen gegenereerd door interne halsslagaderinjectie. Deze methode produceert intracraniale tumoren consequent zonder de betrokkenheid van andere organen, waardoor de evaluatie van therapeutische middelen voor hersenmetastase mogelijk wordt.

Vergelijking van gemeenschappelijke injectie van de halsslagader met of zonder ligatie van de uitwendige halsslagader Wanneer kankercellen werden geïnjecteerd via de gemeenschappelijke halsslagader zonder eerst de externe halsslagader te bruinen24, werden gezichtstumoren gevonden bij 77,8% van de getransplanteerde muizen (n = 7/9 dieren). Een voorbeeld van een gezichtstumor wordt geïllustreerd in aanvullende figuur 3. De methode die in dit p...

Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Hersenmetastase is een oorzaak van ernstige morbiditeit en mortaliteit bij kankerpatiënten. De meeste muismodellen voor hersenmetastasen worden gecompliceerd door systemische metastasen die de analyse van mortaliteit en therapeutische interventie-uitkomsten verstoren. Hier gepresenteerd is een protocol voor interne carotisinjectie van kankercellen dat consistente intracraniale tumoren produceert met minimale systemische tumoren.

Modellering van hersenmetastase door interne halsslagaderinjectie van kankercellen

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Dus waarom is dit protocol belangrijk? Welnu, hersenmetastasen zijn zeer uitdagend om te behandelen en dit protocol produceert een klinisch relevant muismodel met minimale extracraniële tumoren. Deze techniek maakt objectieve analyse van medicijndistributie en respons van intracraniële tumoren mogelijk.Het grote voordeel van deze techniek is dat het model zeer reproduceerbaar is en de hersenmetastasen zich in relatief korte tijd na injectie ontwikkelen. De ziekteprogressie is vergelijkbaar bij dieren, waardoor het voor onderzoekers gemakkelijker wordt om de experimenten, behandelingstijdlijnen en eindpunten te standaardiseren. Mijn advies voor beginners is om te oefenen met het gebruik van de tang en spuit terwijl je door de dissectiemicroscoop kijkt, vertrouwd raakt met de anatomische oriëntatiepunten rond de nek en het protocol oefent in aanwezigheid van een dierenarts.Begin met het zaaien van BT-474 kankercellen met een zaaidichtheid van twee keer 10 tot de zes cellen in een T-75 kolf met behulp van 10 milliliter volledige groeimedia en cultuur totdat de cellen een samenvloeiing van 70 tot 80% bereiken vóór injectie. Gooi op de dag van injectie de groeimedia weg en was de celmonolaag tweemaal met PBS en voeg vijf milliliter voorverwarmd dissociatiereagens toe. Incubeer bij 37 graden Celsius gedurende vijf minuten of totdat de cellen zijn losgekomen.Verwijder na vijf minuten de kolf uit de couveuse en tik er voorzichtig op om het losmaken van de cel te bevorderen. Voeg vijf milliliter volledige groeimedia met 10% FBS toe om de dissociatiereagensactiviteit te doven. Resuspendeer de cellen in de oplossing voorzichtig door te pipetteren om celklonters te verminderen.Breng de celsuspensie over in een buis van 50 milliliter en centrifugeer gedurende drie minuten bij kamertemperatuur op 180 G. Decanteer het supernatant en resuspendeer de celpellet in 10 milliliter HBSSS zonder calcium en magnesium om celklontering te minimaliseren. Centrifugeer de celsuspensie bij 180 G gedurende drie minuten bij kamertemperatuur Decanteer het supernatant om restserum of dissociatiereagens te verwijderen en resuspenseer de celpellet in drie milliliter HBSS.Plaats een celzeef van 100 micrometer op een verse conische buis van 50 milliliter en laat de celsuspensie door om celklonters te verwijderen. Bereken het aantal levensvatbare cellen met behulp van trypan blue en verdun de celsuspensie met HBSS tot een celconcentratie van 2,5 keer 10 tot de zes cellen per milliliter. Houd de buis horizontaal op ijs en schommel de buis voorzichtig periodiek om klonteren te minimaliseren.De celsuspensie kan maximaal zes uur op ijs worden bewaard. Ear-punch muis voor identificatie en gebruik elektrische tondeuses om de vacht uit het nekgebied te scheren. Reinig overtollig haar van de blootgestelde huid met tape.Breng oculair glijmiddel aan op de ogen om uitdroging te voorkomen. Bevestig de muis voorzichtig door de bovenste snijtanden te haken met behulp van draad die op de operatieplaat is geplakt, gevolgd door het vastplakken van de voor- en achterpoten. Deze stap verlengt het lichaam en houdt de nek recht tijdens de procedure.Voor pre-operatieve huidvoorbereiding, veeg de nek af met een actueel antisepticum zoals povidon jodium om de belasting van de microflora van de huid te verminderen en los haar te verwijderen. Reinig vanuit het midden van de huid en werk naar buiten om herbesmetting van de incisieplaats te voorkomen. Herhaal het proces met 70% ethanol en voer drie afwisselende rondes jodium en ethanol uit voor desinfectie.Controleer op reflex via de knijptest om de anesthesiedood te garanderen voordat u de procedure voortzet. Leg een steriel chirurgisch gordijn over het dier. Maak onder de dissectiemicroscoop een verticale incisie van 15 millimeter langs de middellijn in het nekgebied van de muis met behulp van een schaar, beginnend van vijf millimeter onder de kaak tot de thoracale inlaat.Gebruik twee paar schuine tangen, deel de huid en onderliggende speekselklieren en breng retractors aan om de luchtpijp bloot te houden. Gebruik twee paar fijne schuine tangen om het spier- en vetweefsel naast de luchtpijp botweg te ontleden om de rechter halsslagaderschede bloot te leggen. De halsslagaderschede is de vezelige laag die de gemeenschappelijke halsslagader, ader en nervus vagus bedekt, en deze bundel kan worden gevisualiseerd door de felrode gemeenschappelijke halsslagader.Verwijder een segment van de gemeenschappelijke halsslagader caudaal naar de halsslagader bifurcatie van de omliggende fascia en scheid het van de nervus vagus en aderen. Isoleer en verwijder de carotis-bifurcatie van de omliggende zenuwen en fascia. Plaats fijne tangen onder de externe halsslagader en passeer een 5-0 zijden hechting onder de slagader.Knoop en span de hechting aan en knip overtollige lijn. Plaats fijne tangen onder de gemeenschappelijke halsslagader en passeer een 5-0 zijden hechting onder de slagader. Bind een knoop en span de hechting aan op een positie proximaal aan de voorgestelde injectieplaats.Snijd de overtollige hechting af en laat ongeveer 10 millimeter van de lijn over. Snijd en bevochtig een strook wegwerpwissers met weinig pluisjes van ongeveer 10 bij 5 millimeter. Vouw de strip en plaats deze onder de halsslagader op de voorgestelde injectieplaats.Dit zal het vat ondersteunen tijdens de injectie. Plaats op de gemeenschappelijke halsslagader rostral naar de voorgestelde injectieplaats een derde ligatie met een losse knoop. Dit wordt pas na de injectie aangescherpt.Roer de celsuspensie voorzichtig en trek 200 microliter celsuspensie in een insulinespuit met een naald van 31 gauge. Plaats de spuit in de spuitdriver die is aangesloten op een activerend voetpedaal. Bevestig een fijne canule met een naald van 31 gauge aan de spuit en prime de lijn.Controleer of de halsslagader goed gepositioneerd en onder druk staat. Gebruik twee fijnhoekige tangen, waarvan de ene zachtjes op het uiteinde van de eerste ligatuur spant en de andere de naald van 31 gauge vasthoudt, steekt u de naald langzaam met de schuine kant omhoog in het lumen van het bloedvat en zorgt u ervoor dat u deze niet doorboort. Injecteer langzaam 100 microliter celsuspensie die eerder is bereid in de gemeenschappelijke halsslagader met 10 microliter per seconde.Dit levert 2,5 keer 10 tot de vijfde cellen in het bloedvat. Succesvolle injectie kan worden gevisualiseerd via het verwijderen van bloed uit het bloedvat van de halsslagader. Til de losse ligatuur onmiddellijk na het terugtrekken van de naald voorzichtig op en span deze aan om terugstroom en bloedingen te voorkomen.Knip overtollige hechtingen bij en verwijder het stuk bevochtigde wegwerpwissers met weinig pluisjes. Spoel met een P-200 pipet de chirurgische holte tweemaal met 150 tot 200 microliter steriel water of zoutoplossing. Na het controleren op bloedingen, herpositioneer het zachte weefsel, de speekselklieren en de huid over de halsslagader en luchtpijp.Sluit de huidlaag van de incisie met behulp van een hechtnaaldhouder, een tang en een absorbeerbare of niet-absorbeerbare 6-0 monofilament hechting in een continu patroon. Injecteer 50 microgram per kilogram buprenorfine en één milligram per kilogram meloxicam via subcutane injectie als postoperatieve pijnverlichting. Verplaats het dier naar een warme en schone kooi om te herstellen van de anesthesie.Lectine werd geïnjecteerd in de gemeenschappelijke halsslagader van de muizen met of zonder externe halsslagaderligatie. Een vermindering van lectine werd waargenomen in de wangweefsels wanneer de uitwendige halsslagader werd geligeerd. De resultaten toonden aan dat de ligatie geen invloed had op de hersenafgifte.Tumorprogressie werd gemonitord met behulp van de luciferase-expresserende, HER2-versterkte borstkankercellijn. Het BT474 hersenmetastasemodel toonde een toename van de bioluminescente signalen vanaf week vijf post-interne carotisinjectie en groeide daarna geleidelijk. Van week vijf tot acht duidde heterogene signaalintensiteit op een intracraniale tumor met complexe vloeistofperfusie.De gadoliniumconcentratie in het tumorgebied nam toe toen het uit de bloedcirculatie in tumorweefsel lekte. De accumulatie van nanogeneeskunde en hersenmetastasen werd bevestigd in de BT-474-muizen door hogere nanogeneesmiddelniveaus gedetecteerd in het tumorgebied in vergelijking met de niet-betrokken hersengebieden. Naarmate het BT-474 hersenmetastasemodel vorderde, begonnen dieren tot 20% lichaamsgewicht te verliezen, waardoor de mediane overlevingstijd negen weken na de injectie werd gemaakt.Histologische resultaten toonden aan dat de tumoren eenzijdig werden gelokaliseerd, overeenkomend met de plaats van carotisinjectie waar de tumoren meestal verschenen als solide, solitaire massa's. Zakken met lege ruimtes werden vaak waargenomen en bestonden uit necrotische cellen, terwijl kleinere uitwassen ook aanwezig waren bij sommige dieren. Het belangrijkste om te onthouden bij het proberen van het protocol is om de halsslagader correct voor te bereiden en te positioneren voordat de naald wordt ingebracht en vervolgens de juiste spanning toe te passen tijdens het inbrengen van de naald.Dit model is nuttig voor onderzoekers die de toediening van geneesmiddelen aan de hersenen en de werkzaamheid van de nieuwe therapieën voor de behandeling van hersenmetastasen onderzoeken.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliaca Injectie voor Efficiënte en Selectieve Modellering van Microscopisch botmetastase

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Een poortader Injection Model op de studie van de lever metastase van borstkanker

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell Injection aan muismodellen van Brain metastase Produce

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland

Het modelleren van borstkanker via een Intraductale injectie van CRE-uitdrukken van adenovirus in de muis borstklier

Breast cancer is a heterogeneous disease, possibly due to complex interactions between different cells of origins and oncogenic events. Mouse models are ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Micromanipulatie van circulerende tumor cellen voor downstream moleculaire analyse en gemetastaseerde potentiële beoordeling

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Pathologische analyse van longmetastase na laterale staartaderinjectie van tumorcellen

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Modellering van hersenmetastasen door middel van intracraniale injectie en magnetische resonantie beeldvorming

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Modellering van primaire bottumoren en botmetastase met implantatie van solide tumortransplantaten in bot

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modellering van hersenmetastase via staartaderinjectie van inflammatoire borstkankercellen

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Portale ader injectie van colorectale kanker organoïden om de levermetastase stroma te bestuderen

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...