Name: modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells
Uploaded: 2022-08-02T15:00:00
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Esta investigación fue financiada por el Consejo Nacional Australiano de Salud e Investigación Médica (NHMRC), número de subvención APP1162560. ML fue financiado por una beca de investigación de posgrado de la UQ. Nos gustaría agradecer a todos los que ayudaron con la cría de animales y las imágenes in vivo de los animales. Agradecemos al Royal Brisbane and Women's Hospital por donar alícuotas de circonio para este estudio.

Todos los estudios se realizaron dentro de las directrices del Comité de Ética Animal de la Universidad de Queensland (UQCCR/186/19) y el Código Australiano para el Cuidado y Uso de Animales con Fines Científicos.
1. Preparación de células cancerosas para inyección
NOTA: En este estudio, se utilizó la línea celular de cáncer de mama humano, BT-474 (BT474). BT474 se cultivó en medio de crecimiento completo que comprende RPMI 1640 medio suple...

La metástasis cerebral es un proceso complejo de células cancerosas que se propagan desde su sitio primario hasta el cerebro. Existen diferentes modelos animales que reflejan ciertas etapas de este proceso de múltiples pasos y existen consideraciones fisiológicas y prácticas para diseñar estudios de metástasis preclínicas41,42. La mayoría de los estudios publicados que investigan el uso de la nanomedicina para el tratamiento de la metástasis cerebral ha...

La metástasis cerebral es una neoplasia maligna prevalente asociada a un pronóstico muy precario 1,2. El estándar de atención para los pacientes con metástasis cerebral es multimodal, consistiendo en neurocirugía, radioterapia cerebral completa y/o radiocirugía estereotáctica dependiendo del estado general de salud de los pacientes, la carga de enfermedad extracraneal y el número y localización de tumores en el cerebro 3,4. Los pacientes con hasta tres lesiones intracraneales son elegibles para resección quirúrgica o radiocirugía estereotáctica, mientras que la radioterapia de todo el cerebro se recomienda para pacientes con lesiones múltiples para evitar el riesgo de infección relacionada con la cirugía y edema5. Sin embargo, la radioterapia cerebral completa puede infligir daño a las estructuras cerebrales radiosensibles, contribuyendo a una mala calidad de vida6.
La terapia sistémica es una alternativa no invasiva y un abordaje lógico para tratar a los pacientes con lesiones múltiples7. Sin embargo, es menos considerado debido a la noción de larga data de que las terapias sistémicas tienen poca eficacia, ya que la administración pasiva de fármacos citotóxicos a través del torrente sanguíneo no puede alcanzar niveles terapéuticos en el cerebro sin el riesgo de toxicidad insegura8. Este paradigma está empezando a cambiar con la terapia sistémica recientemente aprobada por la Administración de Alimentos y Medicamentos de los Estados Unidos (FDA) (tucatinib con trastuzumab y capecitabina indicada para la metástasis cerebral metastásica del cáncer de mama HER2+)9,10,11,12 y la actualización en las guías de tratamiento para incluir la consideración de opciones de terapia sistémica para pacientes con metástasis cerebral13,14.
En este contexto, los desarrollos en el campo de la terapia molecular dirigida, la inmunoterapia y los sistemas alternativos de administración de fármacos, como un portador de nanofármacos dirigido, pueden superar potencialmente los desafíos del tratamiento de metástasis cerebral15,16,17,18. Además, también se están investigando enfoques químicos y mecánicos para mejorar la administración de fármacos a través de la permeabilización de la barrera cerebro-tumor19,20. Para estudiar y optimizar tales enfoques para que sean adecuados para su propósito, es crucial utilizar modelos preclínicos que no solo reflejen la compleja fisiología de la metástasis cerebral, sino que también permitan un análisis objetivo de la respuesta intracraneal al fármaco.
En términos generales, los enfoques actuales para modelar la metástasis cerebral in vivo implican la inyección intracardíaca (ventrículo izquierdo), intravenosa (generalmente vena de la cola), intracraneal o intracarotídea (arteria carótida común) de células cancerosas en ratones 21,22,23,24,25,26,27 . Además de las estrategias de injerto tumoral, los modelos de ratón genéticamente modificados donde la formación de tumores se desencadena por la eliminación de genes supresores de tumores o la activación de oncogenes son útiles para el modelado tumoral. Sin embargo, solo unos pocos modelos de ratones genéticamente modificados producen tumores secundarios y aún menos que producen metástasis cerebrales de manera confiable28,29,30.
Los métodos de injerto como la inyección intracardíaca (ventrículo izquierdo) e intravenosa (generalmente vena de la cola) imitan la diseminación sistémica del cáncer. Estos modelos típicamente producen lesiones en múltiples órganos (por ejemplo, cerebro, pulmones, hígado, riñones, bazo) dependiendo del lecho capilar que atrapa la mayoría de las células tumorales durante su "primer paso" circulatorio31. Sin embargo, las tasas inconsistentes de injerto cerebral requerirán más animales para lograr el tamaño de muestra para el poder estadístico deseado. El número de células tumorales que eventualmente se establecen en el cerebro a través de estos métodos de inyección intracardíaca e intravenosa es variable. Por lo tanto, la carga tumoral de metástasis cerebral puede variar entre animales y la diferencia en la progresión puede hacer que la estandarización de la línea de tiempo experimental y la interpretación de los resultados sea un desafío. La carga tumoral extracraneal puede conducir a una mortalidad por metástasis no cerebral, lo que hace que estos modelos no sean adecuados para evaluar la eficacia intracraneal. Las líneas celulares cerebro-trópico se han establecido utilizando procesos de selección clonal artificial para reducir el establecimiento extracraneal, pero las tasas de toma han sido inconsistentes, y el proceso de selección clonal puede reducir la heterogeneidad que normalmente se encuentra en los tumores humanos32.
Los métodos de injerto específicos del cerebro, como la inyección intracraneal e intracarotídea, permiten un modelado de metástasis cerebrales más consistente y eficiente. En el método intracraneal33, las células cancerosas se inyectan típicamente en la corteza cerebral frontal, lo que genera un crecimiento tumoral rápido y reproducible con baja afectación sistémica. Si bien el procedimiento es bien tolerado con baja mortalidad33, las advertencias son que es un enfoque relativamente crudo que introduce rápidamente un bolo (localizado) de células en el cerebro y no modela la patogénesis temprana de la metástasis cerebral. La aguja daña la vasculatura del tejido cerebral, lo que luego causa inflamación localizada 5,34. Por experiencia, hay una tendencia a que la inyección de células tumorales fluya durante la extracción de la aguja, lo que lleva a la afectación leptomeníngea. Alternativamente, el método intracarotídeo entrega células en la arteria carótida común con microvasculatura cerebral como el primer lecho capilar que se encontró, modelando la supervivencia en circulación, extravasación y colonización24. De acuerdo con otros25, nuestra experiencia con este método encontró que puede resultar en tumores faciales debido a la entrega no intencional de células cancerosas a través de la arteria carótida externa a los lechos capilares en estos tejidos (datos no publicados). Es posible prevenir los tumores faciales ligando primero la arteria carótida externa antes de la inyección de la arteria carótida común (Figura 1). En el resto del artículo, este método se conoce como la "inyección de la arteria carótida interna". Por experiencia, el método de inyección de la arteria carótida interna genera consistentemente metástasis cerebrales con muy pocos eventos sistémicos y ha tenido éxito en la generación de modelos de metástasis cerebral de diferentes cánceres primarios (por ejemplo, melanoma, cáncer de mama y de pulmón) (Figura 1). Las desventajas son que es técnicamente desafiante, requiere mucho tiempo, es invasivo y requiere una optimización cuidadosa del número de células y una línea de tiempo de monitoreo. En resumen, los métodos de inyección intracraneal y de la arteria carótida interna producen modelos de ratón adecuados para evaluar el impacto terapéutico en el beneficio de supervivencia relacionado con el tumor cerebral.
Este protocolo describe el método de inyección de la arteria carótida interna para producir un modelo de ratón de metástasis cerebral casi sin afectación sistémica y, por lo tanto, adecuado para la evaluación preclínica de la distribución del fármaco y la eficacia de la terapéutica experimental.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64216/64216fig01.jpg"> Figura 1: Representación esquemática del protocolo de inyección de la arteria carótida interna para metástasis cerebral. La inyección de la arteria carótida interna con ligadura de la arteria carótida externa puede producir de manera confiable un modelo de metástasis cerebral de varios cánceres primarios. En este protocolo, se colocan tres ligaduras en la arteria carótida (anotadas como L1-L3 en la figura). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64216/64216fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>100&#181;m cell strainer</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CLS431752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G Microlance needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>23748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>31G Ultra-Fine II insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>326103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T67A-SS</td>
			<td>Fine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal heat mat</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic and antimycotic</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>15240062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave bags</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BT-474 (HTB-20) breast cancer cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (TEMGESIC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Countess cell counter</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10227</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diet-76A</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>72-07-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissection microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear puncher</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric clippers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine angled forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>DEF11063-07</td>
			<td>Angled 45&#176;, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100in</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-06419-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s Balanced Salt Solution without calcium and magnesium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>14170120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogel</td>
			<td>ClearH2O</td>
			<td>70-01-5022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes Low lint disposable wipers</td>
			<td>Kimberly Clark- Kimwipes</td>
			<td>Z188964</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mashed mouse chow</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam (METACAM)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nose cone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fashioned out of a microfuge tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g)</td>
			<td>&#160;Bausch and lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine solution</td>
			<td>Betadine</td>
			<td>2505692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPE (glove, mask, gown, hairnet)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Retractors</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SURGI-5001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 Media</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>11875093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cm</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ-640G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile normal saline</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>TM4469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sticky tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical board</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A chopping board wrapped with autoclavable bag.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T104</td>
			<td>Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture forcep/ Curved Brophy forceps</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>T113C</td>
			<td>Curved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)</td>
			<td>Proscitech</td>
			<td>TC1322-180</td>
			<td>length 190 mm, ratchet clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>UMP3-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 tissue culture flask</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>156499</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trigene II surface disinfectant</td>
			<td>Ceva</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue and Cell Counting Chamber Slides</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>C10228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express dissociating medium</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>12605010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling brain metastasis by internal carotid artery injection of cancer cells

La metástasis cerebral es una causa de morbilidad y mortalidad graves en pacientes con cáncer. Los aspectos críticos de las enfermedades metastásicas, como el microambiente neural complejo y la interacción de las células del estroma, no pueden replicarse completamente con ensayos in vitro ; Por lo tanto, los modelos animales son críticos para investigar y comprender los efectos de la intervención terapéutica. Sin embargo, la mayoría de los métodos de xenoinjerto de tumores cerebrales no producen metástasis cerebrales consistentes en términos del marco de tiempo y la carga tumoral. Los modelos de metástasis cerebral generados por la inyección intracardíaca de células cancerosas pueden dar lugar a una carga tumoral extracraneal no intencional y dar lugar a morbilidad y mortalidad metastásicas no cerebrales. Aunque la inyección intracraneal de células cancerosas puede limitar la formación de tumores extracraneales, tiene varias advertencias, como que las células inyectadas con frecuencia forman una masa tumoral singular en el sitio de inyección, alta afectación leptomeníngea y daño a la vasculatura cerebral durante la penetración de la aguja. Este protocolo describe un modelo de ratón de metástasis cerebral generada por inyección de arteria carótida interna. Este método produce tumores intracraneales de forma consistente sin la participación de otros órganos, lo que permite la evaluación de agentes terapéuticos para la metástasis cerebral.

Comparación de la inyección de la arteria carótida común con o sin ligadura de la arteria carótida externa Cuando se inyectaron células cancerosas a través de la arteria carótida común sin ligar primero la arteria carótida externa24, se encontraron tumores faciales en 77,8% de los ratones injertados (n = 7/9 animales). Un ejemplo de tumor facial se ilustra en la Figura Suplementaria 3. El método descrito en este protocolo previene l...

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Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

La metástasis cerebral es una causa de morbilidad y mortalidad graves en pacientes con cáncer. La mayoría de los modelos de ratón con metástasis cerebral se complican con metástasis sistémicas que confunden el análisis de la mortalidad y los resultados de la intervención terapéutica. Aquí se presenta un protocolo para la inyección carótida interna de células cancerosas que produce tumores intracraneales consistentes con tumores sistémicos mínimos.

Modelado de metástasis cerebrales mediante inyección de células cancerosas en la arteria carótida interna

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Entonces, ¿por qué es importante este protocolo? Bueno, las metástasis cerebrales son muy difíciles de tratar y este protocolo produce un modelo de ratón clínicamente relevante con tumores extracraneales mínimos. Esta técnica permite un análisis objetivo de la distribución del fármaco y la respuesta de los tumores intracraneales.La principal ventaja de esta técnica es que el modelo es altamente reproducible y las metástasis cerebrales se desarrollan en un tiempo relativamente corto después de la inyección. La progresión de la enfermedad es similar entre los animales, lo que facilita a los investigadores estandarizar los experimentos, los plazos de tratamiento y los puntos finales. Mi consejo para los principiantes es practicar el uso de la pinza y la jeringa mientras miran a través del microscopio de disección, familiarizarse con los puntos de referencia anatómicos alrededor del cuello y practicar el protocolo en presencia de un veterinario.Comience sembrando células cancerosas BT-474 a una densidad de siembra de dos veces 10 a las seis células en un matraz T-75 utilizando 10 mililitros de medios de crecimiento completos y cultivo hasta que las células alcancen una confluencia de 70 a 80% antes de la inyección. El día de la inyección, deseche los medios de crecimiento y lave la monocapa celular con PBS dos veces y agregue cinco mililitros de reactivo de disociación de cultivo celular precalentado. Incubar a 37 grados centígrados durante cinco minutos o hasta que las células se hayan desprendido.Después de cinco minutos, retire el matraz de la incubadora y golpee suavemente para ayudar a la separación de células. Agregue cinco mililitros de medios de crecimiento completos que contengan 10% de FBS para apagar la actividad del reactivo de disociación. Resuspenda suavemente las células en la solución pipeteando para reducir los grupos celulares.Transfiera la suspensión celular a un tubo de 50 mililitros y centrifugar a 180 G durante tres minutos a temperatura ambiente. Decantar el sobrenadante y resuspender el pellet celular en 10 mililitros de HBSSS sin calcio y magnesio para minimizar la aglutinación celular. Centrifugar la suspensión celular a 180 G durante tres minutos a temperatura ambiente Decantar el sobrenadante para eliminar el suero residual o el reactivo de disociación y resuspender el pellet celular en tres mililitros de HBSS.Coloque un colador de células de 100 micrómetros en un tubo cónico fresco de 50 mililitros y pase la suspensión celular para eliminar los grupos de células. Calcule el número de células viables usando azul de tripano y diluya la suspensión celular con HBSS a una concentración celular de 2.5 veces 10 a seis células por mililitro. Mantenga el tubo horizontal sobre hielo y balancee suavemente el tubo periódicamente para minimizar la formación de grumos.La suspensión celular se puede almacenar en hielo durante un máximo de seis horas. Ratón perforador de orejas para identificar y usar cortapelos eléctricos para afeitar el pelaje de la región del cuello. Limpie el exceso de vello de la piel expuesta con cinta adhesiva.Aplique lubricante ocular en los ojos para evitar que se sequen. Asegure el ratón suavemente enganchando los dientes incisivos superiores con hilo pegado a la placa quirúrgica, seguido de cinta adhesiva en las patas delanteras y traseras. Este paso extiende el cuerpo y mantiene el cuello recto durante el procedimiento.Para la preparación preoperatoria de la piel, limpie el cuello con un antiséptico tópico como povidona yodada para reducir la carga de microflora de la piel y eliminar el vello suelto. Limpie desde el centro de la piel, trabajando hacia afuera para evitar la recontaminación del sitio de la incisión. Repita el proceso utilizando etanol al 70% y realice tres rondas alternas de yodo y etanol para la desinfección.Verifique el reflejo a través de la prueba de pellizco para asegurar la muerte de la anestesia antes de continuar el procedimiento. Coloque una cortina quirúrgica estéril sobre el animal. Bajo el microscopio de disección, haga una incisión vertical de 15 milímetros a lo largo de la línea media en la región del cuello del ratón con tijeras, comenzando desde cinco milímetros por debajo de la mandíbula hasta la entrada torácica.Usando dos pares de pinzas en ángulo, separe la piel y las glándulas salivales subyacentes y aplique retractores para mantener la tráquea expuesta. Usando dos pares de pinzas en ángulo fino, disecciona sin rodeos el músculo y el tejido graso adyacente a la tráquea para exponer la vaina carotídea derecha. La vaina carotídea es la capa fibrosa que cubre la arteria carótida común, la vena y el nervio vago, y este haz puede ser visualizado por la arteria carótida común de color rojo brillante.Despejar un segmento de la arteria carótida común caudal a la bifurcación carotídea de la fascia circundante y separarla del nervio vago y las venas. Aísle y elimine la bifurcación carotídea de los nervios y la fascia circundantes. Coloque fórceps finos debajo de la arteria carótida externa y pase una sutura de seda 5-0 debajo de la arteria.Anude y apriete la sutura y corte el exceso de línea. Coloque fórceps finos debajo de la arteria carótida común y pase una sutura de seda 5-0 debajo de la arteria. Ate un nudo y apriete la sutura en una posición proximal al sitio de inyección propuesto.Cortar el exceso de sutura, dejando unos 10 milímetros de la línea. Corte y humedezca una tira de limpiaparabrisas desechables de pelusa baja de unos 10 por 5 milímetros. Doble la tira y colóquela debajo de la arteria carótida en el sitio de inyección propuesto.Esto apoyará el vaso durante la inyección. En la arteria carótida común rostral al sitio de inyección propuesto, coloque una tercera ligadura con un nudo suelto. Esto se aprieta solo después de la inyección.Agite suavemente la suspensión celular y extraiga 200 microlitros de suspensión celular en una jeringa de insulina con una aguja de calibre 31. Cargue la jeringa en el controlador de la jeringa conectado a un pedal de activación. Coloque una cánula fina con una aguja de calibre 31 en la jeringa y prepare la línea.Compruebe si la arteria carótida está bien posicionada y presurizada. Usando dos pinzas de ángulo fino, una tensando suavemente el extremo de la primera ligadura y la otra sosteniendo la aguja de calibre 31, inserte lentamente la aguja con el bisel hacia arriba en la luz del vaso sanguíneo, teniendo cuidado de no perforarla. Inyecte lentamente 100 microlitros de suspensión celular preparada anteriormente en la arteria carótida común a 10 microlitros por segundo.Esto entregará 2.5 veces 10 a la quinta célula en el vaso sanguíneo. La inyección exitosa se puede visualizar a través de la limpieza de sangre del vaso sanguíneo carotídeo. Levante y apriete suavemente la ligadura suelta inmediatamente después de retirar la aguja para evitar el reflujo y el sangrado.Recorte el exceso de suturas y retire la pieza de limpiaparabrisas desechables humedecidos de baja pelusa. Con una pipeta P-200, enjuague la cavidad quirúrgica dos veces con 150 a 200 microlitros de agua estéril o solución salina. Después de verificar si hay hemorragias, vuelva a colocar el tejido blando, las glándulas salivales y la piel sobre la arteria carótida y la tráquea.Cierre la capa de piel de la incisión con un soporte de aguja de sutura, fórceps y una sutura de monofilamento 6-0 absorbible o no absorbible en un patrón continuo. Inyecte 50 microgramos por kilogramo de buprenorfina y un miligramo por kilogramo de meloxicam mediante inyección subcutánea como alivio del dolor postquirúrgico. Mueva al animal a una jaula cálida y limpia para recuperarse de la anestesia.La lectina se inyectó en la arteria carótida común de los ratones con o sin ligadura de la arteria carótida externa. Se observó una reducción en la lectina en los tejidos de las mejillas cuando se ligaba la arteria carótida externa. Los resultados mostraron que la ligadura no afectó la entrega cerebral.La progresión tumoral se monitorizó utilizando la línea celular de cáncer de mama amplificada por HER2 que expresa luciferasa. El modelo de metástasis cerebral BT474 mostró un aumento en las señales bioluminiscentes a partir de la semana cinco después de la inyección carotídea interna y creció progresivamente a partir de entonces. De las semanas cinco a ocho, la intensidad heterogénea de la señal indicó un tumor intracraneal con perfusión de líquido complejo.La concentración de gadolinio dentro de la región del tumor aumentó a medida que se filtraba de la circulación sanguínea al tejido tumoral. La acumulación de nanomedicina y metástasis cerebrales se confirmó en los ratones BT-474 mediante niveles más altos de nanomedicina detectados en la región tumoral en comparación con las regiones cerebrales no afectadas. A medida que avanzaba el modelo de metástasis cerebral BT-474, los animales comenzaron a perder hasta un 20% de peso corporal, lo que hace que el tiempo medio de supervivencia sea de nueve semanas después de la inyección.Los resultados histológicos mostraron que los tumores se localizaron unilateralmente, coincidiendo con el sitio de inyección carotídea donde los tumores aparecieron principalmente como masas sólidas y solitarias. Con frecuencia se observaron bolsas de espacios vacíos y consistían en células necróticas, mientras que las excrecencias más pequeñas también estaban presentes en algunos animales. Lo más importante que debe recordar al intentar el protocolo es preparar y colocar la arteria carótida correctamente antes de insertar la aguja, y luego aplicar la tensión adecuada durante la inserción de la aguja.Este modelo es útil para los investigadores que exploran la administración de fármacos al cerebro y la eficacia de la nueva terapéutica para el tratamiento de la metástasis cerebral.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-ilíaca Arteria inyección de Modelamiento eficiente y selectiva de microscópico metástasis en los huesos

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

Investigación

Investigación sobre el cáncer

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Una inyección Modelo vena porta del hígado para estudiar la metástasis del cáncer de mama

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Intracarotídea inyección de las células del cáncer para Producción de ratón Modelos de metástasis cerebral

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Modeling Breast Cancer via an Intraductal Injection of Cre-expressing Adenovirus into the Mouse Mammary Gland

Modelar el cáncer de mama a través de una inyección intraductal de Adenovirus C-expreso en la Glándula Mamaria del Ratón

Breast cancer is a heterogeneous disease, possibly due to complex interactions between different cells of origins and oncogenic events. Mouse models are ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Micromanipulación de células tumorales circulantes para análisis molecular descendente y evaluación potencial metastásica

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Análisis patológico de metástasis pulmonares después de la inyección lateral de células tumorales en la vena de la cola

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Modelado de metástasis cerebrales a través de inyección intracraneal e imágenes de resonancia magnética

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Modelado de tumores óseos primarios y metástasis óseas con implantación de injerto de tumor sólido en hueso

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Modelado de metástasis cerebral mediante inyección en la vena de cola de células inflamatorias de cáncer de mama

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Inyección en la vena porta de organoides de cáncer colorrectal para estudiar la metástasis hepática del estroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...