Name: modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Cette recherche a été financée par le Conseil national australien de la santé et de la recherche médicale (NHMRC), numéro de subvention APP1162560. ML a été financé par une bourse de recherche de troisième cycle UQ. Nous tenons à remercier tous ceux qui ont aidé à l’élevage et à l’imagerie in vivo des animaux. Nous remercions le Royal Brisbane and Women’s Hospital d’avoir fait don d’aliquotes de zirconium pour cette étude.

Toutes les études ont été menées conformément aux lignes directrices du Comité d’éthique animale de l’Université du Queensland (UQCCR/186/19) et au Code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques.
1. Préparation des cellules cancéreuses pour injection
REMARQUE: Dans cette étude, la lignée cellulaire du cancer du sein humain, BT-474 (BT474), a été utilisée. BT474 a été cultivé dans un milieu d...

Les métastases cérébrales sont un processus complexe par lequel les cellules cancéreuses se propagent de leur site primaire au cerveau. Différents modèles animaux sont disponibles qui reflètent certaines étapes de ce processus en plusieurs étapes et il existe des considérations physiologiques et pratiques dans la conception d’études précliniques sur les métastases41,42. La plupart des études publiées sur l’utilisation de la nanomédecine pour l...

Les métastases cérébrales sont une tumeur maligne prévalente associée à un très mauvais pronostic 1,2. La norme de soins pour les patients atteints de métastases cérébrales est multimodale, comprenant la neurochirurgie, la radiothérapie du cerveau entier et / ou la radiochirurgie stéréotaxique en fonction de l’état de santé général des patients, de la charge de morbidité extracrânienne et du nombre et de l’emplacement des tumeurs dans le cerveau 3,4. Les patients présentant jusqu’à trois lésions intracrâniennes sont éligibles pour une résection chirurgicale ou une radiochirurgie stéréotaxique, tandis que la radiothérapie du cerveau entier est recommandée pour les patients présentant des lésions multiples afin d’éviter le risque d’infection et d’œdème liés à la chirurgie5. Cependant, la radiothérapie du cerveau entier peut infliger des dommages aux structures cérébrales radiosensibles, contribuant ainsi à une mauvaise qualité de vie6.
La thérapie systémique est une approche alternative non invasive et logique pour traiter les patients présentant des lésions multiples7. Cependant, il est moins pris en compte en raison de la notion de longue date selon laquelle les thérapies systémiques ont une faible efficacité parce que l’administration passive de médicaments cytotoxiques par la circulation sanguine ne peut pas atteindre des niveaux thérapeutiques dans le cerveau sans risque de toxicité dangereuse8. Ce paradigme commence à changer avec le traitement systémique récemment approuvé par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis (tucatinib avec trastuzumab et capécitabine indiqué pour les métastases cérébrales métastatiques du cancer du sein HER2+)9,10,11,12 et la mise à jour des lignes directrices de traitement pour inclure la prise en compte des options de traitement systémique pour les patients atteints de métastases cérébrales13,14.
Dans ce contexte, les développements dans le domaine de la thérapie moléculaire ciblée, de l’immunothérapie et des systèmes alternatifs d’administration de médicaments, tels qu’un nano-transporteur de médicaments ciblé, peuvent potentiellement surmonter les défis du traitement des métastases cérébrales15,16,17,18. En outre, des approches chimiques et mécaniques visant à améliorer l’administration de médicaments par perméabilisation de la barrière cérébrale-tumorale sont également à l’étude19,20. Pour étudier et optimiser ces approches afin qu’elles soient adaptées à l’objectif, il est crucial d’utiliser des modèles précliniques qui non seulement reflètent la physiologie complexe des métastases cérébrales, mais permettent également une analyse objective de la réponse intracrânienne aux médicaments.
De manière générale, les approches actuelles pour modéliser les métastases cérébrales in vivo impliquent l’injection intracardiaque (ventricule gauche), intraveineuse (habituellement la veine de la queue), intracrânienne ou intracarotide (artère carotide commune) de cellules cancéreuses chez la souris 21,22,23,24,25,26,27 . Outre les stratégies de greffe de tumeur, les modèles murins génétiquement modifiés où la formation tumorale est déclenchée par l’élimination des gènes suppresseurs de tumeurs ou l’activation des oncogènes sont utiles pour la modélisation tumorale. Cependant, seuls quelques modèles de souris génétiquement modifiés produiraient des tumeurs secondaires et encore moins produiraient de manière fiable des métastases cérébrales28,29,30.
Les méthodes de greffe telles que l’injection intracardiaque (ventricule gauche) et intraveineuse (généralement la veine de la queue) imitent la dissémination systémique du cancer. Ces modèles produisent généralement des lésions dans plusieurs organes (par exemple, cerveau, poumons, foie, reins, rate) en fonction du lit capillaire qui piège la plupart des cellules tumorales lors de leur « premier passage » circulatoire31. Cependant, des taux irréguliers de greffe de cerveau nécessiteront plus d’animaux pour atteindre la taille de l’échantillon pour la puissance statistique souhaitée. Le nombre de cellules tumorales qui finissent par s’établir dans le cerveau via ces méthodes d’injection intracardiaque et intraveineuse est variable. Par conséquent, la charge tumorale des métastases cérébrales peut varier d’un animal à l’autre et la différence de progression peut rendre difficile la normalisation du calendrier expérimental et de l’interprétation des résultats. La charge tumorale extracrânienne peut entraîner une mortalité par métastases non cérébrales, rendant ces modèles impropres à l’évaluation de l’efficacité intracrânienne. Des lignées cellulaires tropiques cérébrales ont été établies à l’aide de processus de sélection clonale artificielle pour réduire l’établissement extracrânien, mais les taux de prise ont été incohérents et le processus de sélection clonale peut réduire l’hétérogénéité normalement trouvée dans les tumeurs humaines32.
Les méthodes de greffe spécifiques au cerveau telles que l’injection intracrânienne et intracarotidienne permettent une modélisation plus cohérente et efficace des métastases cérébrales. Dans la méthode intracrânienne33, les cellules cancéreuses sont généralement injectées dans le cortex cérébral frontal, ce qui génère une excroissance tumorale rapide et reproductible avec une faible atteinte systémique. Bien que la procédure soit bien tolérée avec une faible mortalité33, les mises en garde sont qu’il s’agit d’une approche relativement rudimentaire qui introduit rapidement un bolus (localisé) de cellules dans le cerveau et ne modélise pas la pathogenèse précoce des métastases cérébrales. L’aiguille endommage le système vasculaire du tissu cérébral, ce qui provoque alors une inflammation localisée 5,34. D’après l’expérience, il existe une tendance à l’injection de cellules tumorales au reflux lors du retrait de l’aiguille, conduisant à une atteinte leptoméningée. Alternativement, la méthode intracarotidienne délivre des cellules dans l’artère carotide commune avec la microvascularisation cérébrale comme premier lit capillaire à rencontrer, modélisant la survie dans la circulation, l’extravasation et la colonisation24. En accord avec d’autres25, notre expérience avec cette méthode a révélé qu’elle peut entraîner des tumeurs faciales en raison de l’administration involontaire de cellules cancéreuses via l’artère carotide externe aux lits capillaires de ces tissus (données non publiées). Il est possible de prévenir les tumeurs faciales en ligaturant d’abord l’artère carotide externe avant l’injection commune de l’artère carotide (Figure 1). Dans le reste de l’article, cette méthode est appelée « injection interne de l’artère carotide ». D’après l’expérience, la méthode d’injection de l’artère carotide interne génère systématiquement des métastases cérébrales avec très peu d’événements systémiques et a réussi à générer des modèles de métastases cérébrales de différents cancers primitifs (p. ex. mélanome, cancers du sein et du poumon) (Figure 1). Les inconvénients sont qu’il est techniquement difficile, long, invasif et nécessite une optimisation minutieuse du nombre de cellules et un calendrier de surveillance. En résumé, les méthodes d’injection intracrânienne et interne de l’artère carotide produisent des modèles murins adaptés à l’évaluation de l’impact thérapeutique sur le bénéfice de survie lié aux tumeurs cérébrales.
Ce protocole décrit la méthode d’injection de l’artère carotide interne pour produire un modèle murin de métastases cérébrales avec presque aucune atteinte systémique et donc adapté à l’évaluation préclinique de la distribution des médicaments et de l’efficacité des thérapies expérimentales.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg"> Figure 1 : Représentation schématique du protocole d’injection de l’artère carotide interne pour les métastases cérébrales. L’injection interne de l’artère carotide avec ligature externe de l’artère carotide peut produire de manière fiable un modèle de métastases cérébrales à partir de divers cancers primaires. Dans ce protocole, trois ligatures sont placées sur l’artère carotide (annotées L1-L3 sur la figure). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CLS431752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G Microlance needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>23748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31G Ultra-Fine II insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>326103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T67A-SS</td>
			<td>Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal heat mat</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic and antimycotic</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15240062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave bags</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (TEMGESIC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Countess cell counter</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10227</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diet-76A</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>72-07-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear puncher</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>DEF11063-07</td>
			<td>Angled 45&#176;, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-06419-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without calcium and magnesium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14170120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogel</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>70-01-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes Low lint disposable wipers</td>
			<td>Kimberly Clark- Kimwipes</td>
			<td>Z188964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mashed mouse chow</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam (METACAM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose cone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fashioned out of a microfuge tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)</td>
			<td>&#160;Bausch and lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine solution</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>2505692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPE (glove, mask, gown, hairnet)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SURGI-5001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Media</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11875093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ-640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TM4469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A chopping board wrapped with autoclavable bag.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T104</td>
			<td>Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture forcep/ Curved Brophy forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T113C</td>
			<td>Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>TC1322-180</td>
			<td>length 190 mm, ratchet clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>UMP3-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 tissue culture flask</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>156499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trigene II surface disinfectant</td>
			<td>Ceva</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express dissociating medium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12605010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells

Les métastases cérébrales sont une cause de morbidité et de mortalité sévères chez les patients atteints de cancer. Les aspects critiques des maladies métastatiques, tels que le microenvironnement neuronal complexe et l’interaction des cellules stromales, ne peuvent pas être entièrement reproduits avec des essais in vitro ; Ainsi, les modèles animaux sont essentiels pour étudier et comprendre les effets de l’intervention thérapeutique. Cependant, la plupart des méthodes de xénogreffe de tumeurs cérébrales ne produisent pas de métastases cérébrales de manière cohérente en termes de délai et de charge tumorale. Les modèles de métastases cérébrales générés par injection intracardiaque de cellules cancéreuses peuvent entraîner une charge tumorale extracrânienne involontaire et entraîner une morbidité et une mortalité métastatiques non cérébrales. Bien que l’injection intracrânienne de cellules cancéreuses puisse limiter la formation de tumeurs extracrâniennes, elle présente plusieurs mises en garde, telles que les cellules injectées forment souvent une masse tumorale singulière au site d’injection, une implication leptoméningée élevée et des dommages au système vasculaire cérébral lors de la pénétration de l’aiguille. Ce protocole décrit un modèle murin de métastases cérébrales générées par injection d’artère carotide interne. Cette méthode produit des tumeurs intracrâniennes de manière cohérente sans l’implication d’autres organes, ce qui permet l’évaluation des agents thérapeutiques pour les métastases cérébrales.

Comparaison de l’injection courante de l’artère carotide avec ou sans ligature de l’artère carotide externe Lorsque des cellules cancéreuses ont été injectées via l’artère carotide commune sans d’abord ligaturer l’artère carotide externe24, des tumeurs faciales ont été trouvées chez 77,8% des souris greffées (n = 7/9 animaux). Un exemple de tumeur faciale est illustré dans la figure supplémentaire 3. La méthode décr...

Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Les métastases cérébrales sont une cause de morbidité et de mortalité sévères chez les patients atteints de cancer. La plupart des modèles murins de métastases cérébrales sont compliqués par des métastases systémiques confondant l’analyse de la mortalité et des résultats des interventions thérapeutiques. Présenté ici est un protocole pour l’injection carotidienne interne de cellules cancéreuses qui produit des tumeurs intracrâniennes cohérentes avec des tumeurs systémiques minimales.

Modélisation des métastases cérébrales par injection de cellules cancéreuses dans l’artère carotide interne

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Alors, pourquoi ce protocole est-il important? Eh bien, les métastases cérébrales sont très difficiles à traiter et ce protocole produit un modèle murin cliniquement pertinent avec des tumeurs extracrâniennes minimales. Cette technique permet une analyse objective de la distribution des médicaments et de la réponse des tumeurs intracrâniennes.Le principal avantage de cette technique est que le modèle est hautement reproductible et que les métastases cérébrales se développent dans un temps relativement court après l’injection. La progression de la maladie est similaire chez les animaux, ce qui permet aux chercheurs de normaliser plus facilement les expériences, les délais de traitement et les critères d’évaluation. Mon conseil pour les débutants est de s’entraîner à utiliser la pince et la seringue tout en regardant à travers le microscope à dissection, en se familiarisant avec les repères anatomiques autour du cou et en pratiquant le protocole en présence d’un vétérinaire.Commencez par ensemencer les cellules cancéreuses BT-474 à une densité d’ensemencement de deux fois 10 aux six cellules dans un ballon T-75 en utilisant 10 millilitres de milieu de croissance complet et de culture jusqu’à ce que les cellules atteignent une confluence de 70 à 80% avant l’injection. Le jour de l’injection, jetez le milieu de croissance et lavez la monocouche cellulaire avec du PBS deux fois et ajoutez cinq millilitres de réactif de dissociation de culture cellulaire préchauffé. Incuber à 37 degrés Celsius pendant cinq minutes ou jusqu’à ce que les cellules se soient détachées.Après cinq minutes, retirez le ballon de l’incubateur et tapotez-le doucement pour faciliter le détachement cellulaire. Ajouter cinq millilitres de milieu de croissance complet contenant 10% FBS pour éteindre l’activité du réactif de dissociation. Remettez doucement les cellules en suspension dans la solution en pipetant pour réduire les amas cellulaires.Transférer la suspension cellulaire dans un tube de 50 millilitres et centrifuger à 180 G pendant trois minutes à température ambiante. Décanter le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 10 millilitres de HBSSS sans calcium ni magnésium pour minimiser l’agglutination cellulaire. Centrifuger la suspension cellulaire à 180 G pendant trois minutes à température ambiante Décanter le surnageant pour éliminer le sérum résiduel ou le réactif de dissociation et remettre en suspension la pastille cellulaire dans trois millilitres de HBSS.Placez une crépine cellulaire de 100 micromètres sur un tube conique frais de 50 millilitres et passez la suspension cellulaire pour éliminer les amas de cellules. Calculer le nombre de cellules viables en utilisant le bleu de trypan et diluer la suspension cellulaire avec HBSS à une concentration cellulaire de 2,5 fois 10 à six cellules par millilitre. Gardez le tube horizontal sur la glace et secouez-le doucement périodiquement pour minimiser l’agglutination.La suspension cellulaire peut être stockée sur de la glace pendant un maximum de six heures. Souris perforatrice pour l’identification et utilisez des tondeuses électriques pour raser la fourrure de la région du cou. Nettoyez l’excès de poils de la peau exposée à l’aide de ruban adhésif.Appliquez un lubrifiant oculaire sur les yeux pour éviter le dessèchement. Fixez doucement la souris en accrochant les incisives supérieures à l’aide de fil collé à la planche chirurgicale, puis en collant les pattes avant et postérieures. Cette étape étend le corps et maintient le cou droit pendant la procédure.Pour la préparation préopératoire de la peau, essuyez le cou avec un antiseptique topique tel que la povidone iodée pour réduire la charge de la microflore cutanée et enlever les poils lâches. Nettoyer du centre de la peau, en travaillant vers l’extérieur pour prévenir la recontamination du site d’incision. Répétez le processus en utilisant de l’éthanol à 70% et effectuez trois cycles alternés d’iode et d’éthanol pour la désinfection.Vérifiez le réflexe via le test de pincement pour assurer la mort de l’anesthésie avant de poursuivre la procédure. Posez un champ chirurgical stérile sur l’animal. Sous le microscope à dissection, faites une incision verticale de 15 millimètres le long de la ligne médiane au niveau de la région du cou de la souris à l’aide de ciseaux, à partir de cinq millimètres sous la mâchoire jusqu’à l’entrée thoracique.À l’aide de deux paires de pinces inclinées, séparez la peau et les glandes salivaires sous-jacentes et appliquez des rétracteurs pour maintenir la trachée exposée. À l’aide de deux paires de pinces à angle fin, disséquez carrément le muscle et le tissu adipeux adjacents à la trachée pour exposer la gaine carotidienne droite. La gaine carotide est la couche fibreuse recouvrant l’artère carotide, la veine et le nerf vague communs, et ce faisceau peut être visualisé par l’artère carotide commune rouge vif.Dégagez un segment de l’artère carotide commune caudale à la bifurcation carotidienne du fascia environnant et séparez-le du nerf vague et des veines. Isoler et éliminer la bifurcation carotidienne des nerfs et du fascia environnants. Positionnez des pinces fines sous l’artère carotide externe et passez une suture de soie 5-0 sous l’artère.Nœud et resserrer la suture et couper la ligne d’excès. Placez une pince fine sous l’artère carotide commune et passez une suture de soie 5-0 sous l’artère. Nouez un nœud et resserrez la suture à une position proximale au site d’injection proposé.Couper l’excès de suture, en laissant environ 10 millimètres de la ligne. Coupez et humidifiez une bande d’essuie-glaces jetables à faible peluche d’environ 10 x 5 millimètres. Pliez la bandelette et placez-la sous l’artère carotide au site d’injection proposé.Cela soutiendra le vaisseau pendant l’injection. Sur l’artère carotide commune rostrale au site d’injection proposé, placez une troisième ligature avec un nœud lâche. Ceci est resserré seulement après l’injection.Agitez doucement la suspension cellulaire et aspirez 200 microlitres de suspension cellulaire dans une seringue à insuline avec une aiguille de calibre 31. Chargez la seringue dans le pilote de seringue connecté à une pédale d’activation. Fixez une canule fine avec une aiguille de calibre 31 à la seringue et amorcez la ligne.Vérifiez si l’artère carotide est bien positionnée et pressurisée. À l’aide de deux pinces à angle fin, l’une tendant doucement sur l’extrémité de la première ligature et l’autre tenant l’aiguille de calibre 31, insérez lentement l’aiguille avec le biseau dans la lumière du vaisseau sanguin, en prenant soin de ne pas la percer. Injectez lentement 100 microlitres de suspension cellulaire préparée plus tôt dans l’artère carotide commune à 10 microlitres par seconde.Cela livrera 2,5 fois 10 aux cellules cinquièmes dans le vaisseau sanguin. Une injection réussie peut être visualisée via l’élimination du sang du vaisseau sanguin carotidien. Soulevez et serrez doucement la ligature lâche immédiatement après le retrait de l’aiguille pour éviter le reflux et les saignements.Coupez les sutures en excès et retirez le morceau d’essuie-glaces jetables humidifiés à faible peluche. À l’aide d’une pipette P-200, rincer la cavité chirurgicale deux fois avec 150 à 200 microlitres d’eau stérile ou de solution saline. Après avoir vérifié s’il y a des saignements, repositionnez les tissus mous, les glandes salivaires et la peau sur l’artère carotide et la trachée.Fermez la couche cutanée de l’incision à l’aide d’un porte-aiguille de suture, d’une pince et d’une suture monofilament 6-0 résorbable ou non résorbable selon un schéma continu. Injecter 50 microgrammes par kilogramme de buprénorphine et un milligramme par kilogramme de méloxicam par injection sous-cutanée comme soulagement de la douleur post-chirurgicale. Déplacez l’animal dans une cage chaude et propre pour récupérer de l’anesthésie.La lectine a été injectée dans l’artère carotide commune des souris avec ou sans ligature de l’artère carotide externe. Une réduction de la lectine a été observée dans les tissus des joues lorsque l’artère carotide externe a été ligaturée. Les résultats ont montré que la ligature n’avait pas d’impact sur l’accouchement cérébral.La progression tumorale a été surveillée à l’aide de la lignée cellulaire de cancer du sein amplifiée par la luciférase et amplifiée par HER2. Le modèle de métastases cérébrales BT474 a montré une augmentation des signaux bioluminescents à partir de la cinquième semaine post-injection de carotides internes et a progressivement augmenté par la suite. De la cinquième à la huitième semaine, l’intensité du signal hétérogène indiquait une tumeur intracrânienne avec perfusion liquidienne complexe.La concentration de gadolinium dans la région tumorale a augmenté à mesure qu’elle fuyait de la circulation sanguine dans le tissu tumoral. L’accumulation de nanomédecine et de métastases cérébrales a été confirmée chez les souris BT-474 par des niveaux de nanomédecine plus élevés détectés dans la région tumorale par rapport aux régions cérébrales non impliquées. Au fur et à mesure que le modèle de métastases cérébrales BT-474 progressait, les animaux ont commencé à perdre jusqu’à 20% de poids corporel, ce qui rend le temps de survie médian de neuf semaines après l’injection.Les résultats histologiques ont montré que les tumeurs étaient localisées unilatéralement, correspondant au site d’injection carotidienne où les tumeurs apparaissaient principalement comme des masses solides et solitaires. Des poches d’espaces vides ont été fréquemment observées et constituées de cellules nécrotiques, tandis que des excroissances plus petites étaient également présentes chez certains animaux. La chose la plus importante à retenir lors de la tentative du protocole est de préparer et de positionner correctement l’artère carotide avant d’insérer l’aiguille, puis d’appliquer une tension appropriée lors de l’insertion de l’aiguille.Ce modèle est utile pour les chercheurs qui explorent l’administration de médicaments au cerveau et l’efficacité des nouveaux traitements pour le traitement des métastases cérébrales.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliaque Artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses Microscopique

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

Recherche

Recherche en cancérologie

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Une injection Modèle Portal Vein pour étudier le foie Métastases du cancer du sein

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotidienne Cancer Cell Injection pour produire des modèles de souris de Brain Métastase

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland

Modélisation du cancer du sein par injection intraductale d'adénovirus exprimant la cre dans la glande mammaire de souris

Breast cancer is a heterogeneous disease, possibly due to complex interactions between different cells of origins and oncogenic events. Mouse models are ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Micromanipulation de cellules tumorales circulantes pour l’analyse moléculaire en aval et l’évaluation du potentiel métastatique

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Analyse pathologique des métastases pulmonaires après injection latérale de cellules tumorales dans la veine caudale

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Modélisation des métastases cérébrales par injection intracrânienne et imagerie par résonance magnétique

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses avec implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modélisation des métastases cérébrales par injection veineuse de cellules inflammatoires du cancer du sein

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Injection veineuse portale d’organoïdes du cancer colorectal pour étudier la métastase hépatique Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...