Name: modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Denne forskningen ble finansiert av The Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC), tilskuddsnummer APP1162560. ML ble finansiert av et UQ forskerstipend. Vi vil takke alle som har bistått med dyrehold og in vivo avbildning av dyrene. Vi takker Royal Brisbane og Women's Hospital for å donere aliquots av zirkonium for denne studien.

Alle studier ble utført innenfor retningslinjene fra Animal Ethics Committee ved University of Queensland (UQCCR / 186/19), og den australske koden for omsorg og bruk av dyr til vitenskapelig formål.
1. Forberedelse av kreftceller til injeksjon
MERK: I denne studien ble den humane brystkreftcellelinjen, BT-474 (BT474), brukt. BT474 ble dyrket i komplett vekstmedium bestående av RPMI 1640 medium supplert med 10% føtalt bovint serum og 1% insulin. C...

Hjernemetastase er en kompleks prosess med kreftceller som sprer seg fra deres primære sted til hjernen. Ulike dyremodeller er tilgjengelige som speiler visse stadier av denne flertrinnsprosessen, og det er fysiologiske og praktiske hensyn å designe prekliniske metastasestudier41,42. De fleste publiserte studier som undersøker bruken av nanomedisin for hjernemetastasebehandling har brukt intrakardielle43,44 og intrakranielle 45,46,47,48...

Hjernemetastase er en utbredt malignitet assosiert med en svært dårlig prognose 1,2. Standarden på omsorgen for hjernemetastasepasienter er multimodal, bestående av nevrokirurgi, helhjernestrålebehandling og/eller stereotaktisk radiokirurgi avhengig av pasientenes generelle helsetilstand, ekstrakraniell sykdomsbyrde og antall og plassering av svulster i hjernen 3,4. Pasienter med opptil tre intrakranielle lesjoner er kvalifisert for kirurgisk reseksjon eller stereotaktisk radiokirurgi, mens helhjernestrålebehandling anbefales for pasienter med flere lesjoner for å unngå risiko for operasjonsrelatert infeksjon og ødem5. Imidlertid kan hele hjernestrålebehandling forårsake skade på radiofølsomme hjernestrukturer, noe som bidrar til dårlig livskvalitet6.
Systemisk terapi er en ikke-invasiv alternativ og logisk tilnærming til behandling av pasienter med flere lesjoner7. Det er imidlertid mindre vurdert på grunn av den langvarige forestillingen om at systemiske terapier har dårlig effekt fordi passiv levering av cytotoksiske legemidler via blodet ikke kan oppnå terapeutiske nivåer i hjernen uten risiko for usikker toksisitet8. Dette paradigmet begynner å endre seg med den nylig amerikanske Food and Drug Administration (FDA) -godkjente systemiske terapien (tucatinib med trastuzumab og kapecitabin indisert for metastatisk HER2 + brystkreft hjernemetastase) 9,10,11,12 og oppdateringen i behandlingsretningslinjene for å inkludere vurdering av systemiske terapialternativer for hjernemetastasepasienter13,14.
I denne sammenheng kan utviklingen innen molekylær målrettet terapi, immunterapi og alternative legemiddelleveringssystemer, for eksempel en målrettet nanomedisinbærer, potensielt overvinne utfordringene ved hjernemetastasebehandling15,16,17,18. I tillegg undersøkes kjemiske og mekaniske tilnærminger for å forbedre legemiddellevering via permeabilisering av hjerne-tumorbarrieren også19,20. For å studere og optimalisere slike tilnærminger for å være egnet til formålet, er det avgjørende å bruke prekliniske modeller som ikke bare speiler den komplekse fysiologien til hjernemetastase, men også tillater objektiv analyse av intrakraniell legemiddelrespons.
I stor grad involverer de nåværende tilnærmingene til å modellere hjernemetastase in vivo intrakardiell (venstre ventrikel), intravenøs (vanligvis halevene), intrakraniell eller intrakarotis (vanlig halspulsåren) injeksjon av kreftceller hos mus 21,22,23,24,25,26,27 . Bortsett fra tumor engraftment strategier, genetisk konstruert mus modeller hvor tumordannelse utløses ved fjerning av tumor suppressor gener eller aktivering av onkogener er nyttig for tumor modellering. Imidlertid er bare noen få genetisk utviklede musemodeller rapportert å produsere sekundære svulster og enda færre som pålitelig produserer hjernemetastaser28,29,30.
Engraftment metoder som intrakardiell (venstre ventrikkel) og intravenøs (vanligvis halevene) injeksjon etterligne systemisk spredning av kreft. Disse modellene produserer vanligvis lesjoner i flere organer (f.eks. Hjerne, lunger, lever, nyrer, milt) avhengig av kapillærsengen som fanger de fleste tumorceller under sirkulasjonspasset 31. Imidlertid vil inkonsekvente hastigheter av hjernetransplantasjon kreve flere dyr for å oppnå prøvestørrelsen for ønsket statistisk styrke. Antallet tumorceller som etter hvert etablerer seg i hjernen via disse intrakardiale og intravenøse injeksjonsmetodene er variabelt. Derfor kan hjernemetastasetumorbyrden variere mellom dyr, og forskjellen i progresjon kan gjøre standardisering av eksperimentell tidslinje og tolkning av resultater en utfordring. Den ekstrakraniale tumorbyrden kan føre til ikke-hjernemetastasedødelighet, noe som gjør disse modellene uegnet til å evaluere intrakraniell effekt. Hjernetrope cellelinjer er etablert ved hjelp av kunstige klonale seleksjonsprosesser for å redusere ekstrakraniell etablering, men opptakshastighetene har vært inkonsekvente, og den klonale seleksjonsprosessen kan redusere heterogeniteten som normalt finnes i humane svulster32.
Hjernespesifikke engraftmentmetoder som intrakraniell og intrakarotidinjeksjon muliggjør mer konsistent og effektiv hjernemetastasemodellering. I den intrakraniale metoden33 injiseres kreftceller vanligvis i den frontale hjernebarken, noe som genererer rask og reproduserbar tumorutvekst med lav systemisk involvering. Mens prosedyren tolereres godt med lav dødelighet33, er forbeholdene at det er en relativt grov tilnærming som raskt introduserer en (lokalisert) bolus av celler i hjernen og ikke modellerer tidlig patogenese av hjernemetastase. Nålen skader hjernevevsvaskulaturen, som deretter forårsaker lokalisert betennelse 5,34. Av erfaring er det en tendens til at tumorcelleinjektat refluks under fjerning av nålen, noe som fører til leptomeningeal involvering. Alternativt leverer intrakarotismetoden celler inn i den vanlige halspulsåren med hjernemikrovaskulatur som den første kapillærsengen som skal oppstå, modellering av overlevelse i sirkulasjon, ekstravasasjon og kolonisering24. I samråd med andre25 fant vi i vår erfaring med denne metoden at den kan resultere i ansiktssvulster på grunn av utilsiktet tilførsel av kreftceller via arteria carotis til kapillærsenger i dette vevet (upubliserte data). Det er mulig å forebygge ansiktssvulster ved først å ligere arteria carotis communis før vanlig halspulsåreinjeksjon (figur 1). I resten av artikkelen omtales denne metoden som «injeksjon av arteria carotis interna». Av erfaring genererer den indre halspulsåreinjeksjonsmetoden konsekvent hjernemetastase med svært få systemiske hendelser og har vært vellykket i å generere hjernemetastasemodeller av forskjellige primære kreftformer (f.eks. melanom, bryst og lungekreft) (figur 1). Ulempene er at det er teknisk utfordrende, tidkrevende, invasivt og krever nøye optimalisering av celletall og en overvåkingstidslinje. Oppsummert produserer både intrakranielle og interne halspulsåreinjeksjonsmetoder musemodeller som er egnet for å evaluere terapeutisk effekt på hjernesvulstrelatert overlevelsesfordel.
Denne protokollen beskriver den interne halspulsåren injeksjonsmetode for å produsere en musemodell av hjernemetastase med nesten ingen systemisk involvering og derfor egnet for preklinisk evaluering av legemiddeldistribusjon og effekt av eksperimentelle terapier.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg"> Figur 1: Skjematisk fremstilling av indre halspulsåren injeksjonsprotokoll for hjernemetastase. Intern halspulsåren injeksjon med ekstern halspulsåren ligering kan pålitelig produsere en hjernemetastase modell fra ulike primære kreftformer. I denne protokollen er tre ligaturer plassert på halspulsåren (annotert som L1-L3 i figuren). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CLS431752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G Microlance needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>23748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31G Ultra-Fine II insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>326103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T67A-SS</td>
			<td>Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal heat mat</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic and antimycotic</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15240062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave bags</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (TEMGESIC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Countess cell counter</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10227</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diet-76A</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>72-07-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear puncher</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>DEF11063-07</td>
			<td>Angled 45&#176;, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-06419-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without calcium and magnesium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14170120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogel</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>70-01-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes Low lint disposable wipers</td>
			<td>Kimberly Clark- Kimwipes</td>
			<td>Z188964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mashed mouse chow</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam (METACAM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose cone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fashioned out of a microfuge tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)</td>
			<td>&#160;Bausch and lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine solution</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>2505692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPE (glove, mask, gown, hairnet)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SURGI-5001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Media</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11875093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ-640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TM4469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A chopping board wrapped with autoclavable bag.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T104</td>
			<td>Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture forcep/ Curved Brophy forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T113C</td>
			<td>Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>TC1322-180</td>
			<td>length 190 mm, ratchet clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>UMP3-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 tissue culture flask</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>156499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trigene II surface disinfectant</td>
			<td>Ceva</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express dissociating medium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12605010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells

Hjernemetastase er en årsak til alvorlig sykelighet og dødelighet hos kreftpasienter. Kritiske aspekter ved metastatiske sykdommer, som det komplekse nevrale mikromiljøet og stromalcelleinteraksjonen, kan ikke helt replikeres med in vitro-analyser ; Dermed er dyremodeller avgjørende for å undersøke og forstå effekten av terapeutisk intervensjon. Imidlertid produserer de fleste hjernesvulst xenografting metoder ikke hjernemetastaser konsekvent når det gjelder tidsramme og tumorbelastning. Hjernemetastasemodeller generert ved intrakardiell injeksjon av kreftceller kan resultere i utilsiktet ekstrakraniell tumorbelastning og føre til ikke-hjernemetastatisk sykelighet og dødelighet. Selv om intrakraniell injeksjon av kreftceller kan begrense ekstrakraniell tumordannelse, har den flere advarsler, for eksempel at de injiserte cellene ofte danner en enkelt tumormasse på injeksjonsstedet, høy leptomeningeal involvering og skade på hjernens vaskulatur under nålpenetrasjon. Denne protokollen beskriver en musemodell av hjernemetastase generert ved injeksjon av arteria carotis interna. Denne metoden produserer intrakranielle svulster konsekvent uten involvering av andre organer, noe som muliggjør evaluering av terapeutiske midler for hjernemetastase.

Sammenligning av vanlig karotisarterieinjeksjon med eller uten ekstern halspulsåresligering Når kreftceller ble injisert via arteria carotis communis uten først å ligere arteria carotis24, ble det funnet ansiktssvulster hos 77,8 % av de transplanterte musene (n = 7/9 dyr). Et eksempel på ansiktssvulst er illustrert i supplerende figur 3. Metoden beskrevet i denne protokollen forhindrer utilsiktet ansiktsmetastase ved å ligere den ekstern...

Watch this Scientific Journal Video about Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells at JoVE.com

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Hjernemetastase er en årsak til alvorlig sykelighet og dødelighet hos kreftpasienter. De fleste musemodeller for hjernemetastaser kompliseres av systemiske metastaser som forvirrer analyse av dødelighet og terapeutiske intervensjonsutfall. Presentert her er en protokoll for intern carotisinjeksjon av kreftceller som produserer konsistente intrakraniale svulster med minimale systemiske svulster.

Modellering av hjernemetastase ved intern karotisarterieinjeksjon av kreftceller

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Så hvorfor er denne protokollen viktig? Vel, hjernemetastaser er svært utfordrende å behandle, og denne protokollen produserer en klinisk relevant musemodell med minimale ekstrakraniale svulster. Denne teknikken tillater objektiv analyse av legemiddelfordeling og respons fra intrakranielle svulster.Den største fordelen med denne teknikken er at modellen er svært reproduserbar og hjernemetastasene utvikler seg på relativt kort tid etter injeksjon. Sykdomsprogresjonen er lik blant dyr, noe som gjør det lettere for forskere å standardisere forsøkene, behandlingstidslinjene og endepunktene. Mitt råd til nybegynnere er å øve på å bruke tang og sprøyte mens du ser gjennom disseksjonsmikroskopet, bli kjent med de anatomiske landemerkene rundt halsen og praktisere protokollen i nærvær av en veterinær.Begynn med å så BT-474 kreftceller ved en sådensitet på to ganger 10 til de seks cellene i en T-75-kolbe ved å bruke 10 milliliter komplette vekstmedier og kultur til cellene når en sammenløp på 70 til 80% før injeksjon. På injeksjonsdagen, kast vekstmedier og vask cellemonolaget med PBS to ganger og tilsett fem milliliter forvarmet cellekulturdissosiasjonsreagens. Inkuber ved 37 grader Celsius i fem minutter eller til cellene har løsnet.Etter fem minutter, fjern kolben fra inkubatoren og bank den forsiktig for å hjelpe celleløsningen. Tilsett fem milliliter komplette vekstmedier som inneholder 10% FBS for å slukke dissosiasjonsreagensaktiviteten. Resuspender cellene i løsningen forsiktig ved pipettering for å redusere celleklumper.Overfør cellesuspensjonen til et 50 milliliter rør og sentrifuge ved 180 G i tre minutter ved romtemperatur. Decant supernatanten og resuspend cellepelleten i 10 ml HBSSS uten kalsium og magnesium for å minimere celleklumping. Sentrifuger cellesuspensjonen ved 180 G i tre minutter ved romtemperatur Dekantanten for å fjerne gjenværende serum- eller dissosiasjonsreagens og resuspendere cellepelleten i tre milliliter HBSS.Plasser en 100 mikrometer cellesil på et friskt 50 milliliter konisk rør og pass cellesuspensjonen gjennom for å fjerne celleklumper. Beregn antall levedyktige celler ved hjelp av trypanblå og fortynn cellesuspensjonen med HBSS til en cellekonsentrasjon på 2,5 ganger 10 til de seks cellene per milliliter. Hold røret horisontalt på is og vugg røret forsiktig med jevne mellomrom for å minimere klumping.Cellesuspensjonen kan lagres på is i maksimalt seks timer. Øre-punch mus for identifikasjon og bruk elektriske klippere for å barbere pelsen fra nakkeområdet. Rengjør overflødig hår fra den eksponerte huden ved hjelp av tape.Påfør okulært smøremiddel i øynene for å forhindre tørking. Fest musen forsiktig ved å hekte de øvre fortennene ved hjelp av tråd teipet til operasjonsbrettet, etterfulgt av å teipe for- og bakbenene. Dette trinnet utvider kroppen og holder nakken rett under prosedyren.For preoperativ hudforberedelse, tørk nakken med et aktuelt antiseptisk middel som povidonjod for å redusere hudens mikroflorabelastning og fjerne løst hår. Rengjør fra midten av huden, arbeid utover for å forhindre rekontaminering av snittstedet. Gjenta prosessen med 70% etanol og utfør tre vekslende runder med jod og etanol for desinfeksjon.Sjekk for refleks via klemme test for å sikre anestesi død før du fortsetter prosedyren. Legg en steril kirurgisk drapering over dyret. Under disseksjonsmikroskopet lager du et vertikalt 15 millimeter snitt langs midtlinjen ved musens nakkeområde ved hjelp av saks, fra fem millimeter under kjeven til thoraxinnløpet.Bruk to par vinklede tang, del huden og underliggende spyttkjertler og bruk retractors for å holde luftrøret utsatt. Bruk to par finvinklede tang, disseker du muskler og fettvev ved siden av luftrøret for å eksponere høyre karotiskjede. Karotiskjeden er det fibrøse laget som dekker den vanlige halspulsåren, venen og vagusnerven, og denne bunten kan visualiseres av den lyse røde vanlige halspulsåren.Fjern et segment av den vanlige halspulsåren kaudal til karoten bifurkasjon av den omkringliggende fascia og skille den fra vagusnerven og venene. Isoler og fjern karoten bifurkasjon fra de omkringliggende nerver og fascia. Plasser fine tang under den eksterne halspulsåren og pass en 5-0 silkesutur under arterien.Knut og stram suturen og kutt overflødig linje. Plasser fine tang under halspulsåren og pass en 5-0 silkesutur under arterien. Bind en knute og stram suturen i en posisjon proksimal til det foreslåtte injeksjonsstedet.Klipp overflødig sutur, og la ca 10 millimeter av linjen. Klipp og fukt en stripe med engangsviskere med lite lo omtrent 10 x 5 millimeter. Brett stripen og legg den under halspulsåren på det foreslåtte injeksjonsstedet.Dette vil støtte fartøyet under injeksjonen. På den vanlige halspulsåren rostral til det foreslåtte injeksjonsstedet, plasser en tredje ligering med en løs knute. Dette strammes først etter injeksjonen.Beveg cellesuspensjonen forsiktig og trekk 200 mikroliter cellesuspensjon inn i en insulinsprøyte med en 31-gauge nål. Legg sprøyten i sprøyteføreren som er koblet til en fotpedal som aktiveres. Fest en fin kanyle med en 31-gauge nål til sprøyten og prime linjen.Kontroller om halspulsåren er godt plassert og trykksatt. Ved hjelp av to finvinklede tang, den ene forsiktig spent på enden av den første ligaturen og den andre holder den 31-gauge nålen, stikk sakte nålen med skråkanten opp i blodkarets lumen, pass på at du ikke punkterer den. Sakte injisere 100 mikroliter cellesuspensjon fremstilt tidligere i den vanlige halspulsåren ved 10 mikroliter per sekund.Dette vil levere 2,5 ganger 10 til de femte cellene i blodkaret. Vellykket injeksjon kan visualiseres via rydding av blod fra karoten blodkar. Løft og stram forsiktig den løse ligaturen umiddelbart etter at nålen er trukket ut for å forhindre tilbakestrømning og blødning.Trim overflødige suturer og fjern stykket fuktede engangsviskere med lite lo. Bruk en P-200 pipette, skyll kirurgisk hulrom to ganger med 150 til 200 mikroliter sterilt vann eller saltvann. Etter å ha sjekket for blødninger, flytt bløtvevet, spyttkjertlene og huden over halspulsåren og luftrøret.Lukk hudlaget av snittet ved hjelp av en sutur nåleholder, tang og en absorberbar eller ikke-absorberbar 6-0 monofilament sutur i et kontinuerlig mønster. Injiser 50 mikrogram per kilo buprenorfin og ett milligram per kilo meloksikam via subkutan injeksjon som postoperativ smertelindring. Flytt dyret til et varmt og rent bur for å gjenopprette fra anestesi.Lektin ble injisert i musens felles halspulsåre med eller uten ekstern halspulsåresligering. Reduksjon i lektin ble observert i kinnvevet når arteria carotis ekstern carotis var ligert. Resultatene viste at ligasjonen ikke påvirket hjernens levering.Tumorprogresjon ble overvåket ved hjelp av den luciferase-uttrykkende, HER2-forsterkede brystkreftcellelinjen. BT474 hjernemetastasemodell viste en økning i bioluminescerende signaler fra uke fem etter intern carotisinjeksjon og vokste gradvis deretter. Fra uke fem til åtte indikerte heterogen signalintensitet en intrakraniell tumor med kompleks væskeperfusjon.Gadoliniumkonsentrasjonen i tumorområdet økte da den lekket fra blodsirkulasjonen til tumorvev. Akkumuleringen av nanomedisin og hjernemetastaser ble bekreftet i BT-474-musene ved høyere nanomedisinnivåer oppdaget i tumorområdet sammenlignet med de ikke-involverte hjernegruppene. Etter hvert som BT-474 hjernemetastasemodellen utviklet seg, begynte dyrene å miste opptil 20% kroppsvekt, noe som gjorde median overlevelsestid ni uker etter injeksjonen.Histologiske resultater viste at svulstene var lokalisert ensidig, tilsvarende stedet for carotisinjeksjon der svulstene for det meste fremsto som solide, ensomme masser. Lommer med tomme rom ble ofte observert og besto av nekrotiske celler, mens mindre utvekster også var tilstede hos noen dyr. Det viktigste å huske når du prøver protokollen, er å forberede og plassere halspulsåren riktig før du setter inn nålen, og deretter å påføre riktig spenning under innsetting av nålen.Denne modellen er nyttig for forskere som utforsker legemiddellevering til hjernen og effekten av de nye terapiene for behandling av hjernemetastase.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliaca Injection for effektiv og selektiv Modellering av Mikroskopisk Bone Metastase

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

En Portal Vein Injection modell for å studere levermetastaser fra brystkreft

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotid Cancer Cell Injection å produsere mus modeller av hjernemetastaser

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland

Modellering brystkreft via en intraductal injeksjon av grobunn-uttrykker Adenovirus inn i mus bryst kjertel

Breast cancer is a heterogeneous disease, possibly due to complex interactions between different cells of origins and oncogenic events. Mouse models are ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Mikromanipulering av sirkulerende tumor celler for nedstrøms molekylær analyse og metastatisk potensiell vurdering

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Patologisk analyse av lungemetastase etter lateral hale-vene injeksjon av tumorceller

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Modellering av hjernemetastaser gjennom intrakraniell injeksjon og magnetisk resonansavbildning

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Modellering av primære beintumorer og benmetastase med implantasjon av solid tumortransplantat i bein

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modellering av hjernemetastase via hale-vene-injeksjon av inflammatoriske brystkreftceller

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Portal vene injeksjon av kolorektal kreft organoider for å studere levermetastase Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...